Исследование дофамина как молекулярного инструмента для визуализации и количественной оценки содержания Г-актина в клетках

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Цитохимическая визуализация методом Фалька катехоламинов в клетках после воздействия дофамина выявила многократное усиление интенсивности флуоресценции их цитозоля. Установлено, что субстратом флуоресценции являются вновь образованные нити актодофаминового комплекса. В связи со стехиометрическим соотношением дофамин/актин в актодофаминовом комплексе, интенсивность его флуоресценции указывает… Читать ещё >

Содержание

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. 1. Дофаминовые рецепторы 7 1.1.1. Локализация дофаминовых рецеторов
- 1. 2. Актин: глобулярная и фибриллярная формы
  - 1. 2. 1. Динамика актина в клетке
  - 1. 2. 2. Ядерный актин
- 1. 3. Актин: содержание катионов
- 1. 4. Полимеризация актина
  - 1. 4. 1. Скорость и степень полимеризации актина
  - 1. 4. 2. Актин связывающие белки
  - 1. 4. 3. Г-актин связывающие белки
  - 1. 4. 4. Влияние цитохалазинов и фаллоидина на полимеризацию актина
- 1. 5. Цитоскелет трансформированной клетки
- 1. 6. Существующие микроскопичесике подходы для визуализации актина
ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 45 Объекты исследования
- 2. 1. Изучение взаимодействия Г-актина с дофамином in vitro
- 2. 2. Культивирование клеток in vitro и оценка их выживаемости
- 2. 3. Культивирование in vivo клеток асцитной карциномы Эрлиха
- 2. 4. Морфологические исследования культур клеток
- 2. 5. Цитохимическая визуализация ДА внутри клеток
- 2. 6. Деполимеризация актина под действием цитохолазина В и глутамата
- 2. 7. Взаимодействие дофамина с выделенным Г-актином в модельных экспериментах
ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

5, а в гене D4 — 3 (гены человека) (Grandy et al., 1989- Sokoloff et al., 1990- Van et al., 1991). Известно, что рецепторы D2 и D3 существуют в нескольких формах, что является результатом альтернативного сплайсинга их пре-мРНК (Giros et al., 1989- Monsma et al., 1989- Giros et al., 1991). Структурно D2-подобные рецепторы отличаются тем, что их С-концевые домены в 7 раз короче, чем у Dl-подобных рецепторов (Rondou et al., 2010).

Предполагается наличие рецепторов D6 и D7, но их существование пока не доказано.

Альтернативная классификация, предложенная в 1983 (Goldberg, Kohli, 1983), подразделяет рецепторы по их эффектам: активация рецепторов группы DA1 вызывает релаксацию мышц и расширение сосудов- для этих рецепторов (Я)-сульпирид является сильным антагонистом, апоморфин — слабым агонистом, а домперидон на них не действует. Активация DA2 рецепторов ингибирует действие норадреналина, апоморфин — их сильный агонист, а сильные антагонисты — (З)-сульпирид и домперидон. Дофаминовые рецепторы центральной нервной системы, по-видимому, относятся к этому классу (Альберт, 1989).

1.1.1. ЛОКАЛИЗАЦИЯ ДОФАМИНОВЫХ РЕЦЕПТОРОВ Дофаминовые рецепторы присутствуют как в центральной нервной системе, так в периферических органа. Относительная доля дофаминергических нейронов в головном мозге невелика (менее 1/100 000 всех нейронов) (Rondou et al., 2010). Эти нейроны формируют несколько основных дофаминергических путей: нигростриарный, мезолимбический, мезокортикальный и тубероинфундибулярный (Missale et al., 1998).

Дофаминовый рецептор D1 является самым широко распространённым дофаминовым рецептором в головном мозге, он синтезируется в большем количестве чем другие рецепторы. Он обнаруживается в высокой концентрации в нигростриарном, мезолимбическом и мезокортикальном путях, а именно в лобных долях, полосатом теле, чёрной субстанции, прилежащем ядре, обонятельном бугорке и миндалевидном теле. Также в меньшей концентрации он присутствует в гиппокампе, мозжечке, таламической и гипоталамической областях (Fremeau et al., 1991- Weiner et al, 1991- Hurd et al., 2001- I-Iuang et al, 1992).

Рецептор D2 в высокой концентрации присутствует в полосатом теле, обонятельном бугорке, прилежащем ядре, чёрной субстанции, гипоталамусе, вентральной области покрышки и миндалевидном теле, то есть примерно в тех же участках мозга, где обнаруживается и рецептор Dl (Meador-Woodruff et al, 1989- Le Moine et al, 1990- Missale et al, 1998). Тем не менее, дополнительные исследования помогли установить, что только 5—15% проекционных нейронов дорсальной части полосатого тела экспрессируют оба рецептора одновременно. Остальные нейроны могут быть разделены на две группы, в зависимости от того, какой из рецепторов они содержат (Beaulieu, Gainetdinov, 2011).

Рецептор D3 имеет более узкий профиль распространения, чем рецепторы, описанные выше. В наибольшей концентрации он присутствует в прилежащем ядре, обонятельном бугорке и островках Калеха. В существенно более низких концентрациях рецептор D3 обнаруживается в компактной части чёрной субстанции, вентральной области покрышки и мозжечке (Bouthenet et al, 1991- Le Moine, Bloch, 1996- Lovesque et al, 1992).

Уровень экспрессии рецептора D4 в мозге существенно ниже, чем рецептора D2. Доказано, что рецептор D4 присутствует в коре больших полушарий, гиппокампе, полосатом и миндалевидном телах (Rondou et al, 2010).

Рецептор D5 синтезируется в небольшом количестве в разных участках мозга: в пирамидальных нейронах префронтальной коры, поясной коре, энторинальной коре, чёрной субстанции, зубчатой извилине, гиппокампе и гипоталамусе (Beaulieu, Gainetdinov, 2011).

Все пять типов рецепторов дофамина встречаются и за пределами головного мозга. Так рецепторы Dl, D2 и D4 были обнаружены в сетчатке, а рецептор D2 — в гипофизе (Goldman, Kebabian, 1984- Cohen et al., 1992- Titeler et al., 1981). Дофаминовые рецепторы синтезируются в разных пропорциях в клетках почек, надпочечников, симпатических ганглиев, кровеносных сосудов, сердца и пищеварительного тракта (Beaulieu, Gainetdinov, 2011).

Изменение дофаминергической функции отмечается в ряде нейрологических и психических расстройств, а сами рецепторы являются мишенями для множества лекарственных препаратов. Подавляющее большинство антипсихотиков — антагонисты рецепторов дофамина, а психостимуляторы зачастую косвенно их активируют.

На данный момент получены свидетельства того, что помимо специфического взаимодействия с рецепторами, нейротрансмиттеры способны оказывать неспецифическое влияние на клетку.

1.2. АКТИН: ГЛОБУЛЯРНАЯ И ФИБРИЛЯРНАЯ ФОРМЫ Многие структуры цитоскелета могут легко разрушаться и вновь возникать, меняя свое расположение или морфологию. В основе этих особенностей цитоскелета лежат реакции полимеризации-деполимеризации основных структурных цитоскелетных белков и их взаимодействие с другими белками, как структурными, так и регуляторными.

Цитоплазма эукариотических клеток пронизана трехмерной сеткой из белковых нитей (филаментов), формируемых цитоскелет. В зависимости от диаметра филаменты разделяются на три группы: микротрубочки (около 25 нм), промежуточные волокна (около 10 нм) и микрофиламенты (около 7 нм). Все эти волокна представляют собой полимеры, состоящие из субъединиц особых глобулярных белков. Микрофиламенты (актиновые нити) состоят из актина — белка, наиболее распространенного в эукариотических клетках (1015% сухого веса).

Актин — главный компонент системы микрофиламентов клетки

Sheterline et al., 1998- Pollard et al., 2000). Он обнаружен практически во всех типах клеток эукариотов и может составлять более 20% от всего клеточного белка (Cooper, 1991- Korn, 1982).

С актиновыми структурами цитоскелета связано поддержание формы, движение и делении клеток, эндо- и экзоцитоз, передача медиаторов и гормонов, свертывание крови, а также процессы, происходящие в эмбриогенезе (Крутецкая и др, 2003- Павлик JI.JI. 2004- Kopec C.D., 2006- Nishita M., 2006- Goetze В., 2006- Bestman J.E., 2008- Bressloff P.C., 2009Pollard Cooper, 1976- Egea et al., 2006- Malacombe et al., 2006). Предполагается участие цитоскелета в регуляции активности ионных каналов (Negulyaev et al., 1996, 2000- Shumilina et al.- Mazzocci et al., 2006), передаче внутриклеточного сигнала в геном (DeLanerolle, Cole, 2002), транспорте мРНК и транскрипции (Bassell, Singer, 1997- Grummt, 2006- Mirales, Visa- Percipalle, Visa, 2006), в передаче медиаторов (Rosenmund, Westbrook, 1993- Prekeris et al., 1996- Dillon, Goda, 2005) и регуляции активности ферментов (Su et al., 2005). Характерной осебенностью актиновых структур цитоскелета является их динамичность. В отличие от актиновых нитей стабильного сократительного аппарата скелетных мышц, образующихся однократно, микрофиламенты цитоскелета способны собираться и разбираться в зависимости от физиологического состояния клетки. Наиболее ярко это проявляется при распластывании клетки на субстрате (Moreau, Way, 1999- Small et al., 1999- Borisi, Svitkina 2000- Faix, Rottner, 2006), в акросомальной реакции сперматозоидов (Tilney et al., 1973, 1983), при перемещении патогенных бактерий внутри клетки (Cossart, Sansonetti 2004). Нарушение процессов сборки и разборки актиновых структур приводит к нарушению нормальной жизнедеятельности клетки, в том числе к её опухолевой трансформации (Janmey, Chaponnier, 1995- Prasad, 2005- Yamaguchi, Condeelis, 2007).

По существу, актин — количественно превалирующий белок во многих типах клеток. Часть актина в немышечных клетках полимеризуется с образованием микрофиламентов, напоминающих тонкие нити мышечного

Большинство актинов (существует несколько изомеров актина, наиболее распространены а-, р- и у-изомеры состоит из 375 аминокислотных остатков, в том числе одного остатка необычной аминокислоты — 3-метилгистидина (His68), который образуется посттрансляционно. При анализе аминокислотной последовательности актина обращает на себя внимание большое количество отрицательно заряженных групп, особенно на N-конце цепи. Так, из пяти N-концевых аминокислотных остатков четыре содержат в боковых цепях карбоксильные группы, а среди первых 25 аминокислотных остатков отрицательно заряжены 7. Различия в аминокислотной последовательности у разных актинов, как в пределах одного вида, так и межвидовые, крайне незначительны. Они составляют не более 25 аминокислотных замен. Таким образом, актин является одним из наиболее консервативных белков в эволюции эукариотов (Bershadsky et al., 1988), ещё более консервативным, чем гистон Н4 (Vandekerckhove, Weber, 1984).

