Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Формирование резистентности у вируса простого герпеса к Н-фосфонату ацикловира

Диссертация: Формирование резистентности у вируса простого герпеса к Н-фосфонату ацикловира
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Обзор литературы2. 1. Вирус герпеса простого тип2. 1. 1. Характеристика ферментов вируса герпеса простого тип. 2. Изучение структуры генов ТК и ДНК-полимеразы ВПГ-1 штаммов L2 и L2/R. Введение. Тимидинкиназа ВПГ2. 1. 2. 1. Доноры фосфора. Методы. Изучение генов Ш23 и ШЗО ВПГ-1 штаммов, резистентных к Нфосфонату ацикловира3. 3. 2. 1. Анализ теиаШ23 (тимидинкиназы). 2. Анализ гена ШЗО… Читать ещё >

Содержание

  • 1. Введение
  • 2. Обзор литературы
    • 2. 1. Вирус герпеса простого тип
      • 2. 1. 1. Характеристика ферментов вируса герпеса простого тип
      • 2. 1. 2. Тимидинкиназа ВПГ
        • 2. 1. 2. 1. Доноры фосфора
        • 2. 1. 2. 2. Акцепторы фосфора. Противогерпетические препараты
        • 2. 1. 2. 3. Механизм действия тимидинкиназы вируса герпеса простого тип
        • 2. 1. 2. 4. Структура активного центра тимидинкиназы вируса герпеса простого тип
      • 2. 1. 3. ДНК-полимеразаВПГ
    • 2. 2. Исследование мутантных генотипов штаммов ВПГ-1, резистентных к антигерпетическим препаратам
  • 3. Экспериментальная часть
    • 3. 1. Обоснование работы и поставленные задачи
    • 3. 2. Материалы и методы
      • 3. 2. 1. Материалы и оборудование
      • 3. 2. 1. Методы
    • 3. 3. Результаты и обсуждение
      • 3. 3. 1. Изучение генов UL23 и UL 30 ВПГ-1 штаммов L2 и L2/R
        • 3. 3. 1. 1. Выделение и характеристика тимидинкиназы ВПГ-1 эталонного штамма L
        • 3. 3. 1. 2. Изучение структуры генов ТК и ДНК-полимеразы ВПГ-1 штаммов L2 и L2/R
        • 3. 3. 1. 3. Установление ферментативной активности тимидинкиназы штамма L2/R
      • 3. 3. 2. Изучение генов Ш23 и ШЗО ВПГ-1 штаммов, резистентных к Нфосфонату ацикловира
        • 3. 3. 2. 1. Анализ теиаШ23 (тимидинкиназы)
        • 3. 3. 2. 2. Анализ гена ШЗО (ДНК-полимеразы)

Формирование резистентности у вируса простого герпеса к Н-фосфонату ацикловира (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Одним из самых распространенных патогенов человека является вирус простого герпеса первого типа (ВПГ-1). По данным всемирной организации здравоохранения носителями данного вируса являются 95% населения Земли. У большинства инфицированных людей данное заболевание протекает в виде везикулярных высыпаний на слизистых оболочках. Однако при иммунодефицитом состоянии пациента, которое может быть вызвано ВИЧ-инфекцией или процедурами, необходимыми при пересадке органов, ВПГ-1 часто приводит к летальному исходу. ВПГ-1, попадая внутрь организма, остаётся там пожизненно. В настоящий момент не разработано лекарственных средств, которые полностью уничтожали бы ВПГ-1. За последние полвека было предложено много антигерпетических средств различной природы, однако, наибольшее распространение получили модифицированные нуклеозиды, в том числе ациклические нуклеозидные аналоги (ацикловир, ганцикловир и др.), некоторые из них вошли в широкую медицинскую практику для терапии герпетических инфекций.

