Π”ΠΈΠΏΠ»ΠΎΠΌΡ‹, курсовыС, Ρ€Π΅Ρ„Π΅Ρ€Π°Ρ‚Ρ‹, ΠΊΠΎΠ½Ρ‚Ρ€ΠΎΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅...
Брочная ΠΏΠΎΠΌΠΎΡ‰ΡŒ Π² ΡƒΡ‡Ρ‘Π±Π΅

Роль сСнсорных РНК Π² рСгуляции ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ Bacillus subtilis

Π”ΠΈΡΡΠ΅Ρ€Ρ‚Π°Ρ†ΠΈΡΠŸΠΎΠΌΠΎΡ‰ΡŒ Π² Π½Π°ΠΏΠΈΡΠ°Π½ΠΈΠΈΠ£Π·Π½Π°Ρ‚ΡŒ ΡΡ‚ΠΎΠΈΠΌΠΎΡΡ‚ΡŒΠΌΠΎΠ΅ΠΉ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹

ΠŸΡ€ΠΎΠ²Π΅Π΄Π΅Π½ ΠΌΡƒΡ‚Π°Ρ†ΠΈΠΎΠ½Π½Ρ‹ΠΉ Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ· Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE Π’. subtilis, ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΡŽΡ‰Π΅Π³ΠΎ синтСз трансмСмбранного Π±Π΅Π»ΠΊΠ°, отвСтствСнного Π·Π° ΡΠΊΡΠΏΠΎΡ€Ρ‚ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… оснований ΠΈΠ· ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΊΠΈ. УстановлСно, Ρ‡Ρ‚ΠΎ лидСрная ΠΎΠ±Π»Π°ΡΡ‚ΡŒ Π³Π΅Π½Π° pbuE ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΠ΅Ρ‚ ΡΠΏΠ΅Ρ†ΠΈΡ„ΠΈΡ‡Π΅ΡΠΊΡƒΡŽ ΡΠ΅Π½ΡΠΎΡ€Π½ΡƒΡŽ РНК. Показано, Ρ‡Ρ‚ΠΎ Π³Π»Π°Π²Π½Ρ‹ΠΌΠΈ низкомолСкулярными эффСкторами, этой сСнсорной РНК ΡΠ²Π»ΡΡŽΡ‚ΡΡ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Π΅ основания* Π°Π΄Π΅Π½ΠΈΠ½ ΠΈ Π΄ΠΈΠ°ΠΌΠΈΠ½ΠΎΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½, Π΄ΠΎΠ±Π°Π²Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Ρ…… Π§ΠΈΡ‚Π°Ρ‚ΡŒ Π΅Ρ‰Ρ‘ >

Π‘ΠΎΠ΄Π΅Ρ€ΠΆΠ°Π½ΠΈΠ΅

  • Π“Π»Π°Π²Π° 1. ΠžΠ‘Π—ΠžΠ  Π›Π˜Π’Π•Π ΠΠ’Π£Π Π«
    • 1. 1. ΠŸΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹ΠΉ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌ Ρƒ Bacillus subtilis ΠΈ Π΅Π³ΠΎ рСгуляция. стр
      • 1. 1. 1. Π‘ΠΈΠ½Ρ‚Π΅Π· ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… Π½ΡƒΠΊΠ»Π΅ΠΎΡ‚ΠΈΠ΄ΠΎΠ² de novo. стр
      • 1. 1. 2. Π€Π΅Ρ€ΠΌΠ΅Π½Ρ‚Ρ‹, ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚Π²ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΠ΅ Π² ΠΏΡ€ΠΎΡ†Π΅ΡΡΠ΅ биосинтСза IMP de novo. стр
      • 1. 1. 3. ГСнСтичСский ΠΊΠΎΠ½Ρ‚Ρ€ΠΎΠ»ΡŒ биосинтСза ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ² Ρƒ Π’. subtilis. стр
      • 1. 1. 4. РСгуляция экспрСссии Π³Π΅Π½ΠΎΠ² ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ Π’. subtilis. стр
    • 1. 2. РСгуляция экспрСссии Π³Π΅Π½ΠΎΠ² с ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΈΠ΅ΠΌ сСнсорных РНК. стр
      • 1. 2. 1. Бтруктурная организация сСнсорных РНК. стр
      • 1. 2. 2. ΠœΠ΅Ρ…Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΡ‹ рСгуляции экспрСссии Π³Π΅Π½ΠΎΠ² с ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΈΠ΅ΠΌ сСнсорных РНК. стр
      • 1. 2. 3. ΠšΠ»Π°ΡΡΠΈΡ„ΠΈΠΊΠ°Ρ†ΠΈΡ сСнсорных РНК. стр
      • 1. 2. 4. ΠŸΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Π΅ сСнсорныС РНК. стр
        • 1. 2. 4. 1. Π‘Ρ‚Ρ€ΡƒΠΊΡ‚ΡƒΡ€Π° Π°ΠΏΡ‚Π°ΠΌΠ΅Ρ€Π½ΠΎΠ³ΠΎ Π΄ΠΎΠΌΠ΅Π½Π° ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… сСнсорных РНК. стр
        • 1. 2. 4. 2. Гуаниновая ΠΈ Π°Π΄Π΅Π½ΠΈΠ½ΠΎΠ²Π°Ρ сСнсорная РНК: ΠΏΠΎΡ…ΠΎΠΆΠΈΠ΅ Π°ΠΏΡ‚Π°ΠΌΠ΅Ρ€Ρ‹, Π½ΠΎ Ρ€Π°Π·Π»ΠΈΡ‡Π½Ρ‹Π΅ Π»ΠΈΠ³Π°Π½Π΄Ρ‹. стр
        • 1. 2. 4. 3. Разновидности 2 '-дСзоксигуанозин-спСцифичных сСнсорных
    • I. РНК. стр
      • 1. 2. 4. 4. PreQi (7-Π°ΠΌΠΈΠ½ΠΎΠΌΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»-7-Π΄Π΅Π·Π°Π·Π°Π³ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½) сСнсорныС РНК. стр
        • 1. 2. 4. 5. ΠšΠΎΠΌΠΏΠ»Π΅ΠΊΡΠ½Ρ‹Π΅ Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΈ ΠΈ ΠΏΡ€ΠΈΠΌΠ΅Π½Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… сСнсорных РНК. стр
        • 1. 2. 4. 5. 1. Π’Π°Π½Π΄Π΅ΠΌΠ½ΠΎΠ΅ дСйствиС Π³ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ Π°ΠΏΡ‚Π°ΠΌΠ΅Ρ€Π° ΠΈ ΡΠ»Π΅ΠΌΠ΅Π½Ρ‚Π° ykkC. стр
        • 1. 2. 4. 5. 2. ΠšΠΈΠ½Π΅Ρ‚ΠΈΡ‡Π΅ΡΠΊΠΈΠ΅ ΠΈ Ρ‚СрмодинамичСскиС аспСкты функционирования сСнсорных РНК. стр
        • 1. 2. 4. 5. 3. Π“ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Π΅ сСнсорныС РНК ΠΊΠ°ΠΊ ΠΏΠΎΡ‚Π΅Π½Ρ†ΠΈΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ Π°Π½Ρ‚ΠΈΠ±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ мишСни. стр
      • 1. 3. AICAR ΠΊΠ°ΠΊ Ρ€Π΅1улятор ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΎΡ‡Π½ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ°. стр
        • 1. 3. 1. ΠœΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΡ‡Π΅ΡΠΊΠ°Ρ рСгуляция с ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΈΠ΅ΠΌ AICAR Π² ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΊΠ°Ρ… ΠΆΠΈΠ²ΠΎΡ‚Π½Ρ‹Ρ…. стр
        • 1. 3. 2. Роль AICAR Π² ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ΅ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ. стр
        • 1. 3. 3. УчастиС AICAR Π² Ρ€Π΅Π³ΡƒΠ»ΡΡ†ΠΈΠΈ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Π΄Ρ€ΠΎΠΆΠΆΠ΅ΠΉ. стр
  • Π“Π»Π°Π²Π° 2. ΠœΠΠ’Π•Π Π˜ΠΠ›Π« И ΠœΠ•Π’ΠžΠ”Π«. стр
    • 2. 1. Π‘Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΡ‹ ΠΈ ΠΏΠ»Π°Π·ΠΌΠΈΠ΄Ρ‹. стр
    • 2. 2. Π‘Ρ€Π΅Π΄Ρ‹ ΠΈ ΡƒΡΠ»ΠΎΠ²ΠΈΡ ΠΊΡƒΠ»ΡŒΡ‚ΠΈΠ²ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΡ. стр
    • 2. 3. Π’Ρ‹Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ Π”ΠΠš Π’. subtilis. стр
    • 2. 4. ΠœΠ°Π½ΠΈΠΏΡƒΠ»ΡΡ†ΠΈΠΈ с ΠΏΠ»Π°Π·ΠΌΠΈΠ΄Π½ΠΎΠΉ Π”ΠΠš. стр
    • 2. 5. ΠŸΡ€Π΅ΠΏΠ°Ρ€Π°Ρ‚Ρ‹ Ρ„Π΅Ρ€ΠΌΠ΅Π½Ρ‚ΠΎΠ². стр
    • 2. 6. ΠŸΠΎΠ»ΠΈΠΌΠ΅Ρ€Π°Π·Π½Π°Ρ цСпная рСакция (ПЦР). стр
    • 2. 7. Π’Ρ‹Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΈ ΠΎΡ‡ΠΈΡΡ‚ΠΊΠ° ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΠΊΡ‚ΠΎΠ² ПЦР.). стр
    • 2. 8. Π‘Π°ΠΉΡ‚-Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΉ ΠΌΡƒΡ‚Π°Π³Π΅Π½Π΅Π·. стр
    • 2. 9. ΠŸΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΌΡƒΡ‚Π°Ρ†ΠΈΠΉ Π² Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°. стр
    • 2. 10. ΠšΠΎΠ½ΡΡ‚Ρ€ΡƒΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ транскрипционных Ρ„ΡŠΡŽΠ·ΠΎΠ² purE-lacZ. стр
    • 2. 11. ΠšΠΎΠ½ΡΡ‚Ρ€ΡƒΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ транскрипционных Ρ„ΡŠΡŽΠ·ΠΎΠ²purH-lacZ. стр
    • 2. 12. ΠŸΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ Π΄Π΅Π»Π΅Ρ†ΠΈΠΈ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€Π° транскрипции Π² Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π³/Π³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°. стр
    • 2. 13. Вранскрипция in vitro. стр
    • 2. 14. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ активности /3-Π³Π°Π»Π°ΠΊΡ‚ΠΎΠ·ΠΈΠ΄Π°Π·Ρ‹. стр
    • 2. 15. Условия Ρ„Π΅Ρ€ΠΌΠ΅Π½Ρ‚Π°Ρ†ΠΈΠΈ. стр
    • 2. 16. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΊΠΎΠ½Ρ†Π΅Π½Ρ‚Ρ€Π°Ρ†ΠΈΠΈ AICAR Π² ΠΊΡƒΠ»ΡŒΡ‚ΡƒΡ€Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ Тидкости. стр
  • Π“Π»Π°Π²Π° 3. РЕЗУЛЬВАВЫ. стр
    • 3. 1. Π˜Π·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ рСгуляторных элСмСнтов, ΠΊΠΎΠ½Ρ‚Ρ€ΠΎΠ»ΠΈΡ€ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΡ… ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡŽ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° Bacillus subtilis. стр
      • 3. 1. 1. ΠšΠ»ΠΎΠ½ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° ΠΈ Π΅Π΅ ΠΊΠΎΠΌΠΏΡŒΡŽΡ‚Π΅Ρ€Π½Ρ‹ΠΉ Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ·. стр
      • 3. 1. 2. Π‘Π°ΠΉΡ‚-Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΉ ΠΌΡƒΡ‚Π°Π³Π΅Π½Π΅Π· Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°. стр
      • 3. 1. 3. Π˜Π·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ экспрСссии транскрипционных Ρ„ΡŠΡŽΠ·ΠΎΠ² purE-lacZe ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΊΠ°Ρ… Π’. subtilis. стр
      • 3. 1. 4. ΠžΠΏΡ‹Ρ‚Ρ‹ in vitro ΠΏΠΎ ΠΈΠ΄Π΅Π½Ρ‚ΠΈΡ„ΠΈΠΊΠ°Ρ†ΠΈΠΈ эффСкторов сСнсорной РНК Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°. стр
      • 3. 1. 5. Π‘ΠΈΠ½Π΅Ρ€Π³ΠΈΠ΄Π½Ρ‹ΠΉ эффСкт ΠΌΡƒΡ‚Π°Ρ†ΠΈΠΈ Π² Ρ€Π΅Π³ΡƒΠ»ΡΡ‚ΠΎΡ€Π½ΠΎΠΌ локусС purR ΠΈ Π΄Π΅Π»Π΅Ρ†ΠΈΠΈ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€Π° транскрипции Π² Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π½Π° ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡŽ Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°. стр
      • 3. 1. 6. Π˜Π·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ влияния Π²Π½ΡƒΡ‚Ρ€Π΅Π½Π½Π΅Π³ΠΎ Rho-нСзависимого Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€Π° транскрипции Π½Π° ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡŽ Π΄ΠΈΡΡ‚Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π³Π΅Π½ΠΎΠ² Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°. стр
    • 3. 2. ΠžΡΠΎΠ±Π΅Π½Π½ΠΎΡΡ‚ΠΈ структурно-Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·Π°Ρ†ΠΈΠΈ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE Bacillus subtilis ΠΈ Π΅Π³ΠΎ рСгуляции. стр
      • 3. 2. 1. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ старта транскрипции Π³Π΅Π½Π° pbuE. стр
      • 3. 2. 2. ВлияниС ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… ΠΏΡ€ΠΎΠΈΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Ρ… Π½Π° ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡŽ Π³Π΅Π½Π° pbuE. стр
      • 3. 2. 3. Π‘Π°ΠΉΡ‚-Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΉ ΠΌΡƒΡ‚Π°Π³Π΅Π½Π΅Π· Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE. стр
      • 3. 2. 4. Π₯арактСристика ΠΌΡƒΡ‚Π°Π½Ρ‚ΠΎΠ², содСрТащих Π·Π°ΠΌΠ΅Π½Ρ‹ Π² Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE. стр