Структурные исследования актиновой молекулы показали, что Г-актин представляет собой глобулярный белок слегка вытянутой формы с линейными размерами 5,5×5,5×3,5 нм. (Smith et al., 1983). Трехмерная структура актина была определена для актина в комплексе с белками, предотвращающими его полимеризацию — ДНКазой I (Kabsch et al., 1990), гельзолином (McLaughlin et al., 1993- Robinson et al., 1999) и профилином (Schutt et al., 1993), а также для АДФ-актина, модифицированного тетраметилродамин-5-малемидом (Otterbein et al., 2001). По данным рентгеноструктурного анализа комплекса Г-актина с ДНКазой I, молекула актина состоит из двух доменов с глубокой выемкой между ними (рис. 2.). Как N-, так С-конец полипептидной цепи находятся в малом домене. Каждый домен состоит из двух субдоменов. Малый домен в свою очередь состоит из субдомена I (остатки 1−32, 70−144 и 338−372) и субдомена II (остатки 33−69), а большой домен — из субдомена III (остатки 145−180 и 270−337) и субдомена IV (остатки 181−269).

Элементами структуры малого домена являются пять ß--складчатых структур, окруженных пятью a-спиралями (в субдомене I), и три антипараллельных ß--складчатых листа с а-спиралыо, соединяющей концы двух ß--листов (в субдомене II). В субдомене III большого домена имеется пять ß--складчатых структур, окруженных тремя a-спиралями, в субдомене IV — два антипараллельных ?- слоя и четыре a-спирали. Домены разделены глубокой щелью. В щели между доменами расположены одна молекула АТФ (или АДФ) и прочно связанный двухвалентный катион Mg2+ (рис. 2). In vitro Mg обычно замещен на

Ca. Все четыре субдомена расположены относительно компактно и стабилизированы в основном солевыми мостиками и водородными связями с фосфатными группами нековалентно связанного аденин-нуклеотида и с двухвалентным катионом, локализованным в центре молекулы актина (Kabsch et al., 1990).

В условиях, близких к физиологическим, Mg форма актина значительно преобладает над Ca" формой, и мономерный актин имеет в качестве лиганда либо Mg-АТФ, либо Mg-АДФ (Carlier, Pantaloni, 1994).

Важным свойством мономерного актина является его способность к полимеризации с образованием линейного полимера — Ф-актина (Straub, 1942). Электронная микроскопия показывает, что актиновая нить представляет собой упорядоченную двухстартовую (двухтяжевую) спираль, каждый тяж которой является правосторонней спиралью с 13 молекулами актина на 6 поворотов вправо (то есть поворот молекулы актина составляет 166) и шагом 71,5 нм. Тяжи в свою очередь закручены один вокруг другого, образуя левую спираль с 13 молекулами актина на 6 левосторонних поворотов и с шагом 5,9 нм. Таким образом, большой домен каждой молекулы актина находится ближе к центру нити, а малый домен — на ее периферии (Egelman, 1985). В отличие от актина образованного in vivo длина нитей актина, заполимеризованного in vitro, колеблется от 0,2 до 10 — 15 мкм, причем распределение по длинам экспоненциально.

-)-конец

Рис. 2. Пространственная структура молекулы актина.

Показаны триптофановые остатки {красным), тирозиновые остатки {синим), катион Са2+ {желтым) и молекула АТФ {зеленым). 1,11,III и IV — субдомены актина (Поварова О.И. и др., 2005).

В 1990 году Holmes и др. путём совмещения атомной структуры актинового мономера с рентгенограммой ориентированных Ф-актиновых гелей была построена структурная модель актинового филамента с атомным разрешением. Согласно этой модели основное взаимодействие между мономерами актина вдоль двухстартовой спирали осуществляется за счет контакта между субдоменом IV одного мономера и субдоменом III лежащего выше мономера. В середине нить упакована неплотно. Контакты вдоль левой спирали образуются остатками 195 — 197 субдомена IV и остатками 110 — 112 субдомена I. Кроме того, петля одного тяжа (266 — 269), по-видимому, внедряется в гидрофобный карман, образованный остатками 166, 169, 171, 285, 289, 63 — 64 и 40 — 45 другого тяжа. Предполагается, что мономеры удерживаются в полимере благодаря образованию гидрофобного ядра между соседними субъединицами вдоль двухстартовой спирали, в которое вклинивается «шпилька», состоящая из остатков 269 — 272, принадлежащих мономерам другого тяжа. Кроме того, взаимодействие между мономерами может поддерживаться и солевыми мостиками. Существуют, вероятно, и водородные связи. Таким образом, в атомной модели актинового филамента 24 аминокислоты на субъединицу вовлечены в контакт внутри правосторонней спирали, и только 15 участвуют в более слабых контактах между двумя правыми спиралями. Максимальный диаметр такой модельной нити равен 90−95 ангстрем (Holmes et al., 1990).

Благодаря строго упорядоченному распределению асимметричных субъединиц внутри полимера, Ф-актин является полярной структурой.

Мономер актина, расположенный на одном конце филамента, будет контактировать с растворителем своими субдоменами I и III, а мономер актина, расположенный на противоположном конце филамента, будет контактировать с растворителем своими доменами II и IV. Конец актинового филамента, на котором находятся субдомены II и IV, называется острым или минус-концом филамента, а противоположный ему конец, на котором в контакте с растворителем находятся субдомены I и III, называют тупым или плюс-концом. Структурно различить концы актинового филамента можно с помощью субфрагментов мышечного миозина, содержащих головку миозиновой молекулы (Ishikawa et al., 1969- Moshkov et al., 1990). Декорированный S-l фрагментами миозина актиновый филамент образует характерные колосковые структуры: заострённый конец колоска соответствует минус-концу актинового филамента, а «оперенный» — плюс-концу.

1.2.1. ДИНАМИКА АКТИНА В КЛЕТКЕ Динамика микрофиламентов цитоскелета основана на двух фундаментальных свойствах актина. Первое — это способность к обратимой трансформации из глобулярного состояния (Г-актин) в полимер (Ф-актин) и обратно. Второе — это взаимодействие с актинсвязывающими белками, которые могут ускорять или ингибировать полимеризацию, фрагментировать актиновые нити или связывать их в пучки и прикреплять к клеточной мембране (Pantaloni et al. 2001- Dos Remedios et al., 2003- Pollard, Borisy, 2003-

Winder, Ayscough, 2005). Это означает, что динамика разных микрофиламентных структур в значительной степени определяется свойствами самого актина. Актин представлен в клетках разными изоформами. Миофибриллы скелетных мышц и сердца содержат аизоформы актина, микрофиламенты цитоскелета состоят из ?- и у-изоактинов

Vandekerckhove, Weber, 1978). Специфические изоформы актина обнаружены в гладких мышцах, тканях беспозвоночных животных, в растениях и одноклеточных организмах. В клетке поддерживается определенное соотношение между разными изоформами актина. Они компартментализованы, топографически разделены внутри цитозоля и, повидимому, выполняют разные задачи. Сопоставление данных о распределение изоформ актина в разных сократительных системах и разных частях клетки, с одной стороны, с данными о различиях в полимеризации изоактинов — с другой стороны, указывают на то, что свойства изоактинов соответствуют функциональным способностям тех сократительных систем, в которые они входят: мышечный а-актин способен к образованию более стабильных филаментов, в то время как филаменты ?- и у-актинов труднее образуются и легче диссоциируют (Khaitlina, 2001).

Активный край считается основной зоной полимеризации микрофиламентов в клетке. В настоящее время общепризнанной является теория постоянного тока, или круговорота актина в клетке между клеточным краем и эндоплазмой (Dunn G., 1980- Theriot J.A., Mitchison T.J., 1991).

Актиновая сеть формируется на клеточном крае движущейся клетки и перемещается центростремительно, в то время как деполимеризованный актин двигается в обратном направлении к краю клетки. Этот факт нашел свое подтверждение во многих экспериментальных моделях (Abercrombie et al., 1970- Fisher et al., 1988- Forscher et al., 1988- Theriot, Mitchison, 1991).

Активное движение вперед клеток также часто сопровождается центростремительным транспортом внутриклеточного содержимого, а также частиц, расположенных на поверхности клеток и связанных с актиновым цитоскелетом через мембранные гликопротеиновые рецепторы. В экспериментах по визуализации потока актина в клетке часто используют связанные с конканавалином микросферы диаметром 0.5 мкм (Kucik, 1991).

Частицы, спонтанно или при помощи лазерной ловушки прикрепленные к поверхности клетки, двигаются центростремительно. Скорость движения частиц коррелирует со скоростью центростремительного транспорта актинсодержащих структур в цитоплазме (Fisher et al., 1988). Подобное движение наблюдается только у клеток, способных к локомоции. Эти наблюдения показывают особую функциональную роль активного края ламеллы. Если частица прикреплена к какой-либо другой части ламеллы за пределами активного края, ее движение ограничивается медленным диффундированием на одном месте. Использование латексных частиц для исследования оказалось очень продуктивным, т.к. таким образом можно оценивать направление сил натяжения в актиновом цитоскелете, а также их изменения во время различных процессов, таких как, например, установление межклеточного контакта.

Хорошо известно, что мигрирующая или изменяющая форму клетка постоянно формирует различные динамичные структуры на своей поверхности. Так, культивируемые клетки часто образуют множество жёстких выступов плазматической мембраны толщиной около 0,1 мкм и длиной 5−10 мкм, называемых микрошипами. Более длинные микрошипы -филоподии — могут достигать в длину до 50 мкм. Тонкие пластинчатые выросты плазматической мембраны на поверхности клетки, достигающие толщины 200 нм и ширины 5−15 мкм (Small and Resch, 2005), называются ламеллоподиями и могут рассматриваться как двумерный вариант филоподии (Блиох, Смолянинов, 1977). Обе эти структуры образованы актиновыми филаментами, направленными своими «+" — концами к плазматической мембране (Svitkina et al, 2003).

Как правило, мигрирующая клетка имеет удлиненную поляризованную форму с плоским ведущим передним краем, адгезивным к субстрату, и стабильным задним краем. На активном крае формируются псевдоподии различных форм: от нитеобразных филоподии до плоских ламеллоподии. Все псевдоподии весьма подвижны и действуют подобно щупальцам, которыми клетка исследует окружающее пространство. Те псевдоподии, которые прикрепляются к субстрату, направляют клетку к этому наиболее адгезивному участку, а те, которым не удалось прикрепиться, перемещаются по верхней стороне клетки назад и там втягиваются. Этот процесс напоминает движение волн по поверхности в сторону, противоположную направлению перемещения клетки, и называется раффлингом (Блиох, Смолянинов, 1977- Small, 1988- Bray, White, 1988- Lee et al, 1994- Oliver et al, 1994).

В восьмидесятые годы рядом исследователей было показано, что молекулярный механизм описанной клеточной подвижности сводится к строго упорядоченной и регулируемой полимеризации актина в клетке. Так, было продемонстрировано, что движение ламеллоподии может быть парализовано цитохалазином, в то время как блокаторы микротрубочек не оказывали никакого эффекта на формирование псевдоподий и движение клетки (Malawista, De Boisfleury, 1982).