Механизм действия таких нуклеозидных препаратов хорошо известен. Сначала при помощи вирусного фермента — тимидинкиназы — осуществляется фосфорилирование нуклеозида до нуклеозид-5'-монофосфата, затем происходят два последовательных фосфорилирования с использованием ферментов клетки-хозяина до соответствующего трифосфатного производного нуклеозида. На следующем этапе, полученный модифицированный нуклеотид включается вирусспецифической ДНК-полимеразой во вновь синтезируемую цепь ДНК, что приводит к терминации биосинтеза вирусной ДНК.

Однако длительное применение нуклеозидных антигерпетических препаратов приводит к появлению штаммов ВПГ-1, устойчивых к действию этих соединений. Резистентность ВПГ-1 к нуклеозидным препаратам обусловлена одним из следующих факторов или их сочетанием: (а) полной потерей активности, изменением субстратной специфичности или понижением экспрессии вирусной тимидинкиназы, (б) понижением активности или изменением субстратной специфичности вирусной ДНК-полимеразы. Появление таких резистентных к антигерпетическим препаратам штаммов ВПГ-1 вынуждает вести поиск новых лекарственных препаратов. Данная работа является частью этого исследовательского направления.

2. Литературный обзор

5. Выводы.

1. Получена и охарактеризована тимидинкиназа ВПГ-1 из эталонного для России штамма Ь2. Определены Кт: для тимидина -1 мкМ и ацикловира — 200 мкМ.

2. Установлено, что Н-фосфонат ацикловира ингибирует ферментативную активность тимидинкиназы ВПГ-1 штамма Ь2 по смешанному механизму.

3. Для эталонного штамма ВПГ-1 Ь2 установлена нуклеотидная и аминокислотная последовательности генов ИЬ23 и ИЬЗО (тимидинкиназы и ДНК-полимеразы).

4. Установлена нуклеотидная и аминокислотная последовательности генов ТК и ДНК-полимеразы ВПГ-1 лабораторного штамма Ь2/Я, глубоко резистентного к ацикловиру. Выявлены мутации в гене 11Ь23 (ТК) данного штамма, обуславливающие его резистентность: «^8813., Я220Н.

5. Установлена нуклеотидная и аминокислотная последовательности генов ТК и ДНК-полимеразы ВПГ-1 9 штаммов, резистентных к Н-фосфанату ацикловира. Выявлена общая для всех штаммов мутация в гене ТК-С841Т, приводящая к получению укороченного белка, частично сохраняющего свою активность. Установлен необычный спектр мутаций в генах ТК и ДНК-полимеразы у штаммов, резистентных к Н фосфонату ацикловира.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Piret J., Boivin G. Resistance of herpes simplex viruses to nucleoside analogues: mechanisms, prevalence, and management // Antimicrob Agents Chemother. 2011. Feb-55(2):459−72.
  2. De Clercq E. Antivirals for the treatment of Herpesvirus infections // J. Antimicrobial. Chemotherapy Suppl. 1993. A 32:121−132.
  3. Chen M.S., Prusoff W.H. Phosphorylation of 5-iodo-5'-amino-2', 5', dideoxyuridine by herpes simplex virusT type 1 encoded thymidine kinase // J Biol Chem. 1979. Oct 25−254(20): 10 449−52.
  4. Ilslye D.D., Lee S.H., Miller W.H., Kuchta R.D. Aciclic guanosine analogs inhibit DNA polymerases a, 5 and s with very different potencies and have unique mechanisms of action // Biochemistry. 1995. 34: 2504−2510.
  5. Deback C., Boutolleau D., Depienne C, Luyt C.E., Bonnafous P., Gautheret-Dejean A., Garrigue I., Agut H. Utilization of microsatellite polymorphism for differentiating herpes simplex virus type 1 strains // J. Clin. Microbiol. 2009. 47:533−540.
  6. McGeoch D.J., Dolan A., Donald S., Brauer D.H. Complete DNA sequence of the short repeat region in the genome of herpes simplex virus type 1 // Nucleic Acids Res. 1986. 14:1727−1745.
  7. McKnight S.L. The nucleotide sequence and transcript map of the herpes simplex virus thymidine kinase gene // Nucleic. Acids. Res. 1980. 8(24):5949−64.