      3.3. РСконструкция ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ Bacillus subtilis с Ρ†Π΅Π»ΡŒΡŽ получСния ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠ°-ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚Π° AICAR (Π°ΠΊΠ°Π΄Π΅Π·ΠΈΠ½Π°) — пСрспСктивного ΠΊΠ°Π½Π΄ΠΈΠ΄Π°Ρ‚Π° Π² Π»Π΅ΠΊΠ°Ρ€ΡΡ‚Π²Π΅Π½Π½Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€Π΅ΠΏΠ°Ρ€Π°Ρ‚Ρ‹ ΡˆΠΈΡ€ΠΎΠΊΠΎΠ³ΠΎ тСрапСвтичСского примСнСния. стр.

      3.3.1. УсилСниС экспрСссии Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° Π’. subtilis. стр.

      3.3.2. ΠŸΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ Π΄Π΅Π»Π΅Ρ†ΠΈΠΈ Π³Π΅Π½Π° ригН Π² ΡΠΎΡΡ‚Π°Π²Π΅ хромосомы Π’. subtilis. стр.

      3.3.3. ΠšΠΎΠ½ΡΡ‚Ρ€ΡƒΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ ΠΈΠ½Ρ‚Π΅Π³Ρ€Π°Ρ‚ΠΈΠ²Π½ΠΎΠ³ΠΎ экспрСссионного Π²Π΅ΠΊΡ‚ΠΎΡ€Π° Π½Π° ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²Π΅ ΠΏΠ»Π°Π·ΠΌΠΈΠ΄Ρ‹ pDG268. стр.

      3.3.4. Π‘Π°ΠΉΡ‚-Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΉ ΠΌΡƒΡ‚Π°Π³Π΅Π½Π΅Π· Π³Π΅Π½Π° prs Π•. coli (prs%). стр.

      3.3.5. Π‘Π°ΠΉΡ‚-Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΉ ΠΌΡƒΡ‚Π°Π³Π΅Π½Π΅Π· Π³Π΅Π½Π° purF Π•. coli (purF^). стр.

      3.3.6. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ продуктивности ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠΎΠ² Π² ΠΎΡ‚Π½ΠΎΡˆΠ΅Π½ΠΈΠΈ накоплСния

      AICAR. стр.

      Π“Π»Π°Π²Π° 4. ΠžΠ‘Π‘Π£Π–Π”Π•ΠΠ˜Π• Π Π•Π—Π£Π›Π¬Π’ΠΠ’ΠžΠ’. стр.

      Π’Π«Π’ΠžΠ”Π«. стр.

Роль сСнсорных РНК Π² рСгуляции ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ Bacillus subtilis (Ρ€Π΅Ρ„Π΅Ρ€Π°Ρ‚, курсовая, Π΄ΠΈΠΏΠ»ΠΎΠΌ, ΠΊΠΎΠ½Ρ‚Ρ€ΠΎΠ»ΡŒΠ½Π°Ρ)

ΠΠΊΡ‚ΡƒΠ°Π»ΡŒΠ½ΠΎΡΡ‚ΡŒ Ρ‚Π΅ΠΌΡ‹

.

Настоящая Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Π° посвящСна ΠΈΠ·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΡŽ Ρ€ΠΎΠ»ΠΈ сСнсорных РНК Π² Ρ€Π΅Π³ΡƒΠ»ΡΡ†ΠΈΠΈ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ Bacillus subtilis. Π˜Π·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ гСнСтичСской рСгуляции ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½ΠΎ Π½Π° ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½ΠΈΠ΅ молСкулярных ΠΌΠ΅Ρ…Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠΎΠ², ΠΎΡ‚ΠΊΡ€Ρ‹Π²Π°ΡŽΡ‰ΠΈΡ… Π½ΠΎΠ²Ρ‹Π΅ возмоТности управлСния гСнСтичСскими ΠΈ ΠΌΠ΅Ρ‚аболичСскими процСссами ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠΎΠ². ΠšΠΎΠ½Π΅Ρ‡Π½Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΠΊΡ‚Ρ‹ — адСнозинмонофосфат ΠΈ Π³ΡƒΠ°Π½ΠΎΠ·ΠΈΠ½ΠΌΠΎΠ½ΠΎΡ„осфат (АМР ΠΈ GMP), Π° Ρ‚Π°ΠΊΠΆΠ΅ ΠΈΡ… ΠΏΡ€Π΅Π΄ΡˆΠ΅ΡΡ‚Π²Π΅Π½Π½ΠΈΠΊΠΈ ΠΈ ΠΏΡ€ΠΎΠΈΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Π΅, ΡΠ²Π»ΡΡŽΡ‚ΡΡ Π½Π΅ Ρ‚ΠΎΠ»ΡŒΠΊΠΎ ΠΊΠΎΠΌΠΏΠΎΠ½Π΅Π½Ρ‚Π°ΠΌΠΈ Π½ΡƒΠΊΠ»Π΅ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… кислот ΠΈ ΡΠ½Π΅Ρ€Π³Π΅Ρ‚ичСскими пСрСносчиками, Π½ΠΎ ΠΈ Π²Ρ‹ΠΏΠΎΠ»Π½ΡΡŽΡ‚ Π½Π΅ ΠΌΠ΅Π½Π΅Π΅ Π²Π°ΠΆΠ½Ρ‹Π΅ Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΈ Π³Π»ΠΎΠ±Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… рСгуляторов ΠΎΠ±Ρ‰Π΅Π³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ°. Π’Ρ€Π°Π΄ΠΈΡ†ΠΈΠΎΠ½Π½Ρ‹Π΅ способы производства ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ² основаны Π½Π° ΠΈΡ… ΠΌΠΈΠΊΡ€ΠΎΠ±ΠΈΠΎΠ»ΠΎΠ³ΠΈΡ‡Π΅ΡΠΊΠΎΠΌ синтСзС, ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹ΠΉ осущСствляСтся гСнСтичСски ΠΌΠΎΠ΄ΠΈΡ„ΠΈΡ†ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹ΠΌΠΈ ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠ°ΠΌΠΈ — ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚Π°ΠΌΠΈ. Π‘ΠΎΠ·Π΄Π°Π½ΠΈΠ΅ Π½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ поколСния высокопродуктивных ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠΎΠ² Ρ‚Ρ€Π΅Π±ΡƒΠ΅Ρ‚ ΡƒΠ³Π»ΡƒΠ±Π»Π΅Π½Π½ΠΎΠ³ΠΎ понимания процСссов гСнСтичСской рСгуляции ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ°, Ρ‡Ρ‚ΠΎ являСтся ΠΎΠ΄Π½ΠΎΠΉ ΠΈΠ· Π·Π°Π΄Π°Ρ‡ настоящСго исслСдования. ΠžΠ±ΡŠΠ΅ΠΊΡ‚ΠΎΠΌ исслСдования ΠΈΠ·Π±Ρ€Π°Π½ Bacillus subtilis, ΠΌΠΈΠΊΡ€ΠΎΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌ, ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹ΠΉ Ρ‚Ρ€Π°Π΄ΠΈΡ†ΠΈΠΎΠ½Π½ΠΎ слуТит Π½Π΅ Ρ‚ΠΎΠ»ΡŒΠΊΠΎ модСлью для выявлСния Π½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… ΠΌΠ΅Ρ…Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠΎΠ² рСгуляции биосинтСза ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ², Π½ΠΎ ΠΈ ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠΉ для конструирования ΠΏΡ€ΠΎΠΌΡ‹ΡˆΠ»Π΅Π½Π½Ρ‹Ρ… ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚ΠΎΠ².

ΠŸΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹ΠΉ ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½ Π’. subtilis purEKBCSOLFMNHD (Π΄Π°Π»Π΅Π΅ — Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½) ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΠ΅Ρ‚ Ρ„Π΅Ρ€ΠΌΠ΅Π½Ρ‚Ρ‹ синтСза de novo инозинмонофосфата (IMP), ΠΎΠ±Ρ‰Π΅Π³ΠΎ ΠΏΡ€Π΅Π΄ΡˆΠ΅ΡΡ‚Π²Π΅Π½Π½ΠΈΠΊΠ° ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… Π½ΡƒΠΊΠ»Π΅ΠΎΡ‚ΠΈΠ΄ΠΎΠ² АМР ΠΈ GMP. Π˜Π·Π²Π΅ΡΡ‚Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ Π³Π΅Π½Ρ‹ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ Π’. subtilis ΠΏΠΎΠ΄Π²Π΅Ρ€ΠΆΠ΅Π½Ρ‹ мноТСствСнной рСгуляции Π½Π° ΡƒΡ€ΠΎΠ²Π½Π΅ ΠΈΠ½ΠΈΡ†ΠΈΠ°Ρ†ΠΈΠΈ ΠΈ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ†ΠΈΠΈ транскрипции. Π’ ΡΠ»ΡƒΡ‡Π°Π΅ Π΄Π²ΡƒΡ… ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½ΠΎΠ²: Ρ€ΠΈΠ³ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° ΠΈ xpt-pbuX, ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΡŽΡ‰Π΅Π³ΠΎ синтСз ксантинфосфорибозилтрансфСразы, ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ ΠΈΡ… ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡ рСгулируСтся ΠΊΠ°ΠΊ Π½Π° ΡƒΡ€ΠΎΠ²Π½Π΅ ΠΈΠ½ΠΈΡ†ΠΈΠ°Ρ†ΠΈΠΈ транскрипции с ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΈΠ΅ΠΌ Π±Π΅Π»ΠΊΠ°-рСпрСссора PurR, Ρ‚Π°ΠΊ ΠΈ Π½Π° ΡƒΡ€ΠΎΠ²Π½Π΅ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ†ΠΈΠΈ транскрипции. На ΠΌΠΎΠ΄Π΅Π»ΠΈ этих ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½ΠΎΠ² Π±Ρ‹Π» ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½ Π½Π΅ΠΎΠ±Ρ‹Ρ‡Π½Ρ‹ΠΉ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΡ‚-зависимый ΠΌΠ΅Ρ…Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌ Π°Ρ‚Ρ‚Π΅Π½ΡƒΠ°Ρ†ΠΈΠΈ транскрипции: ΠΏΡ€ΠΈ Π΄ΠΎΠ±Π°Π²Π»Π΅Π½ΠΈΠΈ Π² Ρ€ΠΎΡΡ‚ΠΎΠ²ΡƒΡŽ срСду оснований гипоксантина ΠΈ Π³ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½Π° ΠΈΡ… Ρ‚ранскрипция тСрминируСтся ΠΏΠ΅Ρ€Π΅Π΄ ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹ΠΌΠΈ структурными Π³Π΅Π½Π°ΠΌΠΈ, Ρ‚ΠΎΠ³Π΄Π° ΠΊΠ°ΠΊ Π² ΠΈΡ… ΠΎΡ‚сутствии транскрибируСтся ΠΏΠΎΠ»Π½Ρ‹ΠΉ ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½. Как Π²Ρ‹ΡΡΠ½ΠΈΠ»ΠΎΡΡŒ ΠΏΠΎΠ·Π΄Π½Π΅Π΅, влияниС ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ², Π½Π° ΠΏΡ€ΠΎΡ†Π΅ΡΡ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ†ΠΈΠΈ транскрипции осущСствляСтся посрСдством Π½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ…Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠ° рСгуляции активности Π³Π΅Π½ΠΎΠ² с ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΈΠ΅ΠΌ Ρ‚Π°ΠΊ Π½Π°Π·Ρ‹Π²Π°Π΅ΠΌΡ‹Ρ… сСнсорных РНК, ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹ΠΉ Π±Ρ‹Π» Π²ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½ Π² Π»Π°Π±ΠΎΡ€Π°Ρ‚ΠΎΡ€ΠΈΠΈ биохимичСской Π³Π΅Π½Π΅Ρ‚ΠΈΠΊΠΈ Π€Π“Π£ΠŸ Π“ΠΎΡΠΠ˜Π˜Π³Π΅Π½Π΅Ρ‚ΠΈΠΊΠ° Π½Π° ΠΌΠΎΠ΄Π΅Π»ΠΈ Ρ€ΠΈΠ±ΠΎΡ„Π»Π°Π²ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΈ Ρ‚ΠΈΠ°ΠΌΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½ΠΎΠ² Ρƒ Π’. Π·Π½Π«Π¨Π±. Π’Π°ΠΊΠΈΠ΅ сСнсорныС РНК, располоТСнныС Π² Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области мРНК Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½ΠΎΠ², ΠΏΠΎΠ»ΡƒΡ‡ΠΈΠ»ΠΈ Π½Π°ΠΈΠΌΠ΅Π½ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ «Ρ€ΠΈΠ±ΠΎΠΏΠ΅Ρ€Π΅ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ‚Π΅Π»Π΅ΠΉ» (пЬоэхуйсЬ), Ρ‚Π°ΠΊ ΠΊΠ°ΠΊ Π² Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Π΅ прямого взаимодСйствия со ΡΠΏΠ΅Ρ†ΠΈΡ„ичСским ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΡ‚ΠΎΠΌ ΠΎΠ½ΠΈ способны ΠΌΠΎΠ΄ΡƒΠ»ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Ρ‚ΡŒ ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡŽ ΠΏΡ€ΠΈΠ»Π΅Π³Π°ΡŽΡ‰ΠΈΡ… Π³Π΅Π½ΠΎΠ², Π²ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ ΠΈΠ»ΠΈ Π²Ρ‹ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ ΠΈΡ… ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡŽ Π½Π° ΡƒΡ€ΠΎΠ²Π½Π΅ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ†ΠΈΠΈ транскрипции ΠΈΠ»ΠΈ ΠΈΠ½ΠΈΡ†ΠΈΠ°Ρ†ΠΈΠΈ трансляции. β€’.