С использованием флуоресцентно-меченого актина было выяснено, что в ламеллоподии клетки происходит быстрый круговорот актина. При этом новые актиновые субъединицы встраиваются преимущественно в передний край ламеллоподии шириной менее 1 мкм, а затем перемещаются к её основанию, где имеет место деполимеризация филаментов (Wang 1985- Symons, Mitchison, 1991). Было показано, что большинство актиновых филаментов в ламеллоподии ориентировано своими плюс-концами по направлению к плазматической мембране клетки (Small et al., 1978), формируюч ортогональную сеть (Small et al. 1995), при этом градиент актина падает с конца к основанию ламеллоподии.

В 1996 году Александр Могильнер и George Oster предложили модель, позволяющую объяснить, каким образом вставочная полимеризация актина может создавать механическое усилие, толкающее вперёд ламеллоподию клеток эукариотов. Согласно этой модели, названной авторами «Elastic Brownian Ratchet», филаменты в ламеллоподии эукариотической клетки заякорены своими минус-концами в ортогональной актиновой сети, в то время как их свободные плюс-концы находятся в непосредственном контакте с поверхностью плазматической мембраны.

Вставочная полимеризация актина на быстро растущих плюс-концах филаментов становится возможной благодаря тепловым колебаниям актиновых филаментов, отклоняющихся от своего равновесного положения на углы, достаточные для вставки мономера актина в пространство между плюс-концом отклонившегося филамента и мембраной клетки. Обратное движение удлинившегося на один мономер филамента и создаёт механическое усилие, толкающее мембрану вперёд. Отсюда максимальная скорость движения ламеллоподии близка к скорости полимеризации актина на плюс-конце филаментов переднего края актиновой сети (Mogilner, Oster, 1996).

Таким образом, на сегодняшний день считается, что движение клеточной мембраны вперёд обусловлены процессом тредмиллинга, обеспечиваемым ростом актиновых филаментов на плюс-конце, организацией их в механически прочную сеть и последующей регулируемой разборкой филаментов на минус-конце (Wang, 1985). Типичная скорость тредмиллинга актина в клетке составляет около 5 мкм/мин (Symons, Mitchison, 1991), что на два порядка превышает скорость оборота чистого актина in vitro (Korn et al., 1987- Amann, Pollard, 2000). Этот факт является следствием того, что в клетке существуют механизмы контроля динамики актина, поддерживающие стационарную концентрацию мономеров на уровне, значительно превышающем критическую концентрацию чистого актина. Так, во многих клетках концентрация мономерного актина может доходить до 200 мкМ, что составляет 50% от всего актина клетки и превышает содержание актина in vitro (Korn et al., 1987).

1.2.2. ЯДЕРНЫЙ АКТИН Наличие и роль актина в ядре долгое время оставалась неясной. Однако после идентификации мономерного актина как ключевого компонента ремоделирующих хроматин-комплексов (Papoulas et al., 1998- Zhao et al.,

1998- Shen et al., 2000), a также обнаружения в ядре актиноподобных и актинсвязывающих белков (Blessing et al., 2004) ситуация изменилась.

Использование спецефических антител к определённым участкам молекулы актина позволило выявить различные, в том числе нетрадиционные, конформации ядерного актина (Gonsior, 1999- Schoenenberger et al., 2005-

Jockusch et al., 2006). Применяя несколько вариантов моноклональных антител, способных связываться с различными эпитопами (часть макромолекулы антигена, распознаваемая иммунной системой) молекулы актина (Milankov, De Boni, 1993- Gonsior et al., 1999), показало, что антитела по-разному распознают ядерный и цитоплазматический актин. В последнее время появляется все больше публикаций, свидетельствующих о том, что актин в ядре существует не только в виде мономеров (Боголюбова, 2009), но и в олиго- и полимерной формах (Pederson, Aebi, 2005- Percipalle, Visa, 2006- Vartiainen, 2007- Pederson, 2008- Бенкен, Сабанеева, 2011). Помимо этого, актин в соматических клетках, видимо, формирует новые, ранее не наблюдавшиеся олигомерные структуры, которые не распознаются фаллоидином (de Lanerolle et al., 2005). В силу своих размеров (42 кДа) мономерный актин, не имеющий сигнала ядерной локализации, может проникнуть в ядро путём диффузии через ядерные поровые комплексы. Наличие у актина двух сигнальных последовательностей экспорта, с которыми связываются экспортины, препятствует его накоплению в ядре (Wada et al., 1998). По-видимому, степень полимеризации актина в ядре, так же как и в цитоплазме, зависит от его концентрации и активности ряда связывающих актин белков. Их присутсвие в ядре было показано неоднократно (Nowak et al., 1997- Gettemans et al., 2005- Dingova et al., 2009).

Представления о функциях актина в ядре также претерпели существенные изменения. Первоначально предполагалось, что этот белок является компонентом ядерного матрикса и выполняет исключительно структурную функцию, однако к настоящему времени перечень функций ядерного актина существенно расширился. Мономерный актин учавствует в модулировании структуры хроматина (Zhao et al., 1998), а в виде олигомера необходим для эффективной транскрипции РНК-полимеразами 1 (Fomproix and Percipalle, 2004, Philimonenko et al., 2004- Kisela et al., 2005), 2 (Hofmann et al., 2004- Kukalev et al., 2005) и 3 (Hu et al., 2004). В частности, предполагается, что актин играет роль в сборке комплекса инициации транскрипции (Miralles, Visa, 2006) и на стадии элонгации (Hofmann et al., 2004), а также формирует и поддерживает структуру ядра (Krauss et al., 2002- Bohnsack et al., 2006).

1.3. АКТИН: СОДЕРЖАНИЕ КАТИОНОВ Молекула актина содержит также один прочно связанный ион двухвалентного металла. В природном актине это, по-видимому, В процессе выделения актина

§ 2+ обычно замещается на Са2+, так как сродство актина к Са2+ в 3 — 5 раз выше, чем к

§ 2+ (в интервале рН 7,0 — 8,0 КБ = 2−8 нМ и 10−30 нМ для ионов Са2+ и соответственно). Кроме того, молекула актина имеет 5−9 центров слабого связывания катионов (КБ = 0,15 мМ для ионов Са2+ и

§ 2+ и 10 мМ для ионов К+). Ион Са24, обнаруженный на карте электронной плотности Г-актина, находится в глубоком гидрофильном кармане, образованном фосфатными группами АТФ и остатками А^-11, С1п-137 и Азр-154. Предполагается, что этот Са2+ является прочно связанным ионом, локализованным в высокоаффинном центре связывания катионов. Один из центров слабого связывания катионов, по-видимому, локализован в Ы- концевом сегменте полипептидной цепи молекулы актина. Локализация остальных центров слабого связывания неизвестна.

Показано, что замещение прочно связанного Са~ на вызывает конформационные изменения в субдомене I и субдомене II малого домена молекулы актина. Однако являются ли эти изменения локальными или трехмерная структура

§--актина в целом отличается от структуры актина, содержащего Са24, неизвестно.

Так же, как АТФ, прочно связанный катион легко обменивается со средой. При удалении катиона уменьшается константа связывания нуклеотида с актином, что приводит к быстрой диссоциации АТФ. Диссоциация Са2+ происходит медленнее, чем диссоциация АТФ, и лимитирует скорость всего процесса. При замещении прочно связанного Са2+ на обмен нуклеотидов ускоряется.

Потеря катиона и нуклеотида приводит к инактивации актина, т. е. к потере его способности к полимеризации. Инактивации можно избежать, если АТФ и Са2+ удаляются из раствора актина в присутствии сахарозы.

Поэтому предполагается, что прочно связанные нуклеотид и катион необходимы для поддержания нативной структуры актина.

Инактивация актина сопровождается изменением спектра его собственной флуоресценции и увеличением количества реакционноспособных SH-групп. Кроме того, происходит агрегация мономеров, поэтому инактивация актина необратима.

1.4. ПОЛИМЕРИЗАЦИЯ АКТИНА Важным свойством актина является его способность к полимеризации с образованием линейного полимера — Ф-актина (Bershadsky et al., 1988- Korn et al., 1987). In vitro мономерный актин может существовать в растворе с низкой ионной силой. Полимеризация индуцируется добавлением 1 мМ кальция или магния или повышением ионной силы за счет добавления 100 мМ КС1 (Хайтлина, 1985- Pollard, 1982- Craig, 1982). Способность актина полимеризоваться in vitro позволяет детально изучить условия этого процесса.

Процесс полимеризации актина включает в себя две стадии: нуклеацию и элонгацию (Хайтлина, 1985- Bershadsky et al., 1988). На первой, более медленной стадии — нуклеации, происходит объединение небольшого числа мономеров в агрегат, называемый затравкой или зародышем, имеющим глобулярную форму. Затравками обычно служат тримеры или тетрамеры актина (Barden et al., 1982). Вторая, более быстрая стадия — элонгация, заключается в присоединении новых мономеров к образовавшимся затравкам с образованием нитчатых структур.

Полимер актина является полярной структурой благодаря упорядоченному распределению асимметричных единиц. Два противоположных конца актинового филамента различаются по скорости присоединения к ним новых субъединиц (Pollard, Craig, 1982). Структурно различить концы актинового филамента можно с помощью субфрагментов мышечного миозина, содержащих головку миозиновой молекулы (Ishikawa et стабильным, поэтому на (-)-конце идёт деполимеризация. После этого молекула АДФ, связанная с мономером актина, заменяется на АТФ и цикл повторяется (рис. 4) (Pollard, 1986- Wegner, 1982). barbed end pointed end

Xjw л,. л Г' j l—L^j^-./

Lj «S

ZZ7 y^ ZZZ/^

ATP ADP /~~7 ATP-actin

7 ADP.P.-actin y ADP-actin

Рисунок 4. Цикл полимеризации-деполимеризации актина (Pollard, 1986- Wegner, 1982).

Описанный выше цикл является результатом различия критических концентраций G актина для двух концов: 0,1 мкМ для (+)-конца и 0,7 мкМ для (-)-конца. Между этими концентрациями система находится в стабильном состоянии, когда скорости полимеризации и деполимеризации равны, а концентрация свободного актина остаётся близкой к 0,1 мкМ. (Pollard, 1986, 2000, 2003).

1.4.1. СКОРОСТЬ И СТЕПЕНЬ ПОЛИМЕРИЗАЦИИ АКТИНА Скорость полимеризации актина на разных концах нитей различна. Быстро растущим является конец нити, соответствующий «оперенному» концу стреловидных структур, образованных Ф-актином и фрагментами миозина. Конец, соответствующий основанию стрелы, является медленнорастущим. Используя в качестве зародыша полимеризации пучок актиновых нитей, с помощью электронной микроскопии измеряют скорость

Различия в константах скорости реакции означают, что при концентрации актина 0,5 мг/мл в физиологических условиях на «быстром» конце нити за секунду добавляется 70 молекул, а диссоциирует 2, на «медленном» конце добавляется 20 мономеров, диссоциирует 1. При концентрации актина 4−5 мг/мл нить длиной 3 мкм может образоваться за 10 — 12 секунд.