  8. Waldman A.S., Wild K., Bohner T., Aubry A., Folkers G., Schulz G.E. The three-dimensional structure of thymidine kinase from herpes simplex virus type 1 //FEBS. Lett. 1995. 368(2):289−92.
  9. Wurth C., Thomas R.M., Folkers G., Scapozza L. Folding and self-assembly of herpes simplex virus type 1 thymidine kinase. J. Mol. Biol. 2001. Oct 26−313(3):657−70.
  10. Chen M.S., Prusoff W.H. Association of thymidylate kinase activity with pyrimidine deoxyribonucleoside kinase induced by herpes simplex virus // J Biol Chem. 1978. Mar 10−253(5):1325−7.
  11. Kit S. Thymidine kinase // Microbiol Sci. 1985. Dec-2(12):369−75. Review.
  12. Kit S., Leung W.C., Trkula D., Dubbs D.R., Jorgensen G. Gel electrophoresis, isoelectric focusing, and localization of thymidine kinase in normal and simian virus 40-infected monkey cells // Intervirology. 1973. 2(3): 137−51.
  13. Leung W.C., Dubbs D.R., Trkula D., Kit S. Mitochondrial and herpesvirus-specific deoxypyrimidine kinases // J. Virol. 1975. Sep- 16(3):486−97.
  14. Cheng Y.C., Dutschman G., De Clercq E., Jones A.S., Rahim S.G., Verhelst G., Walker R.T. Differential affinities of 5-(2-halogenovinyl)-2'-deoxyuridines for deoxythymidine kinases of various origins // Mol. Pharmacol. 1981. Jul-20(l):230−3.
  15. De Clercq E., Naessens L., De Bolle L., Schols D., Zhang Y., Neyts J. Antivirial agents active against Human Herpesviruses // Rev. Med. Virol. 2001. 11:381−95.
  16. Fyfe J.A., Keller P.M., Furman P.A., Miller R.L., Elion G.B. Thymidine kinase from herpes simplex virus phosphorylates the new antiviral compound, 9-(2-hydroxyethoxymethyl)guanine // J. Biol. Chem. 1978. Dec 25−253(24):8721−7.
  17. Miller W.H., Miller R.L. Phosphorylation of acyclovir (acycloguanosine) monophosphate by GMP kinase // J. Biol. Chem. 1980. 255:7204−7207.
  18. Miller W.H., Miller R.L. Phosphorylation of acyclovir diphosphate by cellular enzymes //Biochem. Pharmacol. 1982. 31:3879−3884.
  19. Elion G.B. Acyclovir: discovery, mechanism of action and selectivity // J. Med. Virol. 1993. Sl:2−6.
  20. Reardon J.E., Spector T. Herpes simplex virus type 1 DNA polymerase. Mechanism of inhibition by acyclovir triphosphate // J. Biol. Chem. 1989. 264:7405−7411.
  21. Elion G.B., Furman P.A., Fyfe J.A., de Miranda P., Beauchamp L., Schaeffer H.J. Selectivity of action of an antiherpetic agent, 9-(2-hydroxyethoxymethyl) guanine // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1977. Dec-74(12):5716−20.
  22. De Clercq E., Krajewska E., Descamps J., Torrence P.F. Anti-herpes activity of deoxythymidine analogues: specific dependence on virus-induced deoxythymidine kinase //Mol. Pharmacol. 1977. Sep-13(5):980−4.
  23. Aswell J.F., Allen G.P., Jamieson A.T., Campbell D.E., Gentry G.A. Antiviral activity of arabinosylthymine in herpesviral replication: mechanism of action in vivo and in vitro // Antimicrob. Agents. Chemother. 1977. Aug-12(2):243−54.
  24. McGee D.P.C., Martin J.C., Smee D. F., Matthews T. R., Verheyden J.P.H. Synthesis and antiherpes simplex virus activity of 9-l, 3-Dihydroxy- 2-propylthio)methyl.guanine // J.Med.Chem. 1985. 28, 1242−1245.