К Π½Π°ΡΡ‚ΠΎΡΡ‰Π΅ΠΌΡƒ ΠΌΠΎΠΌΠ΅Π½Ρ‚Ρƒ Π²Ρ‹ΡΡΠ½ΠΈΠ»ΠΎΡΡŒ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½Ρ‹Π΅ области ряда Π³Π΅Π½ΠΎΠ² ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ Π’. Π‘ΠΈΠͺИШ, Π²ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ Ρ€ΠΌΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½, Ρ…Ρ€^Ρ€Π¬ΠΈΠ₯-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½ ΠΈ Π³Π΅Π½ Ρ€Π¬ΠΈΠ•, ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΠΉ трансмСмбранный Π±Π΅Π»ΠΎΠΊ, отвСтствСнный Π·Π° Ρ‚ранспорт, ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ² ΠΈΠ· ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΊΠΈ, содСрТат ΠΊΠΎΠ½ΡΠ΅Ρ€Π²Π°Ρ‚ΠΈΠ²Π½ΡƒΡŽ ΠΏΠΎΡΠ»Π΅Π΄ΠΎΠ²Π°Ρ‚Π΅Π»ΡŒΠ½ΠΎΡΡ‚ΡŒ, ΠΏΠΎΠ»ΡƒΡ‡ΠΈΠ²ΡˆΡƒΡŽ Π½Π°ΠΈΠΌΠ΅Π½ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ О-бокс, которая способна Π²Ρ‹ΡΡ‚ΡƒΠΏΠ°Ρ‚ΡŒ Π² ΠΊΠ°Ρ‡Π΅ΡΡ‚Π²Π΅ сСнсора ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… оснований, Π° Ρ‚Π°ΠΊΠΆΠ΅ располоТСнныйза Π½Π΅ΠΉ классичСский Шю-нСзависимый Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€ транскрипции. Π’' Ρ‚ΠΎ ΠΆΠ΅ Π²Ρ€Π΅ΠΌΡ, Π΄Π΅Ρ‚Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠ³ΠΎ Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ·Π° структурно-Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·Π°Ρ†ΠΈΠΈ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° Π’. 8иЬИИя, ΠΏΠΎΠ·Π²ΠΎΠ»ΡΡŽΡ‰Π΅Π³ΠΎ Π²Ρ‹ΡΡΠ½ΠΈΡ‚ΡŒ Ρ€ΠΎΠ»ΡŒ ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΠ΅ΠΌΠΎΠΉ этой ΠΎΠ±Π»Π°ΡΡ‚ΡŒΡŽ сСнсорной РНК Π² Ρ€Π΅Π³ΡƒΠ»ΡΡ†ΠΈΠΈ экспрСссии Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°, Π½Π΅ ΠΏΡ€ΠΎΠ²ΠΎΠ΄ΠΈΠ»ΠΎΡΡŒ. ΠšΡ€ΠΎΠΌΠ΅ Ρ‚ΠΎΠ³ΠΎ, ΠΎΡΡ‚Π°Π²Π°Π»Π°ΡΡŒ нСясной Ρ€ΠΎΠ»ΡŒ Π²Π½ΡƒΡ‚Ρ€Π΅Π½Π½Π΅Π³ΠΎ Ию-нСзависимого Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€Π° транскрипции, располоТСнного Π² ΠΌΠ΅ΠΆΠ³Π΅Π½Π½ΠΎΠΌ участкС Ρ€ΠΈΠ³Π -Ρ€ΠΈΠ³Πœ /?ΠΌΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°, Π² ΠΊΠΎΠΎΡ€Π΄ΠΈΠ½Π°Ρ†ΠΈΠΈ синтСза ΠΏΡ€Π΅Π΄ΡˆΠ΅ΡΡ‚Π²Π΅Π½Π½ΠΈΠΊΠΎΠ² ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… Π½ΡƒΠΊΠ»Π΅ΠΎΡ‚ΠΈΠ΄ΠΎΠ².

Π˜Π·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΌΠ΅Ρ…Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠΎΠ² рСгуляции Ρ€ΠΈΠ³ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° ΠΈ Π΄Ρ€ΡƒΠ³ΠΈΡ… Π³Π΅Π½ΠΎΠ², Π²ΠΎΠ²Π»Π΅Ρ‡Π΅Π½Π½Ρ‹Ρ… Π² ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ², ΠΈΠΌΠ΅Π΅Ρ‚ ΠΈ Π²Π°ΠΆΠ½Ρ‹ΠΉ практичСский аспСкт, ΠΏΠΎΡΠΊΠΎΠ»ΡŒΠΊΡƒ Π½Π΅ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€ΠΎΠΌΠ΅ΠΆΡƒΡ‚ΠΎΡ‡Π½Ρ‹Π΅ соСдинСния, ΠΎΠ±Ρ€Π°Π·ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΠ΅ΡΡ Π² ΠΏΡ€ΠΎΡ†Π΅ΡΡΠ΅ биосинтСза ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ², ΠΎΠ±Π»Π°Π΄Π°ΡŽΡ‚ рядом Ρ‡Ρ€Π΅Π·Π²Ρ‹Ρ‡Π°ΠΉΠ½ΠΎ Π²Π°ΠΆΠ½Ρ‹Ρ… ΠΏΠΎΠ»ΠΎΠΆΠΈΡ‚Π΅Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… качСств. Π’ Ρ‡Π°ΡΡ‚ности, 5-Π°ΠΌΠΈΠ½ΠΎΠΈΠΌΠΈΠ΄Π°Π·ΠΎΠ»-4-карбоксамидрибофуранозид ΠΈΠ»ΠΈ сокращСнно — AICAR (Ρ‚Π°ΠΊΠΆΠ΅ извСстный ΠΊΠ°ΠΊ Π°ΠΊΠ°Π΄Π΅Π·ΠΈΠ½), ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹ΠΉ образуСтся Π² ΠΏΡ€ΠΎΡ†Π΅ΡΡΠ΅ биосинтСза ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ² de novo Ρƒ Π’. subtilis, являСтся Π°ΠΊΡ‚ΠΈΠ²Π°Ρ‚ΠΎΡ€ΠΎΠΌ адСнозинмонофосфат-Π°ΠΊΡ‚ΠΈΠ²ΠΈΡ€ΡƒΠ΅ΠΌΠΎΠΉ ΠΏΡ€ΠΎΡ‚Π΅ΠΈΠ½ΠΊΠΈΠ½Π°Π·Ρ‹ (АМРК), которая, Π² ΡΠ²ΠΎΡŽ ΠΎΡ‡Π΅Ρ€Π΅Π΄ΡŒ, являСтся Π³Π»ΠΎΠ±Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹ΠΌ рСгулятором мСтаболичСских процСссов, ΠΎΠ±Π΅ΡΠΏΠ΅Ρ‡ΠΈΠ²Π°ΡŽΡ‰ΠΈΡ… энСргСтичСский статус эукариотичСских ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠΎΠ². Π’ Π½Π°ΡΡ‚оящСС врСмя проводится ряд клиничСских исслСдований ΠΏΡ€Π΅ΠΏΠ°Ρ€Π°Ρ‚ΠΎΠ² Π½Π° ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²Π΅ Π°ΠΊΠ°Π΄Π΅Π·ΠΈΠ½Π°, Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Ρ‹ ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Ρ… Π΄Π°ΡŽΡ‚ ΠΎΠ±Π½Π°Π΄Π΅ΠΆΠΈΠ²Π°ΡŽΡ‰ΠΈΠ΅ ΠΏΠΎΠ»ΠΎΠΆΠΈΡ‚Π΅Π»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ Π΄Π°Π½Π½Ρ‹Π΅, Π² ΠΎΠ±Π»Π°ΡΡ‚ΠΈ Π±ΠΎΡ€ΡŒΠ±Ρ‹ с. хроничСской Π»ΠΈΠΌΡ„ΠΎΡ†ΠΈΡ‚Π°Ρ€Π½ΠΎΠΉ Π»Π΅ΠΉΠΊΠ΅ΠΌΠΈΠ΅ΠΉ Π’-ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΎΠΊ, лСчСния мСтаболичСского синдрома ΠΈ ΠΊΠ°Ρ€Π΄ΠΈΠΎΡ…ΠΈΡ€ΡƒΡ€Π³ΠΈΠΈ. Π’ ΡΠ²ΡΠ·ΠΈ с ΡΡ‚ΠΈΠΌ, ΠΏΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ высокоактивного ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠ°-ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚Π° AICAR Π½Π° ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²Π΅ гСнСтичСски ΠΌΠΎΠ΄ΠΈΡ„ΠΈΡ†ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ с ΠΈΠ·ΠΌΠ΅Π½Π΅Π½Π½ΠΎΠΉ рСгуляциСй Π³Π΅Π½ΠΎΠ² ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° прСдставляСтся вСсьма Π°ΠΊΡ‚ΡƒΠ°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ практичСской Π·Π°Π΄Π°Ρ‡Π΅ΠΉ для Ρ€Π°Π·Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚ΠΊΠΈ процСсса дСшСвого микробиологичСского синтСза AICAR.

ЦСль ΠΈ Π·Π°Π΄Π°Ρ‡ΠΈ исслСдования

.

ЦСлью настоящСй Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹ являлось ΠΈΠ·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΌΠ΅Ρ…Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠ° рСгуляции ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° ΠΈ Ρ‚ранспорта ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ² Ρƒ Π’. subtilis с ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΈΠ΅ΠΌ* сСнсорных РНК ΠΈ ΡΠΎΠ·Π΄Π°Π½ΠΈΠ΅ Π½Π° ΡΡ‚ΠΎΠΉ основС ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠ°-ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚Π° AICAR — пСрспСктивного ΠΊΠ°Π½Π΄ΠΈΠ΄Π°Ρ‚Π° Π² Π»Π΅ΠΊΠ°Ρ€ΡΡ‚Π²Π΅Π½Π½Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€Π΅ΠΏΠ°Ρ€Π°Ρ‚Ρ‹ ΡˆΠΈΡ€ΠΎΠΊΠΎΠ³ΠΎ тСрапСвтичСского примСнСния.

Π’ ΠΏΡ€ΠΎΡ†Π΅ΡΡΠ΅ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹ Π±Ρ‹Π»ΠΈ Ρ€Π΅ΡˆΠ΅Π½Ρ‹ ΡΠ»Π΅Π΄ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΠ΅ Π·Π°Π΄Π°Ρ‡ΠΈ:

1. ΠŸΡ€ΠΎΠ²Π΅Π΄Π΅Π½ΠΈΠ΅ Π΄Π΅Ρ‚Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠ³ΠΎ Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ·Π° структурно-Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·Π°Ρ†ΠΈΠΈ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области /?ΠΌΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° Π’. subtilis ΠΈ Π²Ρ‹ΡΠ²Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ рСгуляторных элСмСнтов, ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚Π²ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΡ… Π² ΠΊΠΎΠ½Ρ‚Ρ€ΠΎΠ»Π΅ экспрСссии этого ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°.