Предполагается, что транслокационный характер полимеризации актина связан с гидролизом АТФ, который сопровождает полимеризацию, но происходит медленнее, чем добавление мономеров. При высокой концентрации мономеров скорость удлинения нити намного превышает скорость гидролиза АТФ, в результате чего на обоих концах нити накапливается значительное количество субъединиц, содержащих АТФ или сравнительно долго живущий промежуточный комплекс АДФ-Ф. В равновесном состоянии концентрация мономеров и соответственно скорость их добавления резко падают, субъединицы, содержащие АТФ или АДР-Ф остаются только на «быстром» конце нити. Критическая концентрация полимеризации актина на концах нити, содержащих АТФ, снижается, причем на «быстром» конце сильнее, чем на «медленном», и такая «блокировка» «быстрого» конца нити создает условия как для деполимеризации на «медленном» конце, так и для регуляции динамики полимеров. Возможно, молекулярной основой подобной регуляции являются конформационные изменения актина при превращении АТФ в АДФ.

Критическая концентрация актина при полимеризации и степень полимеризации, или длина нитей, зависят не только от условий в растворе, но и от особенностей структуры актина.

Показано, что при неоптимальных условиях полимеризации критическая концентрация полимеризации (3- и у-изоактинов выше, чем критическая концентрация полимеризации а-актина. Кроме того, полимеры, образованные и у-актином, менее стабильны, чем полимеры а-актина. Причиной разной стабильности полимеров могут быть различия в С-концевой части полипептидной цепи актина и в области «шпильки».

В отличие от ситуации in vitro, в клетке регулируются не только скорость и степень полимеризации актина, но и переход от одной стадии полимеризации к другой. Эта регуляция осуществляется с помощью ряда актинсвязывающих белков.

1.4.2. АКТИН-СВЯЗЫВАЮЩИЕ БЕЛКИ Более 50 белков в цитоплазме связываются с актином выполняя различные функции: регулируют объем Г-актинового пула (профилин), влияют на скорость полимеризации (виллин), стабилизируют концы нитей фрагин, а-актинин), сшивают филаменты друг с другом, или с другими компонентами (виллин, а-актин, спектрин, MARCKS, фимбрин), разрушают двойную спираль Ф-актина (гельзолин). Кроме того, специальные актинсеквестирующие белки связывают мономеры актина, высвобождая их для полимеризации по мере необходимости. В отсутствии таких белков концентрация Г-актина в клетке составляла бы 100 мкМ, что значительно превышает критические концентрации (Kiuchi et al, 2011). Активность белков 2+ регулируется Са и протеинкиназами (таблица 2).

Таблицы 2. Белки, связывающие F-актин

Белок M, kD Локализация и действие на Е-актин

Фасцин 55 филлоподии, ламелоподии, стресс-фибриллы, микроворсинки, акросома

Тропомиозин 2×35 стабилизирует Б-актин, предотвращая фрагментацию

Миозин 2×260 скольжение нитей

Минимиозин 150 движение пузырьков

Профилин 15 запасение в-актина

Скруин 102 Акросома

Вилин 92 микроворсинки

Дематин 48 кортикальная сеть эритроцитов

Фимбрин 68 адгезион. контакты, микроворсинки связ в пучки

Актинин 2×102 адгез контакты, микроворсинки связ в пучки

Спектрин 2×265+2×260 кортик сеть эритроц прикрепление к ПМ

Дистрофии 427 корт. сеть мыш волокон

АВР 120 92 Псевдоподии

Фмламин 2×280 Псевдоподии, стрессфибриллы сшивает в сети

Имеется пять мест действия белков: с мономером актина, с (+)-концом (оперенный), с (-)-концом (заостренный), с боковой поверхностью. Актин-связывающие белки могут быть чувствительны или нечувствительны к Са

1. Белки связывающиеся с мономером актина — подавляют нуклеацию (профилин, фрагментин — чувствительны к Са). Профилин с мономером способны надстраивать Б-актин, а фрагментин нет, блокируя и нуклеацию и

2"Ь ТТ о элонгацию. Не чувствительные к

Са ДНКаза и белок связывающийся с витамином Д — функционируют вне клетки.

2. Кепирующие (закрывают концы актиновых филаментов, предотвращая полимеризацию-деполимеризацию, способствуют прикреплению филамента к мембране) (+)-конец может быть блокирован кепирующими белками -блокирование элонгации и стыковки, способствуют нуклеации — появление укороченных филаментов (гельзолин, виллин, фрагмин). Кэпирующие-фрагментирующие белки — фрагментируют Ф-актин, вызывая переход геля в золь (гельзолин 90Ш. активируясь Са2+ 10−6М разрывает Ф-актин и связывается с его концами).

3. (-)-конец — инициирование нуклеации, подавление стыковки и элонгации -увеличение числа и уменьшение длины фрагментов. Акументин в макрофагах, бревин — сывороточный белок вызывает быстрое снижение вязкости раствора Ф-актина. Оба белка не чувствительны к Са2+. профиллином фосфатидилинозитол-4,5-бифосфат (PIP2) один из ключевых участников фосфатидилинозитольного пути передачи сигнала с поверхности клетки. Связывается с прфиллином и PIPI. Эти взаимодействия, по-видимому, обеспечивает связь между трансмембранной передачей сигнала и актиновым цитоскелетом. Важная роль профиллина в жизнедеятельности клетки следует из резкого нарушения клеточных функций в Saccharomyces cerevisiae, искусственно дефектных по профиллину (Haarer et al., 1990).

Панкреатическая дезоксирибонуклеаза I (ДНКаза I): ДНКаза I представляет собой эндонуклеазу, гидролизующую как одно-, так и двухцепочечную ДНК с образованием сложной смеси моно- и олигонуклеотидов, содержащих 5'-фосфатные группы. В присутствии ионов Mg ДНКаза I независимо атакует каждую цепь ДНК, при этом места разрывов располагаются статистически вдоль молекулы, а в присутствии ионов Мп расщепляет обе цепи ДНК приблизительно напротив друг друга.

Исследование дофамина как молекулярного инструмента для визуализации и количественной оценки содержания Г-актина в клетках (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

ВЫВОДЫ.

1. Установлено, что дофамин вызывает полимеризацию мономерного актина в условиях in vitro, при этом диаметр нитей актодофаминового комплекса увеличивается на треть по сравнению с естественным Ф-актином, и препарат становится флуоресцирующим.

2. Определено, что дофамин вызывает патологическую полимеризацию цитозольного актина, нарушая морфофункциональную организацию клеток.

3. Показано, что содержание Г-актина не коррелирует со степенью злокачественности клеток, но сам по себе Г-актин является слабым звеном в поддержании функционального состояния клетки.

4. Цитохимическая визуализация методом Фалька катехоламинов в клетках после воздействия дофамина выявила многократное усиление интенсивности флуоресценции их цитозоля. Установлено, что субстратом флуоресценции являются вновь образованные нити актодофаминового комплекса. В связи со стехиометрическим соотношением дофамин/актин в актодофаминовом комплексе, интенсивность его флуоресценции указывает на содержание Г-актина в цитозоле.

5. Полученные результаты действия дофамина на клетки в разных состояниях показывают, что он обладает цитотоксической активностью. Определено, что дофамин в концентрации 10−4 М способен вызывать in vitro и in vivo гибель клеток разной природы.

1. Альберт А. Избирательная токсичность / Под ред. проф. В. А. Филова. -М.: Медицина, 1989. (1): 228.-432.

2. Албертс А., Брей Д., Льюис Р., Рафф М., Роберте К., Уотсон Дж. Молекулярная биология клетки, (в 3 томах) пер. с англ. М. Мир. 1994. 2: 274.

3. Безгина E.H., Павлик Л. Л., Михайлова Г. З., Тирас Н. Р., Удальцов С. Н., Шубина B.C., Мошков Д. А. Морфофункциональные эффекты аппликации глутамата и дофамина на маутнеровские нейроны золотой рыбки. Нейрофизиология. 2006. 38 (4): 320 330.

4. Бенкен К. А., Сабанеева Е. В. Фибриллярный актин в ядерном аппарате инфузорий Paramecium caudatum. Цитологияж. 2011. 53 (6): 528 536.

5. Блиох Ж. Л., Смолянинов В. В. Кинематика распластывания фибробластов. 2 Индивидуальная локомоторная активность. Биофизика. 1977. 22 (4): 631 -639.

6. Боголюбова Н., Боголюбова И. Локализация актина в ядрах двуклеточных зародышей мыши. Цитология. 2009. 51 (8): 663 669.

7. Браун А. Д., Моженок Г. П. Неспецифический адаптационный синдром клеточной системы. Л., «Наука». 1987.

8. Буданцев А. Ю. Моноаминергические системы мозга. М., «Наука». 1976. 192с.

9. Виланд Т., Фаулыитих X. Фаллоидин. В кн. «Итоги и перспективы развития биоорганической химии и молекулярной биологии». Москва, «Наука». 1978. с. 98- 110.

10. П. Ефремова Т. Н., Кирпичникова K.M., Хайтлина С. Ю., Гамалей И. А. Перестройки актинового цитоскелета в клетках ЗТЗ и 3T3-SV40 в присутствии антиоксидантов. Цитология. 2004. 46 (5): 395 -403.

11. Инжеваткин Е. В. Практикум по экспериментальной онкологии на примере асцитной карциномы Эрлиха: метод, разработка. 2004. 10 с.

12. И. Казакова Л. И., Дубровский A.A., Санталова Л. И., Мошков Д. А., Аполонник Н. В., Шабарчина Л. И. Распределение белка внутри полиэлектролитных капсул в зависимости от pH среды. Биоорганическая химия. 2012.38(1): 64−69.

13. Мошков Д. А. 1985. Адаптация и ультраструктура нейрона. М.: Наука. 200с.

14. Мошков Д. А., Абрамова М. Б., Шубина B.C., Лавровская В. П., Павлик Л. Л., Лежнев Э. И. Влияние дофамина на жизнеспособность клеток ВНК-21. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2010. 149 (3): 335−339.

15. Мошков Д. А., Павлик Л. Л., Шубина B.C., Парнышкова Е. Ю., Михеева И. Б. Цитоскелетная регуляция клеточной функции дофамином. Биофизика. 2010. 55 (5): 850 856.

16. Павлик Л. Л., Безгина Е. С., Тирас Н. Р., Михеева И. Б., Удальцов С. Н., Мошков Д. А. Структура смешанных синапсов маутнеровских нейронов при воздействии веществ, изменяющих проводимость щелевых контактов. Морфология. 2004. 125 (2): 26−31.

17. Павлик Л. Л., Григорьев П. А., Шубина B.C., Бледжянц Д. А., Мошков Д. А. Исследование взаимодействия дофамина с искусственными фосфолипидными мембранами. Биофизика. 2008 53 (1): 66 72.

18. Парнышкова Е. Ю., В. П. Лавровская, E.H. Безгина, Л. Л. Павлик, Э. И. Лежнев, Д. А. Мошков. Морфологические основы влияния дофамина на жизнеспособность опухолевых клеток НЕр-2. Морфология, 2011. 140 (6): 69 74.