  25. De Clercq E., Descamps J., De Somer P., Barr P.J., Jones A.S., Walker R.T. (E)-5-(2-Bromovinyl)-2'-deoxyuridine: a potent and selective anti-herpes agent // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. Jun-76(6):2947−51.
  26. Cheng Y.C. Deoxythymidine kinase induced in the HELA TK- cells by herpes simplex virus type I and type II. Substrate specificity and kinetic behavior//Biochim. Biophys. Acta. 1976. Dec 8−452(2):370−81.
  27. Kussmann-Gerber S., Kuonen O., Folkers G., Pilger B.D., Scapozza L. Drug resistance of herpes simplex virus type 1-structural considerations at the molecular level of the thymidine kinase // Eur. J. Biochem. 1998. Jul 15−255(2):472−81.
  28. Wurth C., Kessler U., Vogt J., Schulz G.E., Folkers G., Scapozza L. The effect of substrate binding on the conformation and structural stability of Herpes simplex virus type 1 thymidine kinase // Protein Sci. 2001. Jan-10(l):63−73.
  29. Darby G., Lader B.A., Inglis M.M. Evidens that the active center of the Herpes simplex virus thymidine kinase involves an interaction between three distinct regions of the polypeptide // J. Gen. Virol. 1986. 11: 381−95.
  30. Liu Q., Summers W.C. Site-directed mutagenesis of a nucleotide-binding domain in HVS-1 thymidine kinase: effects on catalytic activity // Virology. 1988. 163,638−642.
  31. Folkers G., Trumpp-Kallmeyer S., Gutbrod O., Krickl S., Fetzer J., Keil G.M. Computer-aided active-site-directed modeling of the herpes simplex virus 1 and human thymidine kinase // J. Comput. Aided. Mol. Des. 1991. 0ct-5(5):385−404.
  32. Black M.E., Lawrence A.L. Identification of important residues within the putative nucleoside binding site of HVS-1 thymidine kinase by random sequence selection: analysis of selected mutants in vitro // Biochemistry. 1993. 32, 11 618−11 626.
  33. Pilger B.D., Perozzo R., Alber F., Wurth C., Folkers G., Scapozza L. Substrate diversity of herpes simplex virus thymidine kinase. Impact Of the kinematics of the enzyme //J. Biol Chem. 1999. Nov 5−274(45):31 967−73.
  34. Balzarini J., Liekens S., Esnouf R., De Clercq E. The A167Y mutation converts the herpes simplex virus type 1 thymidine kinase into a guanosine analogue kinase // Biochemistry. 2002. May 21−41(20):6517−24.
  35. Rechtin T.M., Black M.E., Mao F., Lewis M.L., Drake R.R. Purification and photoafflnity labeling of herpes simplex virus type-1 thymidine kinase // J. Biol. Chem. 1995. Mar 31−270(13):7055−60.
  36. Black M.E., Newcomb T.G., Wilson H-M.P., Loeb L.A. Creation of drug-specific herpes simplex virus type 1 thymidine kinase mutants for gene therapy //Prot. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. 93, 3525−3529.
  37. Wild K., Bohner T., Aubry A., Folkers G., Schulz G.E. The three-dimensional structure of thymidine kinase from herpes simplex virus type 1 // FEBS Lett. 1995. 368(2):289−92.
  38. Wild K., Bohner T., Folkers G., Schulz G.E. The structures of thymidine kinase from herpes simplex virus type 1 in complex with substrates and a substrate analogue //Protein Sci. 1997. 6:2097−2106.
  39. Evans J.S., Lock K.P., Levine B.A., Champness J.N., Sanderson M.R., Summers W.C., McLeish P.J., Buchan A. Herpesviral thymidine kinases: laxity and resistance by design // J. Gen. Virol. 1998. 79:2083−2092.
  40. Gardberg A., Shuvalova L., Monnerjahn C., Konrad M., Lavie A. Structural basis for the dual thymidine and thymidylate kinase activity of herpes thymidine kinases // Structure (Camb). 2003. Oct-l 1(10): 1265−77.