2. Π˜Π·ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ структурно-Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·Π°Ρ†ΠΈΠΈ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE Π’. subtilis, ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΡŽΡ‰Π΅Π³ΠΎ синтСз трансмСмбранного Π±Π΅Π»ΠΊΠ°, отвСтствСнного Π·Π° ΡΠΊΡΠΏΠΎΡ€Ρ‚ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… оснований ΠΈΠ· ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΊΠΈ. ВыявлСниС эффСкторов, Π²Π»ΠΈΡΡŽΡ‰ΠΈΡ… Π½Π° ΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΡŽ Π³Π΅Π½Π° pbuE.

3. Π‘ΠΎΠ·Π΄Π°Π½ΠΈΠ΅ ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠ°-ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚Π°, Π½Π°ΠΊΠ°ΠΏΠ»ΠΈΠ²Π°ΡŽΡ‰Π΅Π³ΠΎ AICAR Π² ΠΊΡƒΠ»ΡŒΡ‚ΡƒΡ€Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ Тидкости Π² ΠΊΠΎΠ½Ρ†Π΅Π½Ρ‚рациях, достаточных для дальнСйшСго ΠΏΡ€ΠΎΠΌΡ‹ΡˆΠ»Π΅Π½Π½ΠΎΠ³ΠΎ производства.

Научная Π½ΠΎΠ²ΠΈΠ·Π½Π° ΠΈ ΠΏΡ€Π°ΠΊΡ‚ичСская Ρ†Π΅Π½Π½ΠΎΡΡ‚ΡŒ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹.

Π’ Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Π΅ Π΄Π΅Ρ‚Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠ³ΠΎ" Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ·Π° структурно-Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·Π°Ρ†ΠΈΠΈ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области /Π·ΠΌΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° Π’. subtilis, Π²ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ рСгуляция экспрСссии этого ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° осущСствляСтся с ΠΏΠΎΠΌΠΎΡ‰ΡŒΡŽ сСнсорной РНК Π² Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Π΅ Π΅Π΅ ΡΠ²ΡΠ·Ρ‹Π²Π°Π½ΠΈΡ со ΡΠΏΠ΅Ρ†ΠΈΡ„ичСскими ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΡ‚Π°ΠΌΠΈ-эффСкторами Π³ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½ΠΎΠΌ ΠΈ Π³ΠΈΠΏΠΎΠΊΡΠ°Π½Ρ‚ΠΈΠ½ΠΎΠΌ. Π’ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ ΡƒΡ€ΠΎΠ²Π΅Π½ΡŒ экспрСссии Ρ‡Π΅Ρ‚Ρ‹Ρ€Π΅Ρ… Π΄ΠΈΡΡ‚Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π³Π΅Π½ΠΎΠ² pwr-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° (purMNHD) подавляСтся Π±ΠΎΠ»Π΅Π΅ Ρ‡Π΅ΠΌ Π² 2 Ρ€Π°Π·Π° Π² Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Π΅ дСйствия Rho-нСзависимого Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€Π° транскрипции располоТСнного Π² ΠΌΠ΅ΠΆΠ³Π΅Π½Π½ΠΎΠΌ участкС purF-purM.

На ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠΈ ΠΌΡƒΡ‚Π°Ρ†ΠΈΠΎΠ½Π½ΠΎΠ³ΠΎ Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ·Π° Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE Π’. subtilis, Π²ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ присутствиС Π² ΠΊΠΎΠ½ΡΠ΅Ρ€Π²Π°Ρ‚ΠΈΠ²Π½ΠΎΠΉ области Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π° (A-бокс) Π΄Π²ΡƒΡ… Π½ΡƒΠΊΠ»Π΅ΠΎΡ‚ΠΈΠ΄Π½Ρ‹Ρ… Π·Π°ΠΌΠ΅Π½ 70U—"Π‘ ΠΈ Π100—"G ΠΏΡ€ΠΈΠ²ΠΎΠ΄ΠΈΡ‚ ΠΊ ΠΈΠ·ΠΌΠ΅Π½Π΅Π½ΠΈΡŽ спСцифичности сСнсорной РНК in vivo: вмСсто Π°Π΄Π΅Π½ΠΈΠ½Π° ΠΏΠΎΠ·ΠΈΡ‚ΠΈΠ²Π½Ρ‹ΠΌ эффСктором транскрипции становится Π³ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½.

ΠœΠ΅Ρ‚ΠΎΠ΄ΠΎΠΌ сайт-Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½Π½ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΡƒΡ‚Π°Π³Π΅Π½Π΅Π·Π° ΠΏΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½Π° коллСкция ΠΌΡƒΡ‚Π°Π½Ρ‚Π½Ρ‹Ρ… Π²Π°Ρ€ΠΈΠ°Π½Ρ‚ΠΎΠ² Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° Π’. subtilis ΠΈ Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE Π’. subtilis с Π½ΡƒΠΊΠ»Π΅ΠΎΡ‚ΠΈΠ΄Π½Ρ‹ΠΌΠΈ Π·Π°ΠΌΠ΅Π½Π°ΠΌΠΈ Π² ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΊΠ°Ρ… Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ мРНК, ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Π΅ Π²Π»ΠΈΡΡŽΡ‚ Π½Π° Ρ„ΠΎΡ€ΠΌΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ Π²Ρ‚ΠΎΡ€ΠΈΡ‡Π½ΠΎΠΉ структуры ΠΈΠ»ΠΈ Π½Π° ΡΠ²ΡΠ·Ρ‹Π²Π°Π½ΠΈΠ΅ мРНК с ΡΡ„Ρ„Π΅ΠΊΡ‚ΠΎΡ€ΠΎΠΌ. ΠšΠΎΠ»Π»Π΅ΠΊΡ†ΠΈΡ ΠΌΠΎΠΆΠ΅Ρ‚ Π±Ρ‹Ρ‚ΡŒ использована для Π΄Π°Π»ΡŒΠ½Π΅ΠΉΡˆΠΈΡ… исслСдований Π² ΡΡ‚ΠΎΠΉ области, Π° Ρ‚Π°ΠΊΠΆΠ΅ для конструирования высокоактивных ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠΎΠ²-ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚ΠΎΠ².

Бконструирован высокоактивный ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ-ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΡ†Π΅Π½Ρ‚, Π½Π°ΠΊΠ°ΠΏΠ»ΠΈΠ²Π°ΡŽΡ‰ΠΈΠΉ 1113 Π³/Π» AICAR Π² ΠΊΡƒΠ»ΡŒΡ‚ΡƒΡ€Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ Тидкости. ΠŸΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΉ ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ ΠΌΠΎΠΆΠ΅Ρ‚ ΠΏΠΎΡΠ»ΡƒΠΆΠΈΡ‚ΡŒ основой для ΠΏΡ€ΠΎΠΌΡ‹ΡˆΠ»Π΅Π½Π½ΠΎΠ³ΠΎ микробиологичСского синтСза AICAR — пСрспСктивного ΠΊΠ°Π½Π΄ΠΈΠ΄Π°Ρ‚Π° Π² Π»Π΅ΠΊΠ°Ρ€ΡΡ‚Π²Π΅Π½Π½Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€Π΅ΠΏΠ°Ρ€Π°Ρ‚Ρ‹ ΡˆΠΈΡ€ΠΎΠΊΠΎΠ³ΠΎ тСрапСвтичСского примСнСния.

Π’Π«Π’ΠžΠ”Π«:

1. ВыявлСна Ρ€ΠΎΠ»ΡŒ Π΄Π²ΡƒΡ… Rho-нСзависимых Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€ΠΎΠ² транскрипции, ΠΎΠ΄ΠΈΠ½ ΠΈΠ· ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Ρ… располоТСн Π² Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области, Π° Π²Ρ‚ΠΎΡ€ΠΎΠΉ — Π² ΠΌΠ΅ΠΆΠ³Π΅Π½Π½ΠΎΠΌ участкС purF-purM, Π² Ρ€Π΅Π³ΡƒΠ»ΡΡ†ΠΈΠΈ экспрСссии Ρ€ΠΌΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π°. УстановлСно, Ρ‡Ρ‚ΠΎ максимальная экспрСссия /?"Π³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° достигаСтся ΠΏΡ€ΠΈ Π΄Π΅Π»Π΅Ρ‚ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠΈ ΠΎΠ±ΠΎΠΈΡ… Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ‚ΠΎΡ€ΠΎΠ² транскрипции ΠΈ Ρ€Π΅Π³ΡƒΠ»ΡΡ‚ΠΎΡ€Π½ΠΎΠ³ΠΎ Π³Π΅Π½Π° purR.

2. ΠœΠ΅Ρ‚ΠΎΠ΄ΠΎΠΌ сайт-Π½Π°ΠΏΡ€Π°Π²Π»Π΅Π½Π½ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΡƒΡ‚Π°Π³Π΅Π½Π΅Π·Π° ΠΈΠ·ΡƒΡ‡Π΅Π½Π° ΡΡ‚Ρ€ΡƒΠΊΡ‚ΡƒΡ€Π½ΠΎΡ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½Π°Ρ, организация Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Ρ€ΠΈΠ³-ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° Π’. subtilis. УстановлСно, Ρ‡Ρ‚ΠΎ ΠΏΠΎΠΌΠΈΠΌΠΎ Π½Π΅Π³Π°Ρ‚ΠΈΠ²Π½ΠΎΠ³ΠΎ контроля с ΡƒΡ‡Π°ΡΡ‚ΠΈΠ΅ΠΌ Π±Π΅Π»ΠΊΠ°-рСпрСссора PurR, рСгуляция экспрСссии этого ΠΎΠΏΠ΅Ρ€ΠΎΠ½Π° осущСствляСтся Π½Π° ΡƒΡ€ΠΎΠ²Π½Π΅ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΈΠ½Π°Ρ†ΠΈΠΈ транскрипции с ΠΏΠΎΠΌΠΎΡ‰ΡŒΡŽ сСнсорной РНК Π² Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Π΅ Π΅Π΅ ΡΠ²ΡΠ·Ρ‹Π²Π°Π½ΠΈΡ со ΡΠΏΠ΅Ρ†ΠΈΡ„ичСскими' ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΡ‚Π°ΠΌΠΈ-эффСктороми Π³ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½ΠΎΠΌ ΠΈ Π³ΠΈΠΏΠΎΠΊΡΠ°Π½Ρ‚ΠΈΠ½ΠΎΠΌ.

3. ΠŸΡ€ΠΎΠ²Π΅Π΄Π΅Π½ ΠΌΡƒΡ‚Π°Ρ†ΠΈΠΎΠ½Π½Ρ‹ΠΉ Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ· Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ области Π³Π΅Π½Π° pbuE Π’. subtilis, ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΡŽΡ‰Π΅Π³ΠΎ синтСз трансмСмбранного Π±Π΅Π»ΠΊΠ°, отвСтствСнного Π·Π° ΡΠΊΡΠΏΠΎΡ€Ρ‚ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… оснований ΠΈΠ· ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΊΠΈ. УстановлСно, Ρ‡Ρ‚ΠΎ лидСрная ΠΎΠ±Π»Π°ΡΡ‚ΡŒ Π³Π΅Π½Π° pbuE ΠΊΠΎΠ΄ΠΈΡ€ΡƒΠ΅Ρ‚ ΡΠΏΠ΅Ρ†ΠΈΡ„ΠΈΡ‡Π΅ΡΠΊΡƒΡŽ ΡΠ΅Π½ΡΠΎΡ€Π½ΡƒΡŽ РНК. Показано, Ρ‡Ρ‚ΠΎ Π³Π»Π°Π²Π½Ρ‹ΠΌΠΈ низкомолСкулярными эффСкторами, этой сСнсорной РНК ΡΠ²Π»ΡΡŽΡ‚ΡΡ ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²Ρ‹Π΅ основания* Π°Π΄Π΅Π½ΠΈΠ½ ΠΈ Π΄ΠΈΠ°ΠΌΠΈΠ½ΠΎΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½, Π΄ΠΎΠ±Π°Π²Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Ρ… Π² ΡΡ€Π΅Π΄Ρƒ ΠΏΡ€ΠΈΠ²ΠΎΠ΄ΠΈΡ‚ ΠΊ ΡƒΡΠΈΠ»Π΅Π½ΠΈΡŽΡΠΊΡΠΏΡ€Π΅ΡΡΠΈΠΈ Π³Π΅Π½Π° pbuE.