19. Парнышкова Е. Ю., Лавровская В. П., JI.JT. Павлик, Э. И. Лежнев, Д. А. Мошков. Цитохимическая визуализация дофамина как способ оценки содержания глобулярного актина в цитозоле живых клеток. Биологические мембраны. 2012. 29 (3): 209 214.

20. Репина В. П. Механизмы влияния катехоламинов на регуляцию иммунного гомеостаза. Автореферат на соискание ученой степени кандидата биологических наук. 2008. Архангельск.

21. Тирас Н. Р. Морфологические корреляты функциональной пластичности маутнеровских нейронов. Автореферат на соискание ученой степени доктора биологических наук. 2007. Пущино.

22. Филатова Н. А., Кирпичникова К. М., Гамалей И. А. 2008. Реорганизация актинового цитоскелета в клетках 3T3-SV40 и их чувствительность к литической активности естественных киллерных клеток. Цитология. 50 (3): 261−267.

23. Хайтлина С. Ю., 1985; Хайтлина С. Ю. Полимеризация актина и молекулярные механизмы ее регуляции. В кн. «Механизмы контроля мышечной деятельности» под ред. Г. П. Пинаева и В. Б. Ушакова. Л., «Наука», стр. 171−190, 1985.

24. Шубина B.C., Абрамова М. Б., Лавровская В. П., Павлик Л. Л., Лежнев Э. И., Мошков Д. А. Влияние дофамина на ультраструктуру клеток ВНК-21. Цитология. 2009. 51 (12): 996 1004.

25. Abercrombie М., Heaysman J.E.M., Pegrum S.M. The locomotion of fibroblasts in culture. III. Movements of particles on the leading lamella. Exp. Cell Res. 1970. 62:389−398.

26. Abraham V. C, Krishnamurthi V., Taylor D.L., Lanni F. The actin-based nanomachine at the leading edge of migrating cells. Biophys J. 1999. 77: 1721 1732.

27. Anderie I., Schmid A. In vivo visualization of actin dynamics and actin interaction by BiFC. Cell Biol. Int. 2007.31 (10): 1131 1135.

28. Amann K.J., Pollard T.D. Cellular regulation of actin network assembly. Curr. Biol. 2000. 10 (20): 728 730.

29. Bamburg J.R., McGough A., and Ono S. Putting a new twist on actin: ADF/coflins modulate actin dynamics. Trends Cell Biol. 1999. 9:364−370.

30. Barak L.S., Jocum R.R., Nothnagel E.A., Webb W.W. Fluorescence staining of the actin cytoskeleton in living cells with 7-nitrobenz-2-oxa-l, 3-diazole-phallacidin. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1980. 77: 980 984.

31. Barkalow K., Witke W., Kwiatkowski D.J., and Hartwig J.H. Coordinated regulation of platelet actin flament barbed ends by gelsolin and capping protein. J. Cell Biol. 1996. 134: 389−399.

32. Barden I.A., Grant N.J., dos Remendios C.G. Identification of the nucleus of actin polymerization. Biochem. Intern. 1982. 5: 685 692.

33. Bassell C. G., Singer R. H. 1997. mRNAs and cytoskeletal filaments. Curr. Opin. Cell Biol. 9: 109−115.

34. Beaulieu J.M., Gainetdinov R.R. The physiology, signaling, and pharmacology of dopamine receptors. Pharmacol. Rev. 2011. 63 (1): 182 217.

35. Bergmann M., Sautner T. Immunomodulatory effects of vasoactive catecholamines. Wien Klin. Wochenschr. 2002. 114 (17−18):752 61.

36. Bereiter-Hahn J, Munnich A, Woiteneck P. Dependence of energy metabolismon the density of cells in culture. Cell Struct Funct. 1998. 23: 85 93.

37. Bershadsky A.D., Vasiliev J.M. Cytoskeleton. Plenum Press, NY and London. 1988. 298 pp.

38. Blalock J.E. Production of peptide hormones and neurotransmitters by the immune system. Chem. Immunol. 1992. 52:1 24.

39. Blessing C. A., Urginova G. T., Goodson H. V. Actin and ARPs: action in the nucleus. Trends Cell Biol. 2004. 14: 435 442.

40. Blikstad I., Markey F., Carlsson L., Persson T., Lindberg U. Selective assay of monomeric and filamentous actin in cell extracts, using inhibition of deoxyribonuclease I. Cell. 1978. 15:935−943.

41. Bohnsack M. T., Stuven T., Kuhn C., Cordes V. C., Golrich D. A selective block of nuclear actin export stabilizes the giant nuclei of Xenopus oocytes. Nat. Cell Biol. 2006. 8: 257 263.

42. Bonder E.M., Mooseker M.S. Cytochalasin B slows but does not prevent monomer addition at the barbed end of the actin filament. J. Gell Biol. 1986. 102:282−288.

43. Borgundvaag B., George S.R. Dopamine inhibition of anterior pituitary adenylate cyclase is mediated through the high-affinity state of the D2 receptor. Life Sci. 1985. 37 (4): 379−386.

44. Borisi G. G., Svitkina T. M. Actin machinery: pushing he envelope. Cur. Opin. Cell Biol. 2000. 12: 104- 112.

45. Bray D., White J.G. Cortical flow in animal cells. Science. 1988. 239 (4842): 883 -888.

46. Brown S.S., Spudich J.A. Mechanism of action of cytochalasin: evidence that it binds to actin filament ends. J. Cell Biol. 1982. 88: 487 491.

47. Bubb M.R., Spector I., Beyer B.B. and Fosen K.M. Effects of jasplakinolide on the kinetics of actin polymerization. J.Biol.Chem. 2000. 275 (7): 5163 -5170.

48. Carlier M.F., Pantaloni D. Actin assembly in response to extracellular signals: role of capping proteins, thymosin beta 4 and profilin. Semin. Cell. Biol. 1994. 5(3): 183−191.

49. Carlier M.F., and Pantaloni D. Control of actin assembly dynamics in cell motility. J. Biol. Chem. 2007. 282: 23 005−23 009.

50. Carlsson L., Nystrom L.E., Sundkvist I., Lindberg U. Actin polymerization is influenced by profilin, a low molecular weight protein in non-muscle cells. J.Mol.Biol. 1977. 115:465−483.

51. Carpenter C.L., Tolias K.F., van Vugt, A., and Hartwig J. Adv. Enzyme Regul. 1999. 39: 299−312.

52. Chan A.Y., Bailly M., Zebda N., Segall J.E., and Condeelis J.S. Role of coflin in epidermal growth factor-stimulated actin polymerization and lamellipod protrusion. J. Cell Biol. 2000. 148: 531 542.

53. Coluccio L.M., Tilney L.C. Phalloidin enhances actin assembly by preventing monomer dissociation. J. Cell Biol. 1984. 99: 529 535.

54. Cooper J.A. Effect of cytochalasin and phalloidin on actin. J. Cell Biol. 1987. 105: 1473- 1478.

55. Cooper J.A. The role of actin polymerization in cell motility. Annu Rev. Physiol. 1991.53:585−605.

56. Cossart P., Sansonetti P. J. 2004. Bacterial invasion: the paradigm of enteroinvasive pathogens. Science. 304: 242 248.

57. Cowin P., Burke B. Cytoskeleton-membrane interactions. Curr. Opin. Cell Biol. 1996.8:56−65.

58. Cramer L.P. Role of actin-flament disassembly in lamellipodium protrusion in motile cells revealed using the drug jasplakinolide. Curr. Biol. 1999. 9: 1095 -1105.

59. Cramer L.P., Briggs L.J., and Dawe H.R. Use of fuorescently labeled deoxyribonuclease I to spatially measure G-actin levels in migrating and non-migrating cells. Cell Motil. Cytoskeleton. 2002. 51: 27 38.

60. Grummt I. Actin and myosin as transcription factors. Curr. Opin. Genet. Develop. 2006. 16: 191 196.

61. Dardenne M., Savino W. Interdependence of the endocrine and immune systems. Adv. Neuroimmunol. 1996. 6 (4): 297 307.

62. DeLanerolle P., Cole A. B. Cytoskeletal proteins an gene regulation. Sci. STKE. 2002. 139: PE30.

63. Dingova H., Fukalova J., Maninova M., Philimonenko V., Hozak P. Ultrastructural localization of actin and actin-binding proteins in the nucleus. Histochem. Cell Biol. 2009. 131: 425−434.

64. Dillon C., Goda Y. 2005. The actin cytoskeleton: integrating form and function at the synapse. Annu. Rev. Neurosci. 28: 25 55.

65. Dos Remedios C. G., Chhabra D., Kekic M., Dedova I. V., Tsubakihara M., Berry D. A., Nosworthy N. J. Actin binding proteins: regulation of cytoskeletal microfilaments. Physiol. Rev. 2003. 83: 433−473.

66. Du R., Development and application of probes for labeling the actin cytoskeleton in living plant cells. 2011. 248 (2): 239 250.

67. Dunn G. Mechanisms of fibroblast locomotion. In: «Cell Adhesion and Motility». A. Curtis & J. Pitts. Cambridge Univ. Press. 1980. pp. 409 423.

68. Egea G., Lazaro-Dieguez F., Vilella M. Actin dynamics at the Golgi complex in mammalian cells. Curr. Opin. Cell Biol. 2006. 18: 168 178.

69. Egelman E.H. The structure of F-actin. J. Muscle Res. Cell Motil. 1985. 6 (2): 129−51.

70. Eisenhofer G., Coughtrie M.W., Goldstein D.S. Dopamine sulphate: an enigma resolved. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. Suppl. 1999. 26: 41 53.

71. Falck B.5 Owman C. A detailed methodological description of the fluorescence method for the cellular localization of biogenic monoamines. Acta Univ. Lundensds. 1965. 11:7−49.

72. Faix J., Rottner K. 2006. The making of filopodia. Curr. Opin Cell Biol. 18: 18 -25.

73. Fechheimer M, Zigmond S.H. Changes in cytoskeletal proteins of polymorphonuclear leukocytes induced by chemotactic peptides. Cell Motil. 1983.3:349−361.

74. Ferencik M., Stvrtinova V. Is the immune system our sixth sense? Relation between the immune and neuroendocrine systems. Bratisl. Lek. Listy. 1997. 98 (4): 187−98.

75. Fisher G.W., Conrad P.A., DeBiasio R.L., Taylor D.L. Centripetal transport of cytoplasm, actin, and the cell surface in lamellipodia of fibroblasts. Cell Motil. Cytoskeleton. 1988. 11: 235−247.

76. Fomproix, N., and P. Percipalle. An actin-myosin complex on actively transcribing genes. Exp Cell Res. 2004. 294: 140−8.

77. Forshner P., Smith S.J. Actions of cytochalasins on the organization of actin filaments and microtubules in a neuronal growth cone. J. Cell Biol. 1988. 107: 1505- 1517.

78. Furmidge L., Tong Z.Y., Petry N., Clark D. Effects of low, autoreceptor selective doses of dopamine agonists on the discriminative cue and locomotor hyperactivity produced by d-amphetamine. J. Neural. Transm. Gen. Sect. 1991. 86(1): 61 -70.