  41. De Winter H., Herdewijn P. Understanding the binding of 5-substituted 2'-deoxyuridine substrates to thymidine kinase of herpes simplex virus type-1 // J. Med. Chem. 1996. Nov 22−39(24):4727−37.
  42. Alber F., Kuonen O., Scapozza L., Folkers G., Carloni P. Density functional studies on herpes simplex virus type 1 thymidine kinase-substrate interactions: the role of Tyr-172 and Met-128 in thymine fixation.// Proteins. 1998. Jun l-31(4):453−9.
  43. Vogt J., Perozzo R., Pautsch A., Prota A., Schelling P., Pilger B., Folkers G., Scapozza L., Schulz GE. Nucleoside binding site of herpes simplex type 1 thymidine kinase analyzed by X-ray crystallography // Proteins. 2000. Dec l-41(4):545−53.
  44. Lehman I.R., Boehmer P. E. Replication of herpes simplex virus DNA // J. Biol. Chem. 1999.274:28 059−28 062.
  45. Knopf K.W. Properties of herpes simplex virus DNA polymerase and characterization of its associated exonuclease activity // Eur. J. Biochem. 1979. 98:231−244.
  46. Crate J.J., Lehman I.R. Herpes simplex-1 DNA polymerase. Identification of an intrinsic 5'—3' exonuclease with ribonuclease H activity // J. Biol. Chem. 1989. 264:19 266−19 270.
  47. Digard P., Bebrin W.R., Weisshart K., Coen D. M. The extreme C terminus of herpes simplex virus DNA polymerase is crucial for functional interaction with processivity factor UL42 and for viral replication // J. Virol. 1993. 67:398−406.
  48. Gottlieb J., Marcy A.I., Coen D.M., Challberg M.D. The herpes simplex virus type 1 UL42 gene product: a subunit of DNA polymerase that functions to increase processivity// J. Virol. 199 064:5976−5987.
  49. Zhang J., Chung D.W., Tan C.K., Downey K.M., Davie E.W., So A.G. Primary structure of the catalytic subunit of calf thymus DNA polymerase delta: sequence similarities with other DNA polymerases // Biochemistry. 1991. Dec 24−30(51):11 742−50.
  50. Bernad A., Blanco L., Lazaro J.M., Martin G, Salas M. A conserved 3'— 5' exonuclease active site in prokaryotic and eukaryotic DNA polymerases // Cell. 1989. 59:219−228.
  51. De Clercq E., Sakuma Tk>, Baba Mio, Pauwels Rio, Balzarini Jk>, Rosenberg I. Holy A Antiviral activity of phosphonylmethoxyalkyl derivatives of purine and pyrimidines // Antiviral Res. 1987. Dec-8(5−6):261−72.
  52. Larder B.A., Cheng Y-C., Darby G. Characterization of abnormal thymidine kinases induced by drug-resistant strains of herpes simplex virus type 1 // J. Gen. Virol. 1983. 64: 523−32.
  53. Gaudreau A., Hill E., Balfour H.H.Jr., Erice A., Boivin G. Phenotypic and genotypic characterization of acyclovir-resistant herpes simplex viruses from immunocompromised patients // J. Infect. Dis. 1998. 178:297−303.
  54. Hill E.L., Hunter G.A., Ellis M.N. In vitro and in vivo characterization of herpes simplex virus clinical isolates recovered from patients infected with human immunodeficiency virus // Antimicrob. Agents. Chemother. 1991. 35(11):2322−8.
  55. Kudo E., Shiota H., Naito T., Satake K., Itakura M. Polymorphisms of thymidine kinase gene in herpes simplex virus type 1: analysis of clinical isolates from herpetic keratitis patients and laboratory strains // J. Med. Virol. 1998. Oct-56(2):151−8.