4. Показано, Ρ‡Ρ‚ΠΎ присутствиС Π² ΠΊΠΎΠ½ΡΠ΅Ρ€Π²Π°Ρ‚ΠΈΠ²Π½ΠΎΠΉ области Π»ΠΈΠ΄Π΅Ρ€Π½ΠΎΠΉ РНК Π³Π΅Π½Π° pbuE (A-бокс) Π΄Π²ΡƒΡ… Π½ΡƒΠΊΠ»Π΅ΠΎΡ‚ΠΈΠ΄Π½Ρ‹Ρ… Π·Π°ΠΌΠ΅Π½ 70U—"Π‘ ΠΈ Π100—*G ΠΏΡ€ΠΈΠ²ΠΎΠ΄ΠΈΡ‚ ΠΊ ΠΈΠ·ΠΌΠ΅Π½Π΅Π½ΠΈΡŽ спСцифичности сСнсорной РНК in vivo: вмСсто Π°Π΄Π΅Π½ΠΈΠ½Π° ΠΏΠΎΠ·ΠΈΡ‚ΠΈΠ²Π½Ρ‹ΠΌ эффСктором транскрипции становится Π³ΡƒΠ°Π½ΠΈΠ½. ΠŸΠΎΠ΄Ρ‚Π²Π΅Ρ€ΠΆΠ΄Π΅Π½Π° трСхмСрная модСль структурно-Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·Π°Ρ†ΠΈΠΈ A-бокса Π³Π΅Π½Π° pbuE Π’. subtilis.

5. ΠŸΡ€ΠΎΠ²Π΅Π΄Π΅Π½Π° рСконструкция ΠΏΡƒΡ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΌΠ΅Ρ‚Π°Π±ΠΎΠ»ΠΈΠ·ΠΌΠ° Ρƒ ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌΠ° Π’. subtilis, направлСнная Π½Π° ΡΠ²Π΅Ρ€Ρ…ΠΏΡ€ΠΎΠ΄ΡƒΠΊΡ†ΠΈΡŽ AICAR ΠΊΠ»Π΅Ρ‚ΠΊΠ°ΠΌΠΈ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ.

ΠŸΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΉ Π² Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Π΅ ΠΏΡ€ΠΎΠ²Π΅Π΄Π΅Π½Π½Ρ‹Ρ… гСнСтичСских манипуляций ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’. Π±Ρ‹Π«Π¨Π± Π½Π°ΠΊΠ°ΠΏΠ»ΠΈΠ²Π°Π΅Ρ‚ 11−13 Π³/Π» АІБАН Π² ΠΊΡƒΠ»ΡŒΡ‚ΡƒΡ€Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ Тидкости.