79. Gainetdinov R.R., Jones S.R., Fumagalli F., Wightman R.M., Caron M.G. Reevaluation of the role of the dopamine transporter in dopamine system homeostasis. Brain Res. Brain Res. Rev. 1998. 26 (2−3): 148 53.

80. Gettemans J., Van Impe K., Delanote V., Hubert T. Vandekerckhove J., De Corte V. Nuclear actin-binding proteins as modulators of gene transcription. Traffic. 2005. 8: 847 857.

81. Gloushankova N.A., Krendel M.F., Alieva N.O., Bonder E.M., Feder H.H., Vasiliev J.M., Gelfand I.M. Dynamics of contacts between lamellae of fibroblasts: essential role of the actin cytoskeleton. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. 95 (8): 4362−4367.

82. Goldstein D.S., Eisenhofer G., Kopin I.J. Sources and significance of plasma levels of catechols and their metabolites in humans. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2003.305 (3): 800- 11.

83. Goldstein D.S., Holmes C. Neuronal source of plasma dopamine. Clin. Chem. 2008. 54(11): 1864−71.

84. Gonsior S., Platz S., Buchmeier S., Scheer U., Jockusch B., Hinssen H. Conformational difference between nuclear and cytoplasmic actin as detected by a monoclonal antibody J. Cell Sci. 1999. 112: 797 809.

85. Giros B., Sokoloff P., Martres M.P., Riou J.F., Emorine L.J., Schwartz J.C. Alternative splicing directs the expression of two D2 dopamine receptor isoforms. Nature. 1989. 342 (6252): 923 926.

86. Giros B., Martres M.P., Pilon C., Sokoloff P., Schwartz J.C. Shorter variants of the D3 dopamine receptor produced through various patterns of alternative splicing. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1991. 176 (3): 1584- 1592.

87. Grace A.A., Floresco S.B., Goto Y., Lodge D.J. Regulation of firing of dopaminergic neurons and control of goal-directed behaviors. Trends Neurosci. 2007.30(5): 220−7.

88. Grumet M., Lin S. A platelet inhibitor protein with cytochalasin-like activity against actin polymerization in vitro. Cell. 1980. 21: 439 444.

89. Haarer B.K., Lillie S.H., Adams A.E.M., Magdolen V., Bandlow W., Brown S.S. Purification of profilin from Saccharomyces cerevisiae and analysis of profilin-deficient cells. J. Cell Biol. 1990. 110: 105 114.

90. Hartwig J. H, Shevlin P. The architecture of actin filaments and the ultrastructural location of actin-binding protein in the periphery of lung macrophages. J Cell Biol. 1986. 103: 1007 1020.

91. Hartwig, J.H., Bokoch, G.M., Carpenter, C.L., Janmey, P.A., Taylor, L.A., Toker, A., and Stossel, tP. Cell. 1995. 82: 643 653.

92. Heacock R.A., Powell W.S. Adrenochrome and related compounds. Progress in Medicinal Chemistry/Ed. by G.P. Ellis, G.B. West. Amsterdam, London, N.Y.: North-Holland Publishing Company. 1973. 9: 275 340.

93. Heacock C. S, Eidsvoog K. E, Bamburg J.R. The influence of contact-inhibited growth and of agents which alter cell morphology on the levels of G-and F-actin in cultured cells. Exp Cell Res. 1984. 153: 402 412.

94. Hegde S.S., Chen C.J., Lokhandwala M.F. Involvement of endogenous dopamine and DA-1 receptors in the renal effects of atrial natriuretic factor in rats. Clin. Exp. Hypertens A. 1991. 13 (3): 357 69.

95. Heiss, S.G., and Cooper, J.A. Regulation of capZ an actin capping protein of chicken muscle anionic phospholipids. Biochemistry. 1991. 30: 8753 8758.

96. Hoglund A. S, Karlsson R., Arro E., Fredriksson B.A., Lindberg U. Visualization of the peripheral weave of microfilaments in glia cells. J Muscle Res Cell Motil. 1980. 1: 127−146.

97. Holmes K.C., Popp D., Gebhard W., Kabsch W. Atomic model of the actin filament. Nature. 1990. 347 (6288): 44 49.

98. Hortsch M., Homer, D., Malhotra, J.D., Chang, S., Frankel, J., Jeffors, G., and Dubreuil, R.R. J. Cell Biol. 1998. 142:251 -261.

99. Holzinger A. 2001. «Jasplakinolide. An Actin-Specific Reagent that Promotes Actin Polymerization». In Cytoskeleton Methods and Protocols, Ray H. Gavin, ed., SpringerLink. 161 (3): 109- 120.

100. Hu, P., S. Wu, and N. Hernandez. A role for beta-actin in RNA polymerase III transcription. Genes Dev. 2004. 18: 3010 5.

101. Hurd Y.L., Suzuki M., Sedvall G.C. D1 and D2 dopamine receptor mRNA expression in whole hemisphere sections of the human brain. J. Chem. Neuroanat. 2001. 22 (1−2): 127- 137.

102. Ikemoto S., Panksepp J. The role of nucleus accumbens dopamine in motivated behavior: a unifying interpretation with special reference to reward-seeking. Brain Res. Brain Res. Rev. 1999. 31 (1): 6 41.

103. Isenberg G., G.Isenberg. Actin-binding proteins lipid interactions. J. Muscle Res. Cell Motil. 1991. 12: 136 — 144.

104. Ishikawa H., Bischoff R., Holtzer H. Formation of arrowhead complexes with heavy meromyosin in a variety of cell types. J. Cell. Biol. 1969. 43 (2): 312−28.

105. Janmey P.A., lida K., Yin H. L, and Stossel T.P. J. Biol. Chem. 1987. 262: 12 228- 12 236.

106. Janmey, P.A. Annu. Rev. Phvsiol. 1994. 56: 169 191.

107. Janmey P.A., Chaponnier C. Medical aspects of the actin cytoskeleton. Curr. Opin. Cell Biol. 1995. 7:111 117.

108. Janmey, P.A. Physiol. Rev. 1998. 78: 763 781.

109. Jockusch B. M., Schoenenberger C.A., Stetefeld J., Aebi U. Tracking down the different forms of nuclear actin. Trends Cell Biol. 2006. 16: 391 -396.

110. Kabsch W., Mannherz H. G., Suck D., Pai E. F., Holmes H. C. Atomic structure of the actin: DNase I complex. Nature. 1990. 347: 37 44.

111. Kang F., Purich D.L., and Southwick F.S. Proflin promotes barbedend actin flament assembly without lowering the critical concentration. J. Biol. Chem. 1999. 274: 36 963−36 972.

112. Katira P., M.N. Zaman and R.T. Bonnecaze. How Changes in Cell Physical Properties Induce Cancerous Behavior. Phys. Rev. Lett. 2012. 108 (2): 28 103.

113. Kebabian J.W., Calne D.B. Multiple receptors for dopamine. Nature. 1979. 277 (5692): 93 96.

114. Khaitlina S. Yu. Functional specificity of actin isoforms. Int. Rev. Cytol. 2001.202: 35−98.

115. Kiuchi T., Nagai Tomoaki, Ohashi K., and Mizuno K. Measurements of spatiotemporal changes in G-actin concentration reveal its effect on stimulus-induced actin assembly and lamellipodium extension. J. Cell Biol. 2011. 193 (2): 365−380.

116. Kisela K., Philimonenko A., Philimonenko V., Janacek J., Kahle M., Hozak P. Nuclear distribution of actin and myosin I depends on transcriptional activity of the cell. Histochem. Cell Biol. 2005. 124: 347 358.

117. Korn, 1982 Korn E.D. Actin polymerization and its regulation by proteins from nonmuscle cells. Physiol. Rev. 1982. 62 (2): 672 737.

118. Korn E.D., Carlier M.-F., Pantaloni D. Actin polymerization and ATP hydrolysis. Science. 1987. 238 (4827): 638−644.

119. Koestler S.A., Rottner K.} Lai F., Block J., Vinzenz M., and Small J.V. Fand G-actin concentrations in lamellipodia of moving cells. PLoS ONE. 2009. 4: e4810.

120. Krauss S. W., Heald R., Lee G., Nunomura W., Gimm J. A., Mohandas N., Chasis J. A. Two distinct domains of protein 4.1 critical for assembly of functional nuclei in vitro. J. Biol. Chem. 2002. 277: 44 339 44 346.

121. Kucik D.F., Kuo C.S., Elson E.L., Sheets M.P. Preferential attachment of membrane glycoproteins to the cytoskeleton at the leading edge of lamella. J. Cell Biol. 1991. 114: 1029- 1036.

122. Kukalev A., Nord Y., Palmberg C., Bergman T., Percipalle P. Actin and hnRNP U cooperate for productive transcription by RNA polymerase II. Nat. Struct. Mol. Biol. 2005. 12: 238−244.

123. Le Moine C., Normand E., Guitteny A.F., Fouque B., Teoule R., Bloch B. Dopamine receptor gene expression by enkephalin neurons in rat forebrain. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1990. 87 (1): 230 234.

124. Le Moine C., Bloch B. Expression of the D3 dopamine receptor in peptidergic neurons of the nucleus accumbens: comparison with the D1 and D2 dopamine receptors. Neuroscience. 1996. 73 (1): 131 143.

125. Lee J., Leonard M., Oliver T., Ishihara A., Jacobson K. Traction forces generated by locomoting keratocytes J. Cell Biol. 1994. 127: 1957 1964.

126. Li J., Zhu M., Manning-Bog A.B., Di Monte D.A., Fink A.L. Dopamine and L-dopa disaggregate amyloid fibrils: implications for Parkinson’s and Alzheimer’s disease. FASEB J. 2004. 18 (9): 962 4.

127. Low I., Dancker P., Wieland T. Stabilization of F-actin by phalloidin reversal of the destabilizing effect of cytochalasin. B. FEBS lett. 1975. 54: 253 -265.

128. Maclean-Fletcher S., Pollard T.D. Mechanism of action of cytochalasin B on actin. Cell 1980. 20: 329 341.

129. Magargal W.W., Lin S. Transformation-dependent increase in endogenous cytochalasin-like activity in chicken embryo fibroblasts infected by Rous sarcoma virus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. 83: 8201 8205.N.

130. Maguire P.A., Druse M.J. The influence of cholesterol on synaptic fluidity and dopamine uptake. Brain Res. Bull. 1989. 22 (2): 431 7.

131. Malacombe M., Bader M. F., Gasman S. Exocytosis in neuroendocrine cells: new tasks for actin. J. Histochem. Cytochem. 2006. 32: 973 981.

132. Malawista S.E., De Boisfleury Chevance A. The cytokineplast: purified, stable, and functional motile machinery from human blood polymorphonuclear leukocytes. J. Cell Biol. 1982. 95 (3): 960 973.

133. Mannhers H.G., Goody R.S., Konrad M., Nowak E. Interaction of bovine pancreatic deoxyribonuclease I and skeletal muscle actin. Eur. J. Biochem. 1980. 104: 367−379.