  56. Saijo M., Suzutani T., Niikura M., Morikawa S., Kurane I. Importance of C-terminus of herpes simplex virus type 1 thymidine kinase for maintaining thymidine kinase and acyclovir-phosphorylation activities // J. Med. Virol. 2002. Mar-66(3):388−93.
  57. Bestman-Smith J., Schmit I., Papadopoulou B., Boivin G. Highly reliable heterologous system for evaluating resistance of clinical herpes simplex virus isolates to nucleoside analogues // J. Virol. 2001. 75:3105−3110.
  58. Pottage J.C., Kessler H.A. Herpes simplex virus resistance to acyclovir: clinical relevance // Infect. Agents Dis. 1995. 4:115−124. 166.
  59. Hwang C.B., Horsburgh B., Pelosi E., Roberts S., Digard P., Coen D.M. A net +1 frameshift permits synthesis of thymidine kinase from a drug-resistant herpes simplex virus mutant // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. 91(12):5461−5.
  60. Sasadeusz J.J., Tufaro F., Safrin S., Schubert K., Hubinette M.M., Cheung P.K., Sacks S.L. Homopolymer mutational hot spots mediate herpes simplex virus resistance to acyclovir // J Virol. 1997. May-71(5):3872−8.
  61. Palu G., Gerna G., Bevilacqua F., Marcello A. A point mutation in the thymidine kinase gene is responsible for acyclovir-resistance in herpes simplex virus type 2 sequential isolates // Virus Res. 1992. 25:133−144.
  62. Chibo D., Druce J., Sasadeusz J., Birch C. Molecular analysis of clinical isolates of acyclovir resistant herpes simplex virus // Antiviral. Res. 2004. 61:83−91.
  63. Frobert E., Cortay J.C., Ooka T., Najioullah F., Thouvenot D., Lina B., Morfin F. Genotypic detection of acyclovir-resistant HSV-1: characterization of 67 ACV-sensitive and 14 ACV-resistant viruses // Antiviral Res. 2008. 79, 2836.
  64. Schmit I., Boivin G. Characterization of the DNA polymerase and thymidine kinase genes of herpes simplex virus isolates from AIDS patients in whom acyclovir and foscarnet therapy sequentially failed // J. Infect. Dis. 1999. 180:487−490.
  65. Collins P., Larder B.A., Oliver N.M., Kemp S., Smith I.W., Darby G. Characterization of a DNA polymerase mutant of herpes simplex virus from a severely immunocompromised patient receiving acyclovir // J. Gen. Virol. 1989. Feb-70 (Pt2):375−82.
  66. Hwang C.B., Ruffher K.L., Coen D.M. A point mutation within a distinct conserved region of the herpes simplex virus DNA polymerase gene confers drug resistance // J. Virol. 1992. 66:1774−1776.
  67. Kuhn F.J., Knopf C.W. Herpes simplex virus type 1 DNA polymerase. Mutational analysis of the 3'-5'-exonuclease domain // J. Biol. Chem. 1996. 271:29 245−29 254.
  68. Gibbs J.S., Chiou H.C., Bastow K.F., Cheng Y.C., Coen D.M. Identification of amino acids in herpes simplex virus DNA polymerase involved in substrate and drug recognition // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1988. 85:6672−6676.
  69. Larder B.A., Kemp S. D., Darby G. Related functional domains in virus DNA polymerases // EMBO J. 1987. 6:169−175.
  70. Hwang Y.T., Liu B.Y., Coen D.M., Hwang C.B. Effects of mutations in the Exo III motif of the herpes simplex virus DNA polymerase gene on enzyme activities, viral replication, and replication fidelity // J. Virol. 1997. 71:77 917 798.
  71. Hwang Y.T., Smith J.F., Gao L., Hwang C.B. Mutations in the Exo III motif of the herpes simplex virus DNA polymerase gene can confer altered drug sensitivities. Virology. 1998. 246:298−305.
  72. Duffy K.E., Quail M.R., Nguyen T.T., Wittrock R.J., Bartus J. O, Halsey W.M., Leary J.J., Bacon T.H., Sarisky R.T. Assessing the contribution of the herpes simplex virus DNA polymerase to spontaneous mutations // BMC Infect. Dis. 2002. 2:7.