ΠŸΠΎΠΊΠ°Π·Π°Ρ‚ΡŒ вСсь тСкст

Бписок Π»ΠΈΡ‚Π΅Ρ€Π°Ρ‚ΡƒΡ€Ρ‹

  1. Buchanan, J.M., Ohnoki, S. and Hong, B. S. 2-Formamido-N-ribosylacetamide 5'-phosphate: 1-glutamine amido-ligase (adenosine diphosphate) // Methods Enzymol. 1978. V.51. PP. 193−201.
  2. Messenger, L. J., and Zalkin, H. Glutamine phosphoribosylpyrophosphate amidotransferase from Escherichia coli. Purification and properties // J. Biol. Chem. 1979. V. 254. PP. 3382−3392.
  3. Zhou, G., Smith, J. L. and Zalkin, H. Binding of purine nucleotides to two regulatory sites results in synergistic feedback inhibition of glutamine 5-phosphoribosylpyrophosphate amidotransferase // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. PP. 6784−6789.
  4. Krahn, J. M., Kim, J. H., Bums, M*. R., Parry, R. J., Zalkin, H. and Smith, J. L. Coupled formation of an amidotransferase interdomain ammonia channel and a phosphoribosyltransferase active site // Biochemistry. 1997. V. 36. PP. 11 061— 11 068.
  5. Muchmore, C. R., Krahn, J. M., Kim, J. H. Zalkin, H. and Smith., J. L. Crystal structure of glutamine phosphoribosylpyrophosphate amidotransferase from Escherichia coli II Protein Sci. 1998. V.7. PP. 39—51.
  6. Zalkin, H., Ebbole, D. Cloning and characterization of a 12-gene cluster from Bacillus subtilis encoding nine enzymes for de novo purine nucleotide synthesis // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. PP. 8274−8287.
  7. Gendron, N., Breton, R., Champagne, N., and Lapointe, J. Adenylosuccinate lyase of Bacillus subtilis regulates the activity of the glutamyl-tRNA synthetase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1992. V. 89. PP. 5389−5392.
  8. Gots, J. S., Dalai, F. R., and Shumas, S. R. Genetic separation of the inosinic acid cyclohydrolase-transformylase complex of Salmonella typhimurium II J. Bacteriol. 1969. V. 99. PP. 441−449.
  9. Aiba, A., and Mizobuchi, K. Nucleotide sequence analysis of genes purH and purD involved in the de novo purine nucleotide biosynthesis of Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. PP. 21 239−21 246.
  10. Flannigan, K. A., Hennigan, S. H., Vogelbacker, H. H., Gots, J. S., and Smith, J. M. Purine biosynthesis in Escherichia coli K12: structure and DNA sequence studies of the purHD locus // Mol. Microbiol. 1990. V. 4. PP. 381—392.
  11. Greasley, S. E., Horton, P., Ramcharan, J., Beardsley, G. P., Benkovic, S. J. and Wilson, I. A. Crystal structure of a bifunctional transformylase and cyclohydrolase enzyme in purine biosynthesis // Nat. Struct. Biol. 2001. V. 8. PP. 402−406.
  12. Wolan, D. W., Cheong, C. G., Greasley, S. E., and Wilson, I. A. Structural insights into the human and avian IMP cyclohydrolase mechanism via crystal structures with the bound XMP inhibitor // Biochemistry 2004.43:1171—1183.
  13. Axelrod, H. L., McMullan, D., Krishna, S. S., Miller, M. D., et.al. Crystal structure of AICAR transformylase IMP cyclohydrolase (TM1249) from Thermotoga maritima at 1.88 A resolution.// Proteins. 2008. V. 71. PP. 1042—1049.
  14. Kunst, F., Ogasawara, N., Moszer, I. The complete genome sequence of the Gram-positive bacterium Bacillus subtilis //Nature. 1997. V. 390. PP.249−256.
  15. Saxild, H. H., and Nygaard, P. Gene-enzyme relationships of the purine biosynthetic pathway in Bacillus subtilis II Mol. Gen. Genet. 1988. V.211. PP. 160—167.
  16. Vollmer, S. J., Switzer, R. L. Hermodson, M. A. and Zalkin, H. The glutamine-utilizing site of Bacillus subtilis glutamine phosphoribosylpyrophosphate amidotransferase // J. Biol. Chem. 1983. V. 258. PP. 10 582−10 585.
  17. Oppenheim, D., and Yanofsky, C. Translational coupling during expression of the tryptophan operon of Escherichia coli II Genetics. 1980. V. 95. PP. 785−795.
  18. Petersen, C. Long range translational coupling in the rplJL-rpoBC operon of Escherichia coli // J. Mol. Biol. 1989. V. 206. PP. 323−332.
  19. Zalkin, H., and Ebbole, D. J. Organization and regulation of genes encoding biosynthetic enzymes in Bacillus subtilis II J. Biol. Chem. 1988. V. 263. PP. 15 951 598.
  20. Miyagawa, K., Kimura, H., Nakahama, K., Kikuchi, M., Doi, M., Akiyama,
  21. S. and Nakao, Y. Cloning of the Bacillus subtilis IMP dehydrogenase gene and its application to increased production of guanosine // Nature Biotechnology. 1986. V.4. PP. 225 228.
  22. Kanzaki, N.L., and Miyagawa, K. Nucleotide sequence of the Bacillus subtilis IMP dehydrogenase gene //Nucleic Acids Res. 1990.V.18. P. 6710.
  23. Mantsala, P., Zalkin, H. Cloning and sequence of Bacillus subtilis pur A and guaA, involved in the conversion of IMP to AMP and GMP. J Bacteriol. 1992. V. 174(6). PP. 1883−1890.
  24. Ebbole, D. J., and Zalkin, H. Interaction of a putative repressor protein with an extended control region of the Bacillus subtilis pur operon // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. PP. 3553−3561.
  25. Weng, М., Nagy, P. L. and Zalkin, H. Identification of the Bacillus subtilis pur operon repressor // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. PP. 7455−7459.
  26. Ogasawara, N., Nakai, S., and Yoshikawa, H. Systematic sequencing of the 180 kilobase region of the Bacillus subtilis chromosome containing the replication origin//DNA Res. 1994. V. l.PP. 1−14.
  27. Ebbole, D. J., and Zalkin, H. Bacillus subtilis pur operon expression and regulation //J. Bacteriol. 1989. V. 171. PP. 2136−2141.
  28. Shin, B. S., Stein, A. and Zalkin, H. Interaction of Bacillus subtilis purine repressor with DNA// J.' Bacteriol. 1997. V. 179. PP. 7394−7402.
  29. Weng, М., and Zalkin, H. Mutations in the Bacillus subtilis purine repressor that perturb PRPP effector function in vitro and in vivo II Curr. Microbiol. 2000. V. 41. PP. 56−59.
  30. Kilstrup, M. and Martinussen, J. A transcriptional activator, homologous to the Bacillus subtilis PurR repressor, is required for expression of purine biosynthetic genes in Lactococcus lactis I I J. Bacteriol. 1998. V. 180. PP: 3907— 3916.
  31. Nygaard, P. Purine and pyrimidine salvage pathways, p. 359−378. In A. L. Sonenstein, J. A. Hoch, and R. Losick (ed.), Bacillus subtilis and other gram-positive bacteria: biochemistry, physiology, and molecular genetics. ASM Press, Washington D.C. 1993.
  32. Amvig,.K., Hove-Jensen, B., and Switzer, R: L. Purification and properties ofphosphoribosyl-diphosphate synthetase from Bacillus subtilis. II Eur. J. Biochem. 1990: V. 192. PP. 195−200.
  33. Sinha, S. C., and Smith, J. L. The PRT protein family // Curr. Opin. Struct. Biol. 2001. V. 11. PP. 733−739.
  34. Sinha, S., Krahn, J. М., Shin, B. S., Tomchick, D. R., Zalkin, H. and Smith, J. L. The purine repressor of Bacillus subtilis'. a novel combination of domains adapted for transcription regulation // J. Bacteriol. 2003. V. 185. PP. 4087−4098.
  35. Jinsong XUAN, Zalkin Howard & WENG Manli. Mutations in PurBoxl of the Bacillus subtilis pur operon control site affect adenine-regulated expression in vivo II Science in China Ser. Π‘ Life Sciences. 2005. V.48. No.2. PP. 133—138.
  36. Π’Π΅Π³Π°, A. K., Zhu, J., Zalkin, H., Smith, J. L., Functional dissection of the Bacillus subtilis purine operator site // J. Bacteriol., 2003. V. 185(14). PP. 4099— 4109.
  37. , D.T. & Busby, S.J. The regulation of bacterial transcription initiation // Nat.Rev. Microbiol. 2004. V.2. PP. 57−65.
  38. Yanofsky, C. Attenuation in the control of expression of bacterial operons // Nature. 1981. V. 289. PP. 751−758.
  39. Babitzke, P. TRAP, the trp RNA-binding attenuation protein of Bacillus subtilis, is a multisubunit complex that appears to recognize G/UAG repeats in the trpEDCFBA and trpG transcripts // J. Biol. Chem. 1994 V. 269. PP. 16 597−16 604.
  40. , P. & Babitzke, P. Posttranscription initiation control of tryptophan metabolism in Bacillus subtilis by the trp RNA-binding attenuation protein (TRAP), anti-TRAP, and RNA structure // J. Bacteriol. 2001. V. 183. PP. 5795−58 024.
  41. Rutberg, B. Antitermination of transcription of catabolic operons // Mol. Microbiol. 1997 V. 23. PP. 413−421.
  42. , F. & Henkin, T.M. Regulation of gene expression by effectors thatbind to RNA // Curr. Opin. Microbiol. 2004 V. 7. PP. 126−131.
  43. Hannon, GJ. RNA interference // Nature 2002 V. 418. PP. 244−251.
  44. Gold., L., Polisky, D, Uhlenbeck, O. & Yarus, M. Diversity ofoligonucleotide functions // Annu. Rev. Biochem. 1995 V. 64. PP. 763−797.
  45. Kruger, K., Grabowsri, P.J., Zang, A.J., Sands, J'., Gottschling, D.E. & Cech, T.H. Self-splicing RNA: autoexcision and autocyclization of the ribosomal* RNA intervening sequence of Tetrahymena // Cell. 1982 V. 31. PP. 147−157.
  46. , A.D. & Szostak, J.W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 1990 V. 346. PP. 818−822.
  47. Mironov, A. S., Gusarov, I., Rafikov, R. et al. Sensing small molecules by nascent RNA: a mechanism to control transcription in bacteria // Cell. 2002. V. 111. PP. 747−756.
  48. Winkler, W., Nahvi, A., Breaker, R.R. Thiamine derivatives bind messenger RNAs directly to regulate bacterial gene expression // Nature. 2002. V. 419. PP. 952−956.
  49. Serganov, A., Patel, DJ. Ribozymes, riboswitches and beyond: regulation of gene expression without proteins //Nat Rev Genet. 2007 V. 8. PP. 776−790.
  50. Cromie, M.J., Shi, Y., Latifi, T., Groisman, E.A. An RNA sensor for intracellular Mg2+// Cell. 2006. V.125: PP. 71−84.
  51. , C.E., 3rd., Wakeman, C.A., Sieling, C.L., Baker, S.C., Imov, I., et al. Structure and mechanism of a metal-sensing regulatory RNA// Cell. 2007. V. 130. PP. 878−892.
  52. Morita, M.T., Tanaka, Y., Kodama, T.S., Kyogoku, Y., Yanagi, H., et al. Translational induction of heat shock transcription factor sigma32: evidence for a built-in RNA thermosensor // Genes Dev. 1999. V. 13. PP. 655−665.
  53. Morita, M., Kanemori, M., Yanagi, H., Yura, T. Heat-induced synthesis of sigma32 in Escherichia coli: structural and functional dissection of rpoH mRNA secondary structure // J Bacteriol. 1999. V. 181. PP. 401−410.
  54. Waters, L.S., Storz, G. Regulatory RNAs in bacteria // Cell. 2009. V. 136. PP. 615−628.
  55. Serganov, A. The long and the short of riboswitches // Curr Opin Struct Biol. 2009. V. 19. PP. 251−259.
  56. Dambach, M.D., Winkler, W.C. Expanding roles for metabolite-sensing regulatory RNAs // Curr Opin Microbiol. 2009. V. 12. PP. 161−169.
  57. Henkin, T.M. Riboswitch RNAs: using RNA to sense cellular metabolism // Genes Dev. 2008. V. 22. PP. 3383−3390.
  58. Henkin, T.M. RNA-dependent RNA switches in bacteria // Methods Mol Biol. 2009. V. 540. PP. 207−214.
  59. Grundy, F.J., Henkin, T.M. tRNA as a positive regulator of transcription antitermination in Bacillus subtilis II Cell. 1993. V. 74. PP. 475−482.
  60. Loh, E., Dussurget, O., Gripenland, J., Vaitkevicius, K., Tiensuu, T., et al. A trans-acting riboswitch controls expression of the virulence regulator PrfA in Listeria monocytogenes // Cell. 2009. V. 139. PP. 770−779.
  61. Winkler, W.C., Breaker, R. Genetic control by metabolite-binding riboswitches // Chembiochem. 2003. V.4. PP. 1024—1032.
  62. Garst, A.D., Edwards, A.L., Batey, R.T. Riboswitches: structures and mechanisms // Cold Spring Harb Perspect Biol. 201 l-3:a003533
  63. Barrick, J.E., Breaker, R.R. The distributions, mechanisms, and structures of metabolite-binding riboswitches // Genome Biol. 2007.V.8. R239.
  64. Gusarov, I., Nudler, E. The mechanism of intrinsic transcription termination // Mol Cell. 1999. V. 3. PP: 495−504.
  65. Yamell, W.S., Roberts, J.W. Mechanism of intrinsic transcription termination and antitermination // Science. 1999. V. 284. PP. 611−615.
  66. Skordalakes, E., Berger, J.M. Structure of the Rho transcription terminator: Mechanism of mRNA recognition and helicase loading // Cell. 2003. V. 114. PP. 135−146.
  67. Sudarsan, N., Barrick, J.E., Breaker, R.R. Metabolite-binding RNA domains are present in the genes of eukaryotes // RNA. 2003 — V.9. PP. 644−647.
  68. Kubodera, T., et al. Thiamine-regulated gene expression of Aspergillus oryzae thiA requires splicing of the intron containing a riboswitchlike domain in the 5'UTR//FEBS Lett. 2003. V. 555. PP. 516−520.
  69. Cheah, M.T., Wachter, A., Sudarsan, N., Breaker, R.R. Control of alternative RNA splicing and gene expression by eukaryotic riboswitches // Nature. 2007. V. 447. PP. 497−500.
  70. Croft, M.T., Moulin, M., Webb, M.E., Smith, A.G. Thiamine biosynthesis in algae is regulated by riboswitches // Proc Natl Acad Sci. 2007. V. 104. PP. 2 077 020 775.
  71. Bocobza, S., Adato, A., Mandel, T., Shapira, M., Nudler, E., Aharoni, A. Riboswitch-dependent gene regulation and its evolution in the plant kingdom // Genes Dev. 2007. V. 21. PP. 2874−2879.
  72. Wachter, A., Tunc-Ozdemir, M., Grove, B.C., Green, P.J., Shintani, D.K., Breaker, R.R. Riboswitch control of gene expression in plants by splicing and alternative 3' processing of mRNAs // Plant Cell. 2007. V. 19. PP. 3437—3450.
  73. Borsuk, P., Przykorska, A., Blachnio, K., Koper, M., Pawlowicz, J.M., Pekala, M., Weglenski, P. L-arginine influences the structure and function of arginase mRNA in Aspergillus nidulans // Biol Chem. 2007. V. 388. PP. 135−144.
  74. Rodionov, D.A., Vitreschak, A.G., Mironov, A.A., Gelfand, M.S. Comparative genomics of the methionine metabolism in Gram-positive bacteria: a variety of regulatory systems // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. PP. 3340—3353.