134. Mazzocci C., Benos D. J., Smith P. R. Interaction of epithelial ion channels with the actin-based cytoskeleton. Amer. J. Physiol. Renal Physiol. 2006. 291: F1113 -F1122.

135. McLaughlin P.J., Gooch J.T., Mannherz H.G., Weeds A. G. Structure of gelsolin segment 1-actin complex and the mechanism of filament severing. Nature. 1993.364:685−692.

136. Meador-Woodruff J.H., Mansour A., Bunzow J.R., Van Tol H.H., Watson S.J., Civelli O. Distribution of D2 dopamine receptor mRNA in rat brain. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1989. 86 (19): 7625 7628.

137. Mezey E., Eisenhofer G., Harta G., Hansson S., Gould L., Hunyady B., Hoffman B.J. A novel nonneuronal catecholaminergic system: exocrine.

138. Novak I. L, Slepchenko B. M, Mogilner A. Quantitative analysis of G-actin transport in motile cells. Biophys J. 2008. 95: 1627 1638.

139. Negulyaev Yu. A., Vedernikova E. A., Maximov A. V. Disruption of actin filaments increases the activity of sodium-conducting channels in human myeloid leukemia cells. Mol. Biol. Cell. 1996. 7: 1857 1864.

140. Negulyaev Yu. A., Khaitiina S. Yu., Hinssen H., Shumilina E. V., Vedernikova E. A. Na channel activity in leukemia cells is directly controlled by actiripolymerization. J. Biol. Chem. 2000. 275: 40 933 -40 937.

141. Nieoullon A., Coquerel A. Dopamine: a key regulator to adapt action, emotion, motivation and cognition. Curr. Opin. Neurol. 2003. 2: S3 9.

142. Oberbeck R. Therapeutic implications of immune-endocrine interactions in the critically ill patients. Curr. Drug. Targets Immune Endocr. Metabol. Disord. 2004.4(2): 129−39.

143. Oberbeck R. Catecholamines: physiological immunomodulators during health and illness. Curr. Med. Chem. 2006. 13 (17): 1979 89.

144. Oliver T., Lee J., Jacobson K. Forces exerted by locomoting cells. Semin. Cell Biol. 1994. 5 (3): 139- 147.

145. Otterbein L.R., Graceffa P., Dominquez R. The crystal structure of uncomplexed actin in the ADP state. Science. 2001. 293: 708 -711.

146. Ou G.S., Chen Z.L., Yuan M. Jasplakinolide reversibly disrupts actin filaments in suspension-cultured tobacco BY-2 cells. Protoplasma. 2002. 219 (3−4): 168- 175.

147. Paavilainen V.O., E. Bertling S. Falck and P. Lappalainen. Regulation of cytoskeletal dynamics by actin-monomer-binding proteins. Trends Cell Biol. 2004. 14:386−94.

148. Pantaloni D., and Carlier M.F. How proflin promotes actin flament assembly in the presence of thymosin beta 4. Cell. 1993. 75: 1007−1014.

149. Pantaloni D., Le Clainche C., Carlier M.F. Mechanism of actin-based motility. Science. 2001. 292: 1502- 1506.

150. Pardee J.D., Spudich J.A. In: Methods in cell Biology. Acad. Press. New York. London. 1982. 24 (part A): 271 289.

151. Papoulas O., Beck S. J., Moseley S. L., McCallum C. M., Sarte M., Shearn A., Tamkun J. W. The Drosophila trithorax group proteins BRM, ASH1 and ASH2 are subunits of distinct protein complexes. Development. 1998.125: 3955 -3966.

152. Pastuszko A., Gordon-Majszak W., Dabrowiecki Z. Dopamine uptake in striatal synaptosomes exposed to peroxidation «in vitro». Biochem. Pharmacol. 1983.32(1): 141 -6.

153. Patterson M.L., Smith C.D., Kimura L.H., Britton B.A., Carmeli S. Action of tolitoxin on cell morphology, cytoskeletal organization, and actin polimerization. Cell Motil. Cytoskel. 1993. 24: 39 48.

154. Pawlak G. and D.M. Helfman. Cytoskeletal changes in cell transformation and tumorigenesis. Curr. Opin. Genet. Dev.2001. 11 (1): 41 47.

155. Pederson T., Aebi U. Nuclear actin extends, with no contraction in sight. Mol. Biol. Cell. 2005. 16: 5055 5060.

156. Pederson T. As functional nuclear actin comes into view, is it globular, filamentous, or both? J. Cell Biol. 2008. 180: 1061 1064.

157. Pedrosa R., Soares-da-Silva P. Oxidative and non-oxidative mechanisms of neuronal cell death and apoptosis by L-3,4-dihydroxyphenylalanine (L-DOPA) and dopamine. Br. J. Pharmacol. 2002. 137 (8): 1305 13.

158. Percipalle P., Visa N. Molecular functions of nuclear actin in transcription. J. Cell Biol. 2006. 172: 967−971.

159. Pereda A., Triller A., Korn H., Faber D.S. Dopamine enhances both electrotonic coupling and chemical excitatory postsynaptic potentials at mixed synapses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. 89 (24): 12 088 92.

160. Pereda A.E., Nairn A.C., Wolszon L.R., Faber D.S. Postsynaptic modulation of synaptic efficacy at mixed synapses on the Mauthner cell. J. Neurosci. 1994. 14 (6): 3704−12.

161. Peruski A.H., Peruski L.F. Immunological methods for detection and identification of infection disease and biological warfare agents. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2003. 10: 506−513.

162. Phillips P.E., Walton M.E., Jhou T.C. Calculating utility: preclinical evidence for cost-benefit analysis by mesolimbic dopamine. Psychopharmacology. 2007. 191 (3): 483−95.

163. Philimonenko V.V., Zhao J., Iben S., Dingova H., Lanerolle P., Kysela K., Hozak P., Kahle M. Grummt I. Nuclear actin and myosin I are required for RNA polymerase I transcription. Nat. Cell Biol. 2004. 6: 1165 1172.

164. Picard J.J. Utrastructure of the cement gland of Xenopus laevis. J. Morphol. 1976. 148 (2): 193−208.

165. Pollard T. D, Blanchoin L., Mullins R.D. Molecular mechanisms controlling actin filament dynamics in nonmuscle cells. Annu Rev Biophys Biomol Struct. 2000. 29: 545−576.

166. Pollard T.D., and Borisy G.G. Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin flaments. Cell. 2003. 112: 453−465.

167. Pollard T. D., Cooper J. A. Actin and actin-binding proteins. A critical evaluation of mechanisms and functions. Annu Rev. Biochem. 1976. 55: 987 -1035.

168. Pollard T.D., Cooper J.A. Actin and actin-binding proteins. A critical evaluation of mechanisms and functions. Ann. Rev. Biochem. 1986. 55: 987 -1035.

169. Pollard, Mooseker. The Journal of Cell Biology 1981.88 (3): 654 659.

170. Pollard T.D., Craig S.W. Mechanism of actin polymerization. Trends Biochem. Sci. 1982. 7: 55 58.

171. Pollard T.D. Rate constants for the reactions of ATPand ADP-actin with the ends of actin filaments. J Cell Biol. 1986. 103:2747−2754.

172. Pollard T.D., Blanchoin L., Mullins R.D. Molecular mechanism controlling actin filament dynamics in nonmuscle cells. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2000. 20: 545 576.

173. Pollard T.D., Borisy G.G. Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin filaments. Cell. 2003. 113: 453 465.

174. Prasad G.L. Regulation of the expression of tropomyosin and actin cytoskeleton by ras transformation. Methods Enzymol. 2005. 407: 410 422.

175. Robinson R.G., Mejillano M., Le V.P., Burtnick L.D., Yin H.L., Choe S. Domain movement in gelsolin: a calcium-activated switch. Science. 1999. 286: 1939;1942.

176. Rondou P., Haegeman G., Van Craenenbroeck K. The dopamine D4 receptor: biochemical and signalling properties. Cell. Mol. Life Sci. 2010. 67 (12): 1971 -1986.

177. Rosenmund C., Westbrook G.L. Calcium-induced actin depolymerization reduces NMDA channel activity. Neuron. 1993. 10: 805 814.

178. Safer D., Elzinga M., Nachmias V.T. Thymosin B4 and Fx, an actin sequestering peptide, are indistinguishable. J. Biol. Chem. 1991. 266: 4029 -4032.

179. Safer D., and Nachmias V.T. Beta thymosins as actin binding peptides. Bioessays. 1994. 16:473−479.

180. Salgado-Pineda P., Delaveau P., Blin O., Nieoullon A. Dopaminergic contribution to the regulation of emotional perception. Clin. Neuropharmacol. 2005.28 (5): 228−37.

181. Schoenenberger C.A., Buchmeier S., Boerries M., Sutterlin R., Aebi U., Jockusch B. Conformation-specific antibodies reveal distinct actin structures in the nucleus and the cytoplasm. J. Struct. Biol. 2005. 152: 157 168.

182. Schutt C.E., Myslik J.C., Rozycki M.D., Goonesekere N.C., Lindberg U. The structure of crystalline profiling-a-actin Nature. 1993. 365: 810 816.

183. Shen X., Mizuguchi G., Hamiche A., Wu C. A chromatin remodelling complex involved in transcription and RNA processing. Nature. 2000. 406: 541 -544.

184. Sheterline P., Clayton J., Sparrow J. Actin. Protein Profile. Oxford: Oxford Univ. Press. 1998. 271 p.

185. Shibasaki Y., Ishihara H., Kizuki N., Asano T., Oka Y. and Yazaki Y. J. Biol. Chem. 1997. 272: 7578 7581.

186. Shumilina E.V., Negulyaev Yu.A., Morachevskaya E.A., Hinssen H., Khaitlina S.Yu. Regulation of sodium channel activity by capping of actin filaments. Mol. Biol. Cell. 2003. 14: 1709 1716.

187. Sokoloff P., Giros B., Martres M.P., Bouthenet M.L., Schwartz J.C. Molecular cloning and characterization of a novel dopamine receptor (D3) as a target for neuroleptics. Nature. 1990. 347 (6289): 146 151.

188. Small J.V., Isenberg G., Celis J.E. Polarity of actin at the leading edge of cultured cells. Nature. 1978. 272 (5654): 638 639.

189. Small J.V. The actin cytoskeleton. Electron. Microsc. Rev. 1988. 1 (1): 155 -174.

190. Small J.V., Herzog M., Anderson K. Actin filament organization in the fish keratocyte lamellipodium. J. Cell Biol. 1995. 129 (5): 1275 1286.

191. Small J. V., Rottner K., Kaverina I. Functional design in the actin cytoskeleton. Curr. Opin. Cell. Biol. 1999. 11: 54 60.

192. Small, J.Y., and G.P. Resch. The comings and goings of actin: coupling protrusion and retraction in cell motility. Curr Opin Cell Biol. 2005. 17: 517 — 23.

193. Smith P.R., Fowler W.E., Pollard T.D., Aebi U. Structure of the actin molecule determined from electron micrographs of crystalline actin sheets with a tentative alignment of the molecule in the actin filament. J. Mol. Biol. 1983. 167 (3): 641 -660.