  73. Sauerbrei A., Deinhardt S., Zell R., Wutzler P. Phenotypic and genotypic characterization of acyclovir-resistant clinical isolates of herpes simplex virus // Antiviral Res. 2010. 86:246−252
  74. Schulte E.C., Sauerbrei A., Hoffmann D., Zimmer C., Hemmer B., Mu. hlau M. Acyclovir resistance in herpes simplex encephalitis // Ann. Neurol. 2010. 67:830−833
  75. Graham D., Larder B.A., Inglis M.M. Evidence that the 'active centre' of the herpes simplex virus thymidine kinase involves an interaction between three distinct regions of the polypeptide // J. Gen. Virol. 1986. 67(4):753- 758.
  76. Bestman-Smith J., Boivin G. Drug resistance patterns of recombinant herpes simplex virus DNA polymerase mutants generated with a set of overlapping cosmids and plasmids // J. Virol. 2003. 77:7820−7829.
  77. Bestman-Smith J., Boivin G. Herpes simplex virus isolates with reduced adefovir susceptibility selected in vivo by foscarnet therapy // J. Med. Virol. 2002. 67:88−91.
  78. Bestman-Smith J., Boivin G. Herpes simplex virus isolates with reduced adefovir susceptibility selected in vivo by foscarnet therapy // J. Med. Virol. 2002. 67:88−91.
  79. Szpara M.L., Parsons L., Enquist L.W. Sequence Variability in Clinical and Laboratory Isolates of Herpes Simplex Virus 1 Reveals New Mutations // J. of Virol. 2010. p. 53 03−5313.
  80. Sun N., Cassell M.D., Perlman S. Anterograde, transneuronal transport of herpes simplex virus type 1 strain HI 29 in the murine visual system // J. Virol. 1996. 70:5405−5413.
  81. Zemanick M.C., Strick P.L., Dix R.D. Direction of transneuronal transport of herpes simplex virus 1 in the primate motor system is strain-dependent // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1991. 88:8048−8051.
  82. Dix R.D., McKendall R.R., Baringer J.R. Comparative neurovirulence of herpes simplex virus type 1 strains after peripheral or intracerebral inoculation ofBALB/c mice //Infect. Immun. 1983. 40:103−112.
  83. Kienzle T.E., Henkel J.S., Ling J.Y., Banks M.C., Beers D.R., Jones B., Stroop W.G. Cloning and restriction endonuclease mapping of herpes simplex virus type-1 strains H129 and -GC // Arch. Virol. 1995. 140:1663- 1675.
  84. Ling J.Y., Kienzle T.E., Chen T.M., Henkel J.S., Wright G.C., Stroop W. G. Comparative analyses of the latency-associated transcript promoters from herpes simplex virus type 1 strains HI 29, -GC and KOS-63 // Virus Res. 1997. 50:95−106.
  85. Ejercito P.M., Kieff E.D., Roizman B. Characterization of herpes simplex virus strains differing in their effects on social behaviour of infected cells // J. Gen. Virol. 1968. 2:357−364.
  86. Buchman T.G., Simpson T., Nosal C., Roizman B., Nahmias A.J. The structure of herpes simplex virus DNA and its application to molecular epidemiology//Ann. N. Y. Acad. Sci. 1980. 354:279−290.
  87. Chaney S.M., Warren K.G., Kettyls J., Zbitnue A., Subak-Sharpe J.H. A comparative analysis of restriction enzyme digests of the DNA of herpes simplex virus isolated from genital and facial lesions // J. Gen. Virol. 1983. 64(2):357−371.
  88. Orvedahl A., Alexander D., Talloczy Z., Sun Q., Wei Y., Zhang W., Burns D., Leib D.A., Levine B. HSV-1 ICP34.5 confers neurovirulence by targeting the Beclin 1 autophagy protein // Cell Host Microbe. 2007. 1:23−35.