  75. Andre', G., et al. S-box and T-box riboswitches and antisense RNA control a sulfur metabolic operon of Clostridium acetobutylicum II Nucleic Acids Res. 2008. V. 36. PP. 5955−5969.
  76. Winkler, W.C., Nahvi, A., Roth, A., Collins, J.A., Breaker, R.R. Control of gene expression by a natural metabolite-responsive ribozyme // Nature. 2004. V. 428. PP. 281−286.
  77. Brooks, K.M., Hampel, K.J. A rate-limiting conformational step in the catalytic pathway of the glmS ribozyme // Biochemistry. 2009. V. 48. PP. 56 695 678.
  78. Collins, J.A., Imov, I., Baker, S., Winkler, W.C. Mechanism of mRNA destabilization by the glmS ribozyme // Genes Dev. 2007. V. 21. PP. 3356−3368.
  79. Breaker, R.R. Riboswitches and the RNA World // Cold Spring Harb Perspect Biol doi: 10.1101/cshperspect.a003566. 2010. Nov 24. PP. 1−15.
  80. Meyer, M.M., Hammond, M.C., Salinas, ?., Roth, A., Sudarsan, N., Breaker, R.R. Challenges of ligand identification for riboswitch candidates // RNA Biol. 2011. V. 8(1). PP. 5−10.
  81. Hendrix, D.K., Brenner, S.E., Holbrook, S.R. RNA structural motifs: building blocks of a modular biomolecule // Q Rev Biophys. 2005. V.38. PP. 221−243.
  82. Leontis, N.B., Lescoute, A., Westhof, E. The building blocks and motifs of RNA architecture // Current Opinion in Structural Biology. 2006. V. 16. PP. 279 287.
  83. Batey, R.T., Gilbert, S.D., Montange, R.K. Structure of a natural guanine-responsive riboswitch complexed with the metabolite hypoxanthine // Nature. 2004. V. 432. PP. 411−415.
  84. Edwards, A.L., Batey, R.T. A structural basis for the recognition of 2'-deoxyguanosine by the purine riboswitch // J Mol Biol. 2009. V. 385. PP. 938−948.
  85. Montange, R.K., Batey, R.T. Structure of the S-adenosylmethionine riboswitch regulatory mRNA element // Nature. 2006. V. 441. PP. 1172−1175.
  86. Gilbert, S.D., Rambo, R.P., Van Tyne, D., Batey, R.T. Structure of the SAM1. riboswitch bound to S-adenosylmethionine // Nat Struct Mol Biol. 2008. V. 15. PP. 177−182.
  87. Lu, C., Smith, A.M., Fuchs, R.T., Ding, F., Rajashankar, K., Henkin, T.M., Ke, A. Crystal structures of the SAM-III/S (MK) riboswitch reveal the SAM-dependent translation inhibition mechanism // Nat Struct Mol Biol. 2008. V. 15. PP. 1076−1083.
  88. Edwards, T.E., Ferre-D'Amare, A.R. Crystal structures of the thi-box riboswitch bound to thiamine pyrophosphate analogs reveal adaptive RNA-small molecule recognition// Structure. 2006. V. 14. PP. 1459—1468.
  89. Serganov, A., Polonskaia, A., Phan, A.T., Breaker, R.R., Patel, D.J. Structural basis for gene regulation by a thiamine pyrophosphate-sensing riboswitch // Nature.2006. V. 441. PP. 1167−1171.
  90. Thore, S., Leibundgut, M., Ban, N. Structure of the eukaryotic thiamine pyrophosphate riboswitch with its regulatory ligand // Science. 2006. V. 312. PP. 1208−1211.
  91. Serganov, A., Huang, L., Patel, D-J. Coenzyme recognition and gene regulation by aflavin mononucleotide riboswitch // Nature. 2009. V. 458. PP: 233 237.
  92. Cochrane, J.C., Lipchock, S.V., Strobel, S.A. Structural investigation of the GlmS ribozyme bound, to its catalytic cofactor // Chem Biol. 2007. V. 14. PP. 97— 105.
  93. Klein, D.J., Ferre'-D'Amare', A.R. Structural basis of glmS' ribozyme activation by glucosamine-6-phosphate // Science. 2006. V. 313. PP. 1752—1756.
  94. Kang, M., Peterson, R., Feigon, J. Structural Insights into riboswitch control of the biosynthesis of queuosine, a modified nucleotide found in the anticodon of tRNA // Mol Cell. 2009. V. 33. PP. 784−790.
  95. Klein, D.J., Edwards, T.E., Ferre-D'Amare, A.R. Cocrystal structure of a class I' preQl riboswitch reveals a pseudoknot recognizing an essential hypermodified nucleobase // Nat Struct Mol Biol. 2009. V. 16. PP. 343−344.
  96. Spitale, R.C., Torelli, A.T., Krucinska, J., Bandarian, V., Wedekind, J.E. The structural basis for recognition of the PreQ0 metabolite by an unusually small riboswitch aptamer domain // J Biol Chem. 2009. V. 284. PP. 11 012−11 016.
  97. Kulshina, N., Baird, N.J., Ferre-D'Amare, A.R. Recognition of the bacterial second messenger cyclic diguanylate by its cognate riboswitch // Nat Struct Mol Biol. 2009. V.16. PP. 1212−1217.
  98. Smith, K.D., Lipchock, S.V., Ames, T.D., Wang, J., Breaker, R.R., Strobel,
  99. S.A. Structural basis of ligand binding by a c-di-GMP riboswitch // Nat Struct Mol Biol. 2009. V. 16. PP. 1218−1223.
  100. Mandal, M., Boese, B., Barrick, J.E., Winkler, W.C., Breaker, R.R. Riboswitches control fundamental biochemical pathways in Bacillus subtilis and other bacteria // Cell. 2003. V. 113. PP. 577—586.
  101. Leontis, N.B., Westhof, E. Geometric nomenclature and classification of RNA base pairs // RNA. 2001. V. 7. PP. 499−512.
  102. Batey, R.T., Rambo, R.P., Doudna, J.A. Tertiary Motifs in RNA Structure and Folding // Angew Chem Int Ed Engl. 1999. V. 38. PP. 2326−2343.
  103. Holbrook, S.R. Structural principles from large RNAs // Annu Rev Biophys. 2008.37: 445−464.
  104. Varani, G. Exceptionally stable nucleic acid hairpins // Annu Rev Biophys Biomol Struct. 1995.24: 379104.
  105. Cate, J.H., Gooding, A.R., Podell, E., Zhou, K., Golden, B.L., Kundrot, C.E., Cech, T.R., Doudna, J.A. Crystal structure of a group I ribozyme domain: Principles of RNA packing // Science 1996. V. 273. PP. 1678—1685.
  106. Jaeger, L., Michel, F., Westhof, E. Involvement of a GNRA tetraloop in long-range RNA tertiary interactions // J Mol Biol. 1994. V. 236. PP. 1271—1276.
  107. Murphy, F.L., Cech, T.R. GAAA tetraloop and conserved bulge stabilize tertiary structure of a group I intron domain // J Mol Biol. 1994. V. 236. PP. 49−63.
  108. Sudarsan, N., Lee, E.R., Weinberg, Z., Moy, R.H., Kim, J.N., Link, K.H., Breaker, R.R. Riboswitches in eubacteria sense the second messenger cyclic di-GMP // Science. 2008 V. 321. PP. 411−413.
  109. Blouin, S., Lafontaine, D.A. A loop loop interaction and a K-tum motif located in the lysine aptamer domain are important for the riboswitch gene regulation control //RNA. 2007. V. 13. PP. 1256—1267.
  110. Winkler, W.C., Grundy, F.J., Murphy, B.A., Henkin, T.M. The GA. motif: An RNA element common to bacterial antitermination systems, rRNA, and eukaryotic RNAs//RNA. 2001. V. 7. PP. 1165−1172.
  111. Grundy, F.J., Lehman, S.C., Henkin, T.M. The L box regulon: lysine sensing by leader RNAs of bacterial lysine biosynthesis genes // Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V. 100. PP. 12 057−12 062.
  112. Sudarsan, N., Wickiser, J.K., Nakamura, S., Ebert, M.S., Breaker, R.R. An mRNA structure in bacteria that controls gene expression by binding lysine // Genes Dev. 2003. V. 17. PP. 2688−2697.
  113. McDaniel, B.A., Grundy, F.J., Henkin, T.M. A tertiary structural element in S box leader RNAs is required for S-adenosylmethioninedirected transcription termination. Mol Microbiol 2005. V. 57. PP. 1008—1021.
  114. Montange, R.K., Batey, R.T. Riboswitches: emerging themes in RNA structure and function // Annu Rev Biophys. 2008. V. 37. PP. 117−133.
  115. Gilbert, S.D., Love, C.E., Edwards, A.L., Batey, R.T. Mutational analysis of the purine riboswitch aptamer domain // Biochemistry. 2007. V. 46. PP. 1 329 713 309.
  116. Lemay, J.F., Penedo, J.C., Tremblay, R., Lilley, D.M., Lafontaine, D.A. Folding of the adenine riboswitch // Chem Biol. 2006. V. 13. PP. 857−868.
  117. Stoddard, C.D., Gilbert, S.D., Batey, R.T. Ligand-dependent folding of the three-way junction in the purine riboswitch // RNA. 2008. V. 14. PP. 675−684.
  118. Soukup, G.A. and Breaker, R.R. Relationship between intemucleotide linkage geometry and the stability of RNA // RNA. 1999. V. 5. PP. 1308−1325.
  119. Mandal, M., Breaker, R.R. Adenine riboswitches and gene activation by disruption of a transcription terminator // Nat Struct Mol Biol. 2004. V. 11. PP. 2935.
  120. Gilbert, S.D., Mediatore, S.J. and Batey, R.T. Modified pyrimidines specifically bind the purine riboswitch // J. Am.Chem. Soc. 2006. V. 128. PP. 14 214−14 215.
  121. Lemay, J. and Lafontaine, D.A. Core requirements of the adenine riboswitch aptamer for ligand binding // RNA. 2007. V. 13. PP. 339—350.
  122. Kim, J.N., Roth, A., Breaker, R.R. Guanine riboswitch variants from Mesoplasma florum selectively recognize 2'-deoxyguanosine // Proc Natl Acad Sci.2007. V. 104. PP. 16 092−16 097.
  123. Kim, J.N., Breaker, R.R. Purine sensing by riboswitches // Biol Cell. 2008.V. 100: PP. 1−11.
  124. Famulok, M. Molecular recognition of amino acids by RNA-aptamers: an 1-citrulline binding RNA motif and its evolution into an 1-arginine binder // J. Am. Chem. 1994. V. 116. PP. 1698−1706.
  125. Yang, Y., Kochovan, M., Burgstaller, P., Westhof, E. and Famulok, M. Structural basis of ligand discrimination by two related RNA aptamers resolved by NMR spectroscopy // Science. 1996. V. 272. PP. 1343—1347.
  126. Thelander, L. and Reichard, P. Reduction of ribonucleotides // Annu. Rev. Biochem. 1979 V. 48. PP. 133−158.
  127. Kolberg, M., Strand, K.R., Graff, P. and Andersson, K.K. Structure, function, and mechanism of ribonucleotide reductases // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1699. PP. 1−34.
  128. Cech, T.R., Zaug, A.J. and Grabowski, P.J. In vitro splicing of the ribosomal RNA precursor of Tetrahymena: involvement of a guanosine nucleotide in the excision of the intervening sequence // Cell. 1981. V. 27. PP. 487−496.
  129. Shu, D. and Guo, P. A viral RNA that binds ATP and contains a motif similar to an ATP-binding aptamer from SELEX // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. PP. 71 197 125.
  130. Mandal, M., Lee, M., Barrick, J.E., Weinberg, Z., Emilsson, G.M., Ruzzo, W.L. and Breaker, R.R. A glycine-dependent riboswitch that uses cooperative binding to control gene expression // Science. 2004. V. 306. PP. 275−279.
  131. Sudarsan, N., Hammond, M.C., Block, K.F., Welz, R., Barrick, J.E., Roth, A. and Breaker, R.R. Tandem riboswitch architectures exhibit complex gene control functions // Science. 2006. V. 314. PP. 300—304.
  132. Welz, R. and Breaker, R.R. Ligand binding and gene control characteristics of tandem riboswitches in Bacillus anthracis // RNA. 2007. V. 13. PP. 573−582.
  133. Edwards, T.E., Klein, D.J., Ferre-D'Amare, A.R. Riboswitches: Small molecule recognition by gene regulatory RNAs // Curr Opin Struct Biol- 2007. V.17. PP. 273−279.
  134. Gilbert, S.D., Batey, R.T. Riboswitches: natural SELEXion // Cell Mol Life Sci. 2005. V. 62. PP. 2401−2404.
  135. Jenison, R.D., Gill, S.C., Pardi, A., Polisky, B. High-resolution molecular discrimination by RNA // Science. 1994. V. 263. PP: 1425−1429.
  136. Zimmermann, G.R., Jenison, R.D., Wick, C.L., Simorre, J.P., Pardi, A. Interlocking structural motifs mediate molecular discrimination by a theophylline-binding RNA // Nat Struct Biol. 1997. V. 4. PP. 644−649:
  137. Zimmermann, G.R., Wick, C.L., Shields, T.P., Jenison, R.D., Pardi, A. Molecular interactions and metal binding in the theophylline-binding core of an RNA aptamer // RNA. 2000. V. 6. PP. 659−667.
  138. Williamson, J.R. Induced fit in RNA-protein recognition // Nat Struct Biol. 2000. V.7 PP. 834−837.
  139. Wickiser, J.K., Winkler, W.C., Breaker, R.R., Crothers, D.M. The speed of RNA transcription and metabolite binding kinetics operate an FMN riboswitch // Mol Cell. 2005. V. 18. PP. 49−60.
  140. Gilbert, S.D., Stoddard, C.D., Wise, S.J., Batey, R.T. Thermodynamic and kinetic characterization of ligand binding to the purine riboswitch aptamer domain // J Mol Biol. 2006. V. 359. PP. 754−768.
  141. Wickiser, J.K., Cheah, M.T., Breaker, R.R., Crothers, D.M. The kinetics of ligand binding by an adenine-sensing riboswitch // Biochemistry. 2005. V. 44. PP. 13 404−13 414.
  142. Rieder, R., Lang, K., Graber, D. and Micura, R. Ligand-induced folding of the adenosine deaminase a-riboswitch and implications on riboswitch translational control // Chembiochem. 2007. V. 8. PP. 896−902.
  143. Neu, H.C. The crisis in antibiotic resistance // Science. 1992. V. 257. PP. 1064−1073.
  144. Gold, H.S. and Moellering, R.C. Antimicrobial-drug resistance // N. Engl. J. Med. 1996. V. 335. PP. 1445−1453.
  145. Sudarsan, N., Cohen-Chalamish, S., Nakamura, S., Emilsson, G.M. and Breaker, R.R. Thiamine pyrophosphate riboswitches are targets for the antimicrobial compound pyrithiamine // Chem. Biol. 2005. V. 12. PP. 1325−1335.
  146. Blount, K.F. and Breaker, R.R. Riboswitches as antibacterial drug targets // Nat. Biotechnol. 2006. V. 24. PP. 1558−1564.
  147. Blount, K.F., Wang, J.X., Lim, J., Sudarsan, N. and Breaker, R.R. Antibacterial lysine analogs that target lysine riboswitches // Nat. Chem. Biol. 2006. V. 3. PP. 44−49.
  148. Kim, J.N., Blount, K.F., Puskarz, I., Lim, J., Link, K.H., Breaker, R.R. Design and antimicrobial action of purine analogues that bind Guanine riboswitches //ACS Chem. Biol. 2009. V.4(ll). PP. 915−27.
  149. Soukup, J.K., and Soukup, G.A. Riboswitches exert genetic control through metabolite-induced conformational change // Curr Opin Struct Biol. 2004. V. 14. PP. 344−349.
  150. Gilbert, W. The RNA world // Nature. 1986 V. 319. P. 618.
  151. Jeffares, D.C., Pool, A.M. and Penny, D. Relics from the RNA world // J. Mo. l Evol. 1998. V. 46. PP. 18−36.