194. Spector I., Shochet N.R., Blasberger D., Kashman Y. Latrunculins: Novelmarine macrolides that disrupt microfilament organization and affect cell113growth. I. Comparison with cytochalasin D. Cell Motil. 1989. Cytoskel. 13: 127 -144.

195. Starkley J.R. Cell-matrix interactions during tumor invasion. Cancer Metastasis Rev. 1990. 3: 127- 141.

196. Stone T.W. CNS neurotransmitters and neuromodulators: dopamine. CRC Press LLC. Florida. 1996. 258 p.

197. Straub F.B. In studies from the Institute of Medical Chemistry University Szeged / F.B. Straub // Szent-Gyorgyi A. ed., S. Krager. Basel. 1942. V. II. P. 3 -15.

198. Sturmer K., Baumann O. Immunolocalization of a putative unconventional myosin on the surfaceof motile mitochondria in locust photoreceptors. Cell Tissue Res. 1998. 292: 219−227.

199. Su Y., Kondrikov D., Block E. R. Cytoskeletal regulation of nitric oxide synthase. Cell Biochem. Biophys. 2005. 43: 439 449.

200. Sunahara R.K., Niznik H.B., Weiner D.M., Stormann T.M., Brann M.R., Kennedy J.L., Gelernter J.E., Rozmahel R., Yang Y.L., Israel Y. Human dopamine D1 receptor encoded by an intronless gene on chromosome 5. Nature. 1990. 347 (6288): 80 83.

201. Svitkina, T.M., E.A. Bulanova, O.Y. Chaga, D.M. Vignjevic, S. Kojima, J.M. Vasiliev, and G.G. Borisy. Mechanism of filopodia initiation by reorganization of a dendric network. J Cell Biol. 2003. 160: 409 21.

202. Symons M.H., Mitchison T.J. Control of actin polymerization in live and permeabilized fibroblasts. J. Cell Biol. 1991. 114 (3): 503−513.

203. Takeuchi H., Ara G., Sausville E., Teicher B. Jasplakinolide: interaction with radiation and hyperthermia in human prostate carcinoma and Lewis lung carcinoma. Cancer Chemother. Pharmacol. 1998. 42 (6): 491 -496.

204. Tanenbaum S.E. Cytochalasin: biochemical and cell biological aspects. Elsevier/North-Holland Biomedical Press, Amsterdam. 1978. 326 pp.

205. Tilney L.G., Bonder E.M., Colluccio L.M., Mooseker M.S. Actin from Thyone sperm assembles on only one end of an actin filament. A behavior regulated by profilin. J. Cell. Biol. 1983. 97: 112 124.

206. Tilney L.G., Hatano S., Ishikawa H., Moosiker M.S. The polymerization of actin: its role in the generation of the acrosome process in certain echinoderm sperm. J. Cell Biol. 1973. 59: 109- 126.

207. Theriot J.A., Mitchison T.J. Actin microfilament dynamics in locomoting cells. Nature. 1991. 352: 126- 131.

208. Ujihara Y., Miyazaki H., Wada Sh. Morphological study of fibroblasts treated with cytochalasin D and colchicine using a confocal scanning microscopy. J. Physiol. Sci. 2008. 58: 499 506.

209. Urbanic E., Ware B.R. Actin filament capping and cleaving activity of cytochalasing B, D, E and H. Arch. Bioch. Bioph. 1989. 269: 181 187.

210. Uttamapinant C., White K.A., Baruah H., Thompson S., Fernandez-Suarez M., Puthenveetil S., Ting A.Y. A fluorophore ligase for site-specific protein labeling inside living cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2010. 107 (24): 1 091 410 919.

211. Van Tol H.H., Bunzow J.R., Guan H.C., Sunahara R.K., Seeman P., Niznik H.B., Civelli O. Cloning of the gene for a human dopamine D4 receptor with high affinity for the antipsychotic clozapine. Nature. 1991. 350 (6319): 610 -614.

212. Vandekerckhove J., Weber K. Actin amino-acid sequences. Comparison of actins from calf thymus, bovine brain, and SV40-transformed mouse 3T3 cells with rabbit skeletal muscle actin. Eur. J. Biochem. 1978. 90 (3): 451 -462.

213. Vandekerckhove J., Weber K. Chordate muscle actins differ distinctly from invertebrate muscle actins. The evolution of the different vertebrate muscle actins. J. Mol. Biol. 1984. 179 (3): 391−413.

214. Vindis C., Seguelas M.H., Lanier S., Parini A., Cambron C. Dopamine induces ERK activation in renal epithelial cells through H202 produced by monoamine oxidase. Kidney Int. 2001. 59: 76 86.

215. Vizi E.S. Role of high-affinity receptors and membrane transporters in nonsynaptic communication and drug action in the central nervous system. Pharmacol. Rev. 2000. 52 (1): 63 89.

216. Wada A., Fukuda M., Mishima M., Nishida E. Nuclear export of actin: a novel mechanism regulating the subcellular localization of a major cytoskeletal protein. EMBO J. 1998. 17: 1635 1641.

217. Wang Y.L. Exchange of actin subunits at the leading edge of living fibroblasts: possible role of treadmilling. J. Cell Biol. 1985. 101 (2): 597 602.

218. Weiner D.M., Levey A.I., Sunahara R.K., Niznik H.B., O’Dowd B.F., Seeman P., Brann M.R. D1 and D2 dopamine receptor mRNA in rat brain. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1991.88 (5): 1859- 1863.

219. Wegner, A. Treadmilling of actin at physiological salt concentration I An analysis of the critical concentrations of actin filaments. J Mol. Biol. 1982. 161: 607−615.

220. Welsh C.F., Zhu, D., and Bourguignon, L.Y. Interaction of CD44 variant isoforms with hyaluronic acid and the cytoskeleton in human prostate cancer cells. J. Cell Physiol. 1995. 164: 605 612.

221. Winder S. J., Ayscough K. R. Actin-binding proteins. J. Cell Sci. 2005. 118: 651 -654.

222. Yamaguchi H., Condeelis J. Regulation of the actin cytoskeleton in cancer cell migration and invasion. Biochim. Biophys acta. 2007. 1773: 200 220.

223. Yu J., Fischman, D.A., and Steck, T.L., J. Supramolec. Struct. 1973. 1: 233 -248.

224. Zhao K., Wang W., Rando O. J., Xue Y., Swiderek K.> Kuo A., Crabtree G. R. Rapid and phosphoinositol-dependent binding of the SWI/SNF-like BAF complex to chromatin after T lymphocyte receptor signaling. Cell. 1998. 95: 625 -636.

225. Список публикаций по теме диссертации Статьи в рецензируемых журналах.

226. Мошков Д. А., Павлик JT. JL, Шубина B.C., Парнышкова Е. Ю., Михеева И. Б. Цитоскелетная регуляция клеточной функции дофамином // Биофизика. 2010. Т. 55, № 5. С.: 850 856.

227. Парнышкова Е. Ю., В. П. Лавровская, E.H. Безгина, Л. Л. Павлик, Э. И. Лежнев, Д. А. Мошков. Морфологические основы влияния дофамина на жизнеспособность опухолевых клеток НЕр-2 // Морфология. 2011. Т. 140, № 6. С.: 69−74.

228. Парнышкова Е. Ю., Лавровская В. П., Л. Л. Павлик, Э. И. Лежнев, Д. А. Мошков. Цитохимическая визуализация дофамина как способ оценки содержания глобулярного актина в цитозоле живых клеток // Биологические мембраны. 2012. Т. 29, № 3. С.: 209 214.

229. Е. Ю. Парнышкова, E.H. Безгина, Л. И. Казакова, И. М. Вихлянцев, Н. Р. Тирас, Л. Л. Павлик, Д. А. Мошков. Дофамин как возможное вещество для онкотерапии и для количественной оценки цитозольного Г-актина // Биофизика. 2012. Т. 57, № 5. С.: 796 804.

230. Мошков Д. А., Романченко С. П., Парнышкова Е. Ю., E.H. Безгина, Заичкина С. И., Павлик Л. Л. Эффект дофамина на клетки асцитной карциномы Эрлиха // Бюллетень Экспериментальной биологии и медицины. 2012. Т. 154, № 11, С. 646−651.

231. Е. Ю. Парнышкова, E.H. Безгина, В. П. Лавровская, Л. Л. Павлик, Э. И. Лежнев, Д. А. Мошков. Морфологические исследования раковых клеток ТНР-1 in vitro под действием дофамина // Морфология. 2012. Т. 142,№ 6, С. 41−471. Статьи в сборниках.

232. Париышкова Е. Ю., Лавровская В. П. Цитохимическая визуализация глобулярного актина при малигнизации клеток // Рецепция и внутриклеточная сигнализация: Международная конференция. 24−26 мая 2011, Пущино. Т. 1.С.: 420−426.

233. Париышкова Е. Ю. Ультраструктурные исследования токсического действия дофамина на опухолевые клетки // 15-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология наука XXI века». 18−22 апреля 2011, Пущино. С.: 154.

234. Париышкова Е. Ю. Взаимодействие дофамина со злокачественными клетками, растущими в суспензии // IV Международный молодежный медицинский конгресс «Санкт-Петербургские научные чтения-2011». 7−9 декабря 2011, Санкт-Петербург. С.: 149.

235. Париышкова Е. Ю. Действие дофамина на злокачественные культуры клеток // 16-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология наука XXI века». 16−21 апреля 2012, Пущино. С.: 435.

236. Париышкова Е. Ю. Цитотоксическое действие дофамина на опухолевые клетки // Международная конференция молодых ученых.

237. Экспериментальная и теоретическая биофизика", 22−24 октября 2012, Пущино. С.: 23.1. Патенты.

238. Мошков Д. А., Парнышкова Е. Ю. «Средство, обладающее цитотоксической активностью по отношению к раковым клеткам человека в культуре» (Яи 2 453 309 С1).

239. Мошков Д. А., Парнышкова Е. Ю., Романченко С. П. «Средство для лечения злокачественных асцитных опухолей» (БШ 2 464 974 С1)1. По данной тематике также:

240. Получен У.М.Н.И.К. по теме: «Разработка новой концепции в созданиионкотерапевтических препаратов» автор: Парнышкова Е.Ю.1. БЛАГОДАРНОСТИ.

241. В заключение я хочу искренне поблагодарить моих научных руководителей профессора, д.б.н. Мошкова Дмитрия Алексеевича и д.б.н. Павлик Любовь Леоновну за постоянную помощь в проведении работы и подготовке диссертации, ценные советы и рекомендации.

242. Хочу поблагодарить зав. лаборатории цитотехнологии профессора, д.т.н. Лежнева Энрика Ивановича и сотрудницу его лаборатории Лавровскую.

243. Заичкиной Светлане Игоревне и ее сотруднику Романченко Сергею.

244. Я благодарна своим родителям и родным за постоянную поддержку и помощь, а также моим друзьям Шаталину Юрию Викторовичу и Шубиной Виктории Сергеевне за инеоценимые советы.

Показать весь текст

Заполнить форму текущей работой