  89. Baird N.L., Yeh P.C., Courtney R.J., Wills J. W. Sequences in the UL11 tegument protein of herpes simplex virus that control association with detergent-resistant membranes // Virology. 2008. 374:315−321.
  90. Leege T., Fuchs W., Granzow H., Kopp M., Klupp B.G., Mettenleiter T.C. Effects of simultaneous deletion of pULll and glycoprotein M on virion maturation of herpes simplex virus type 1 // J. Virol. 2009. 83:896−907.
  91. Loomis J.S., Courtney R.J., Wills J.W. Packaging determinants in the UL11 tegument protein of herpes simplex virus type 1 // J. Virol. 2006. 80:10 534−10 541.
  92. Yeh P.C., Meckes D. G., Wills J.W. Analysis of the interaction between the UL11 and UL16 tegument proteins of herpes simplex virus // J. Virol. 2008.82:10 693−10 700.
  93. McGraw H.M., Awasthi S., Wojcechowskyj J.A., Friedman H.M. Anterograde spread of herpes simplex virus type 1 requires glycoprotein E and glycoprotein I but not Us9 // J. Virol. 2009. 83:8315−8326.
  94. Snyder A., Polcicova K., Johnson D.C. Herpes simplex virus gE/gl and US9 proteins promote transport of both capsids and virion glycoproteins in neuronal axons // J. Virol. 2008. 82:10 613−10 624.
  95. Norberg P., Bergstrom T., Rekabdar E., Lindh M., Liljeqvist J.A. Phylogenetic analysis of clinical herpes simplex virus type 1 isolates identified three genetic groups and recombinant viruses // J. Virol. 2004. 78:10 755−10 764.
  96. Norberg P., Olofsson S., Tarp M.A., Clausen H., Bergstrom T., Liljeqvist J.A. Glycoprotein I of herpes simplex virus type 1 contains a unique polymorphic tandem-repeated mucin region // J. Gen. Virol. 2007. 88:16 831 688.
  97. Coen D.M. The implications of resistance to antiviral agents for herpesvirus drug targets and drug therapy // Antiviral. Res. 1991. 15,287−300.
  98. Jamieson A.T., Subak-Sharpe J.H. Biochemical studies on the herpes simplex virus-specified deoxypyrimidine kinase activity // J. Gen. Virol. 1974. Sep-24(3):481−92.
  99. Cheng Y.C., Ostrander M. Deoxythymidine kinase induced in HeLa TK-cells by herpes simplex virus type I and type II. II. Purification and characterization//J. Biol. Chem. 1976. May 10−251(9):2605−10.
  100. Kost R.G., Hill E.L., Tigges M., Straus S.E. Briefreport: recurrent acyclovirresistant genital herpes in an immunocompetent patient // N. Engl. J. Med. 1993.329,1777−1782.
  101. Andrei G., Fiten P., Froeyen M., De Clercq E., Opdenakker G., Snoek R. DNA polymerase mutations in drug-resistant herpes simplex virus mutations determine in vivo neurovirulentce and drug-enzyme interactions.// Antivir. Ther. 2007. 12:719−732.
  102. Coen D.M. Antiviral drug resistance in herpes simplex virus // Adv. Exp. Med. Biol. 1996. 394:49−57.
  103. Morfin F., Thouvenot D. Herpes simplex virus resistance to antiviral drugs // J. Clin. Virol. 2003 Jan-26(l):29−37. Review.
  104. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование // Мир 1984.
  105. Chen M.S., Walker J., Prusoff W.H. Kinetic studies of herpes simplex virus type 1-encoded thymidine and thymidylate kinase, a multifunctional enzyme // J Biol Chem. 1979. Nov 10−254(21): 10 747−53.
  106. , Э. Уэбб. «Ферменты" — В 3-х т. — Пер. с англ. — Т.1−2. — М.: Мир, 1982. — 808.
  107. Г. А., Шобухов В. М., Леонтьева Н. А., ЯськоМ.В. // Биоорган, химия. 1997. Т. 23. С. 906−909.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!