  152. , H.D. 3rd. Coenzymes as fossils of an earlier metabolic state // J. Mol. Evol. 1976. V. 7. PP. 101−104.
  153. Vitreschak, A.G., Rodionov, D: A., Mironov, A.A., Gelfand, M.S. Riboswitches: the oldest mechanism for the regulation of gene expression? // Trends Genet. 2004. V. 20. PPi 44−50.
  154. Tucker, B. J. and Breaker, R. R. Riboswitches as versatile gene control elements // Current Opinion in Structural Biology. 2005. V. 15. PP. 342−348.
  155. Sullivan, J.E., Brocklehurst, K.J., Marley, A.E., et al. Inhibition of lipolysis and lipogenesis in isolated rat adipocytes with AICAR, a cell-permeable activator of AMP-activated protein kinase // FEBS Lett. 1994. V. 353. PP. 33−36.
  156. Karp, P.D., Riley, M., Paley, S.M., Pellegrini-Toole, A. The MetaCyc Database //Nucleic Acids Res. 2002. V. 30(1). PP. 59−61.
  157. Van den Berghe, G., Gruber, H. Method for lowering blood lipid levels. W09303734- 1993.
  158. Hardie, D.G., Hawley, S.A., Scott, J.W. AMP-activated protein kinase -development of the energy sensor concept // J Physiol. 2006. V. 574. PP. 7−15.
  159. Gruber, H.E., Hoffer, M.E., McAllister, D.R., et al. Increased adenosine concentration in blood from ischemic myocardium by AICA riboside. Effects on flow, granulocytes, and injury// Circulation. 1989. V. 80. PP. 1400−1411.
  160. Hardie, D.G. AMP-activated protein kinase: the guardian of cardiac energy status // J Clin Invent. 2004. V. 117. PP. 465−468.
  161. Winder, W.W., Hardie, D.G. AMP-activated protein kinase, a metabolic master switch: possible roles in type 2 diabetes // Am J Physiol. 1999. V. 277. PP. 1−10.
  162. Schimmack, G., Defronzo, R.A., Musi, N. AMP-activated protein kinase: role in metabolism and therapeutic implications // Diabetes Obes Metab. 2006. V. 8. PP. 591−602.
  163. Consoli, A., Nurjhan, N., Capani, F., Gerich, J. Predominant role of gluconeogenesis in increased hepatic glucose production in NIDDM // Diabetes. 1989. V. 38. PP. 550−557.
  164. Merrill, G.F., Kurth, E.J., Hardie, D.G., Winder, W.W. AICA riboside increases AMP-activated protein kinase, fatty acid oxidation, and glucose uptake in rat muscle // Am J Physiol. 1997. V. 273. PP. 1107−1112.
  165. Kurth-Kraczek, E.J., Hirshman, M.F., Goodyear, L.J., Winder, W.W. 5' AMP-activated protein kinase activation causes GLUT4 translocation in skeletal muscle // Diabetes. 1999. V. 48. PP. 1667−1671.
  166. Narkar, V.A., Downes, M., Yu, R.T., et al. AMPK and PPARdelta agonists are exercise mimetics // Cell. 2008. V. 134. PP. 405−415.
  167. Goransson, O., McBride, A., Hawley, S.A., et al. Mechanism of action of A-769 662, a valuable tool for activation of AMP-activated protein kinase // J Biol Chem. 2007. V. 282. PP. 32 549−32 560.
  168. Richter, E.A., Kiens, B., Wojtaszewski, J.F. Can exercise mimetics substitute for exercise? // Cell Metab. 2008. V. 8. PP. 96−98.
  169. Xiang, X., Saha, A.K., Wen, R., et al. AMP-activated protein kinase activators can inhibit the growth of prostate cancer cells by multiple mechanisms // Biochem Biophys Res Commun. 2004. V. 321. PP. 161−167.
  170. Swinnen, J.V., Beckers, A., Brusselmans, K., et al. Mimicry of a cellular low energy status blocks tumor cell anabolism and suppresses the malignant phenotype // Cancer Res. 2005. V. 65. PP. 2441−2448.
  171. Rattan, R., Giri, S., Singh, A.K., Singh, I. 5-Aminoimidazole-4-carboxamide-1-beta-D-ribofuranoside inhibits cancer cell proliferation in vitro and in vivo via AMP-activated protein kinase // J Biol Chem. 2005. V. 280. P. 39 582−39 593.
  172. Baumann, P., Mandl-Weber, S., Emmerich, B., et al. Activation of adenosine monophosphate activated protein kinase inhibits growth of multiple myeloma cells // Exp Cell Res. 2007. V. 313. PP. 3592−3603.
  173. Garcia-Gil, M., Pesi, R., Pema, S., et al. 5'-aminoimidazole-4-carboxamide riboside induces apoptosis in human neuroblastoma cells // Neuroscience. 2003. V.117. PP. 811−820.
  174. Pesi, R., Micheli, V., Jacomelli, G., et al. Cytosolic 5'-nucleotidase hyperactivity in erythrocytes of Lesch-Nyhan syndrome patients // Neuroreport. 2000 V. 11. PP. 1827−1831.
  175. Kefas, B.A., Heimberg, H., Vaulont, S., et al. AICA-riboside induces apoptosis of pancreatic beta cells through stimulation of AMP-activated protein kinase // Diabetologia. 2003. V. 46. PP. 250−254.
  176. Meisse, D., Van de Casteele, M., Beauloye, C., et al. Sustained activation of AMP-activated protein kinase induces c-Jun N-terminal kinase activation and apoptosis in liver cells // FEBS Lett. 2002. V. 526. PP. 38−42.
  177. Campas, C., Lopez, J.M., Santidrian, A.F., et al. Acadesine activates AMPK and induces apoptosis in B-cell chronic lymphocytic leukemia cells but not in T lymphocytes // Blood. 2003. V. 101. PP. 3674−3680.
  178. Campas, C., Santidrian, A.F., Domingo, A., Gil, J. Acadesine induces apoptosis in B-cells from mantle cell lymphoma and splenic marginal zone lymphoma // Leukemia. 2005. V. 19. PP. 292−294.
  179. Lopez, J.M., Santidrian, A.F., Campas, C., Gil, J. 5-Aminoimidazole-4-carboxamide riboside induces apoptosis in Jurkat cells, but the AMP-activated protein kinase is not involved // Biochem J. 2003. V. 370. PP. 1027−1032.
  180. Bochner, B.R., Ames, B.N. ZTP (5-amino 4-imidazole carboxamide riboside 5'-triphosphate): a proposed alarmone for 10-formyl-tetrahydrofolate deficiency // Cell. 1982. V. 29. PP. 929−937.
  181. Cashel, M. Regulation of bacterial ppGpp and pppGpp // Ann. Rev. Microbial. 1975. V. 29t PP. 301−318.
  182. Gallant, J. A. Stringent control in Escherichia coli II Ann. Rev. Genet. 1979 V. 73. PP: 393−415.
  183. Udaka, S. and Moyed, H. S. Inhibition of parental and, mutant xanthosine 5'-phosphate aminases by psicofuranine // J. Biol. Chem. 1963. V. 238. PP. 27 972 803.
  184. Slechta, L. Studies on the mode of action of psicofuranine // Biochem. Pharm. 1960. V.5.PP. 96−107.
  185. Dougherty, M.J., Boyd, J.M., Downs, D.M. Inhibition of fructose-1,6-bisphosphatase by aminoimidazole carboxamide ribotide prevents growth of Salmonella enterica pnrH mutants on glycerol // J Biol Chem. 2006 V. 281. PP. 33 892−33 899.
  186. Benkovic, S. J, deMaine, M.M. Mechanism of action of fructose 1,6-bisphosphatase // Adv Enzymol Relat Areas Mol Biol. 1982 V. 53. PP. 45−82.
  187. Tejwani, G. A. Regulation of Fructose-Bisphosphatase Activity // Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 1983. V. 54. PP. 121−194.
  188. Pilkis, S., El-Maghrabi, M., Pilkis, J., and Claus, T. Inhibition of fructose-1,6-bisphosphatase by fructose 2,6-bisphosphate // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. PP. 3619−3622.
  189. Ke, H., Thorpe, C. M., Seaton, B. A., Lipscomb, W. N., and Marcus, F. Structure refinement of fructose-1,6-bisphosphatase and its fructose 2,6bisphosphate complex at 2.8 A resolution // J. Mol. Biol. 1990. V. 212. PP. 513— 539.
  190. Taketa, K., and Pogell, B. M. Allosteric Inhibition of Rat Liver Fructose 1,6-Diphosphatase by Adenosine 5'-Monophosphate // J. Biol. Chem. 1965. V. 240. PP. 651−662.
  191. Ke, H. M., Zhang, Y. P., and Lipscomb, W. N. Crystal structure of fructose-1, 6-bisphosphatase complexed with fructose 6-phosphate, AMP, and magnesium // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1990. V. 87. PP. 5243−5247.
  192. Liang, J. Y., Zhang, Y., Huang, S., and Lipscomb, W. N. Allosteric transition of fructose-1,6-bisphosphatase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1993. V. 90. PP. 2132−2136.
  193. Fraenkel, D. G., and Horecker, B. L. Fructose-1,6-Diphosphatase and Acid Hexose Phosphatase of jEscherichia coli II J. Bacteriol. 1965. V. 90. PP: 837−842.
  194. Iversen, L. F., Brzozowski, M., Hastrup, S., et al. Characterization of the allosteric binding pocket of human liver fructose-1,6-bisphosphatase by protein crystallography and inhibitor activity studies // Protein Sci. 1997. V. 6. PP. 971— 982.
  195. Vincent, M.F., Marangos, P.J., Gruber, H.E., Van den Berghe, G. Inhibition by AICA riboside of gluconeogenesis in isolated rat hepatocytes // Diabetes. 1991. V. 40. PP.1259−1266.
  196. Vincent, M.F., Erion, M.D., Gruber, H.E., Van den Berghe, G. Hypoglycaemic effect of AICAriboside in mice // Diabetologia. 1996. V. 39t PP. 1148−55.
  197. Holmes, W. B., and Appling, D. R. Cloning and characterization of methenyltetrahydrofolate synthetase from Saccharomyces cerevisiae // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. PP. 20 205−20 213.
  198. Rebora, K., Laloo, B., and Daignan-Fomier, B. Revisiting Purine-Histidine Cross-Pathway Regulation in Saccharomyces cerevisiae: A Central Role for a Small Molecule // Genetics. 2005 V. 170. PP. 61−70.
  199. Pinson, B., Vaur, S., Sagot, I., Coulpier, F., Lemoine, S., and Daignan-Fomier, B. Metabolic intermediates selectively stimulate transcription factor interaction and modulate phosphate and purine pathways // Genes Dev 2009. V. 23. PP. 1399−1407.
  200. Rebora, K., Desmoucelles, C., Borne, F., Pinson, B., and Daignan-Fornier, B. Yeast AMP Pathway Genes Respond to Adenine through Regulated Synthesis of a Metabolic Intermediate // Mol Cell Biol. 2001. V. 21. PP. 7901−7912.
  201. Sabina, R. L., Patterson, D., and Holmes, E. W. 5-Amino-4-imidazolecarboxamide riboside (Z-riboside) metabolism in eukaryotic cells // J. Biol. Chem. 1985. V. 260. PP. 6107−6114.
  202. Anagnostopoulos, C., Spizizen, J. Requirements for transformation in Bacillus subtilis II J.Bacteriol. 1961. V.81. P. 741−746.
  203. Yoshikawa, H., Sueoka, N. Sequental replication of Bacillus subtilis chromosome, I. Comparison of marker frequencies in exponential and stationary growth phases // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1963. V. 49. P. 559−566.
  204. Blattner, F.R., Plunkett, G., Bloch, C.A. et al. The Complete Genome Sequence of Escherichia coli K-12 // Science. 1997. V. 277. P.1453−1462.
  205. Vagner, V., Dervyn, E., Ehrlich, S.D. A vector for systematic gene inactivation in Bacillus subtilis. //Microbiology. 1998. V. 144. P. 3097−3104.
  206. Shatalin, K.Y. and Neyfakh, A.A. Efficient gene inactivation in Bacillusanthracis. // FEMS Microbiology Letters. 2005. V. 245. P. 315−319. .
  207. Sambrook, J., Fritsch, E.F., Maniatis, T. Molecular cloning: a laboratory manual, 2nd ed. N.Y. Cold Spring Harbor Lab. 1989.
  208. Saito, H., Miura, K.I. Preparation of transforming deoxyribonucleic acid by phenol treatment // Biochim.Biophys. Acta. 1963. V. 42. P.619−629.
  209. Sanger, F., Nicklen, S., Coulson, A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V.74.
  210. Mironov A., Epshtein V., Nudler E. Transcriptional approaches to riboswitch studies // Methods in Mol.Biol. 2009. V. 540. P. 39−51.
  211. Π”ΠΆ. ЭкспСримСнты Π² ΠΌΠΎΠ»Π΅ΠΊΡƒΠ»ΡΡ€Π½ΠΎΠΉ Π³Π΅Π½Π΅Ρ‚ΠΈΠΊΠ΅ М.: ΠœΠΈΡ€, 1976.
  212. М., Mathews D.H., Turner D.H. // RNA Biochemistry and Biotechnology / Eds. J. Barciszewsky, B.F.C.Clark. NATO ASI Series- Kluwer Academic Publishers, Boston, 1999. — P. 11- 43.
  213. Hove-Jensen, B., Nygaard, P. Phosphoribosylpyrophosphate synthetase of Escherichia coli, Identification of a mutant enzyme. // Eur. J. Biochem. 1982. V.126. P.327−332.
  214. Meyer, E., Switzer, R.L. Regulation of Bacillus subtilis glutamine phosphoribosylpyrophosphate amidotransferase activity by end products // J. Biol. Chem. 1979. V.254. P.5397−5402.
  215. Tumbough, C.L., Switzer, R.L. Oxygen-dependent inactivation of glutamine phosphoribosylpyrophosphate amidotransferase in stationary-phase cultures of Bacillus subtilis II J.Bacteriol. 1975. V.121. P.108−114.
  216. Hove-Jensen, B., Harlow, K.W., King, C.J., Switzer, R.L. Phosphoribosylpyrophosphate synthetase of Escherichia coli. Properties of the purified enzyme and primary structure of the prs gene I I J. Biol. Chem. 1986. V.261. P.6765−6771.
  217. , Π’. М. / In Sonenshein, A. L. Hoch, J. A. and Losick R. (ed.), Bacillus subtilis and other gram-positive bacteria: biochemistry, physiology, and molecular genetics. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 1993. P. 669−682.
  218. Lindner, G., Nijland, R., van Hartskamp, М., Bron, S., Hamoen, L.W., Kuipers, O.P. Differential expression of two paralogous genes of Bacillus subtilis encoding single-stranded DNA binding protein // J. Bacteriol. 2004. V. 186. PP. 1097−1105.
  219. Estrem, S.T., Gaal, Π’., Ross, W. Gourse, R.L. Identification of an UP element consensus sequence for bacterial promoters // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P.9761−9766.
  220. Blouin S., Mulhbacher J., Penedo J.K., Lafontaine, D.A. Riboswitches: ancient and’promising genetic regulators // ChemBioChem. 2009. V.10. PP. 400 416.
  221. Johansen L. E., Nygaard P., Lassen C. et al. Definition of a second Bacillus subtilis pur regulon comprising the pur and xpt-pbuX operons plus pbuG, nupG (yxjA), andpbuE (ydhL) II J. Bacteriol. 2003. V. 185. P. 5200−5209.
  222. Asahara, Π’., Mori, Y., Zakataeva, N.P., Livshits, V.A., Yoshida, K., Matsuno, K. Accumulation of gene-targeted Bacillus subtilis mutations that enhance fermentative inosine production // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2010. V.87. PP. 2195−207.
  223. ΠŸΡ€Π΅ΡΡ-Ρ€Π΅Π»ΠΈΠ· ΠΊΠΎΠΌΠΏΠ°Π½ΠΈΠΈ «ADVANCELL» ΠΎΡ‚ 16.02.2011.Π£
Π—Π°ΠΏΠΎΠ»Π½ΠΈΡ‚ΡŒ Ρ„ΠΎΡ€ΠΌΡƒ Ρ‚Π΅ΠΊΡƒΡ‰Π΅ΠΉ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚ΠΎΠΉ