Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Мультиплексные системы в обеспечении безопасности гемотрансфузий

Диссертация: Мультиплексные системы в обеспечении безопасности гемотрансфузий
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Использование международных ИАТ-стандартов или национальных их аналогов позволило объективно контролировать чувствительность обнаружения патогена при использовании различных приборов и тест-систем, что определило формирование рынка отечественных тест-систем. Необходимость разработки и внедрения отечественных систем обусловлена в первую очередь тем обстоятельством, что, как правило, зарубежные… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • Глава 1. СОВРЕМЕННОЕ СОСТОЯНИЕ ПРОБЛЕМЫ БЕЗОПАСНОСТИ ГЕМОТРАНСФУЗИЙ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)
    • 1. 1. Вирусная безопасность гемотрансфузий
      • 1. 1. 1. Этапы развития лабораторного скрининга доноров
      • 1. 1. 2. Вирус Гепатита В
      • 1. 1. 3. Вирус Гепатита С
      • 1. 1. 4. ВИЧ инфекция
      • 1. 1. 5. Цитомегаловирус
      • 1. 1. 6. Вирус Эпштейна-Барр
      • 1. 1. 7. Вирус герпеса 6 типа
    • 1. 2. Иммунологическая безопасность гемотрансфузий
      • 1. 2. 1. Система HLA
      • 1. 2. 2. Антитела. Строение. Аллоиммунизация
      • 1. 2. 3. Значение антилейкоцитарных антител в развитии ТРАЛИ
  • Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Скрининг донорской крови и ее компонентов наНСУ, HBV, HIV
    • 2. 2. Оценка стоимости лабораторных исследований
    • 2. 3. Скрининг донорской крови и ее компонентов на CMV, EBV, HHV
    • 2. 4. Определение антилейкоцитарных антител
  • Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Выявление маркеров гемотрансмиссивных инфекций при молекулярном и серологическом скрининге
    • 3. 2. Критерии пулирования образцов донорской крови при NAT тестировании
    • 3. 3. Оценка эффективности применения отечественных мультиплексных систем
    • 3. 4. Выявление маркеров герпесвирусов среди доноров
    • 3. 5. Исследование антилейкоцитарных антител
    • I. и II классов

Мультиплексные системы в обеспечении безопасности гемотрансфузий (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность исследования.

Вопросы, связанные с обеспечением безопасности гемотрансфузий, остаются одними из самых важных в клинической и лабораторной практике. Несмотря на применение в службе крови высокочувствительных и специфичных методов тестирования доноров, в большинстве случаев позволяющих обеспечить безопасность гемотрансфузий, остается риск инфицирования реципиента при использовании компонентов крови от доноров, находящихся в периоде серонегативного окна [4,14,167].

С целью минимизации периода серонегативного окна и оптимизации лабораторного скрининга донорской крови в ряде стран с конца 90-х годов XX столетия используют молекулярные технологии, в частности ПЦР (полимеразная цепная реакция) в реальном времени. Появление мультиплексных систем и международный опыт динамической оценки остаточного риска способствовали внедрению ИАТ-тестирования (метод амплификации нуклеиновых кислот) не только на гепатит С и ВИЧ-инфекцию, но и на гепатит В [15,17,18,90].

Использование международных ИАТ-стандартов или национальных их аналогов позволило объективно контролировать чувствительность обнаружения патогена при использовании различных приборов и тест-систем [16,118], что определило формирование рынка отечественных тест-систем. Необходимость разработки и внедрения отечественных систем обусловлена в первую очередь тем обстоятельством, что, как правило, зарубежные производители для мультиплексного анализа создают «закрытые системы» из дорогостоящего оборудования и реагентов. В связи с этим, актуальным является внедрение в практику «открытых» мультиплексных тест-систем и оценка их эффективности в сертификации крови доноров и реципиентов.

Постановлением Правительства РФ № 1230 от 31 декабря 2010 года впервые регламентировано использование молекулярно-биологических методов тестирования для скрининга доноров крови, а также мультиплексное тестирование, позволяющие одновременно обнаруживать ДНК или РНК сразу нескольких вирусов. Несмотря на то что, в мире накоплен десятилетний опыт применения NATтестирования, в России только формируются подходы к использованию молекулярных тестов, а целесообразность обязательного мультиплексного скрининга доноров обсуждается.

В последние десятилетие стало очевидным, что кроме обязательного тестирования донорской крови на гепатит В, С и ВИЧ инфекцию необходимо выполнять исследования по выявлению патогенов, способных оказать существенное влияние на безопасность гемокомпонентой терапии, особенно для группы иммунокомпрометированных больных. В этой связи важное значение приобретают гемотрансмиссивные герпесвирусы (CMV, EBV, HHV-6), способные вызывать серьезные осложнения у реципиентов после гемотрансфузий: гепатит, инфекционный мононуклеоз, болезнь «трансплантат против хозяина» и др. [8,18,80]. Вопрос возможности применения мультиплексных тест-систем с целью расширения перечня регламентированных вирусных инфекции для скрининга донорской крови остается малоисследован.

Иммунологическая безопасность гемотрансфузий является центральной задачей трансфузионной медицины. Наличие в переливаемых компонентах крови донора специфических антител к антигенам HLA I и II классов может спровоцировать развитие ТРАЛИ (связанное с трансфузией острое повреждение легких), которое в последние годы по данным FDA является ведущей причиной посттрансфузионной летальности [5,35]. Появление антилейкоцитарных антител часто является следствием предшествующих многократных трансфузий и сенсибилизации во время беременности [155,122]. Классическое выявление антител проводится с помощью лимфоцитотоксического теста. Более 40 лет эта методика была единственной и до настоящего времени широко применяется в клинической лабораторной диагностике. Современные технологии мультиплексного анализа открывают новые возможности в совершенствовании, стандартизации и оптимизации скрининга антилейкоцитарных антител. Исследования в этой области являются перспективными, но в отечественной медицинской литературе публикации крайне немногочисленны.

Таким образом, вопрос необходимости изучения и внедрения высокочувствительных мультиплексных технологий для обеспечения безопасности гемотрансфузий и повышения эффективности скрининга донорской крови является актуальным.

Цель работы.

Совершенствование и оптимизация лабораторного скрининга донорской крови на основе внедрения современных мультиплексных технологий.

Задачи исследования.

1. Изучить возможности выявления гемотрансмиссивных инфекций (HBV, HCV, HIV) у доноров крови и ее компонентов с помощью мультиплексной тест-системы ПЦР в реальном времени в формате минипул тестирования и параллельном ИФА скрининге.

2. Определить критерии пулирования образцов донорской крови при NAT тестировании, применяя «закрытые» и «открытые» системы.

3. Оценить распространённость и вирусную нагрузку EBV, CMV, HHV6 при скрининге доноров крови с использованием мультиплексной технологии ПЦР в реальном времени и методом ИФА.

4. Оценить медико-экономическую эффективность использования отечественных мультиплексных систем и целесообразность внедрения обязательного NATскрининга донорской крови.

5. Сравнить частоту выявления и распределение анти-HLA антител с помощью мультиплексного анализа хМАР Luminex и твердофазного иммуноферментного метода среди различных групп доноров.

Научная новизна.

Показана целесообразность внедрения современных молекулярно-биологических методов на базе мультиплексных систем в Службу крови с целью оптимизации алгоритма лабораторного скрининга и повышения безопасности гемотрансфузий. При тестировании донорской крови методом ПЦР в мультиплексном формате выявлены молекулярные маркеры гемотрансмиссивных инфекций в период серонегативного окна и определена их вирусная нагрузка. Установлено, что применение мультиплексных систем позволяет уменьшить себестоимость исследований, трудозатраты, время выполнения, расширить спектр диагностических маркеров и снизить посттрансфузионный риск передачи вирусных инфекций. Сформулированы критерии определения размера пула. С помощью мультиплексной тест-системы методом ПНР в реальном времени у доноров крови определена распространённость и количество ДНК CMV, EBV, HHV-6 в сравнении с серологическими маркерами с целью расширения перечня регламентированных вирусных инфекции при скрининге донорской крови.

Установлено, что для скрининга анти-HLA антител метод проточной цитометрии на основе хМАР Luminex более чувствительный и специфичный по сравнению с твердофазным иммуноферментным. Показана необходимость применения высокочувствительных мультиплексных технологий для антилейкоцитарного скрининга всех групп доноров.

Практическая значимость работы.

Показана возможность использования единой мультиплексной технологической платформы для скрининга донорской крови. Установлена высокая эффективность мультиплексных систем в обеспечении вирусной безопасности гемотрансфузий.

Данные о распространенности герпесвирусов (СМУ, ЕВУ, ННУ-6) свидетельствуют о необходимости применения дополнительного скрининга доноров и подборе гемокомпонентов для группы иммуно-компрометированных реципиентов, нуждающихся в регулярном трансфузиологическом пособии. Методы ИФА и ПЦР в диагностике гемотрансмиссивных инфекций взаимно дополняют друг друга.

Применение высокочувствительных мультиплексных технологий на основе Ьигшпех позволяет получать новые данные о распространенности и распределении антилейкоцитарных антител, которые используются для анализа эффективности обследования различных категорий доноров и разработки комплекса мероприятий, направленных на снижение риска развития связанного с трансфузией острого повреждения легких.

Внедрение результатов исследования в практику.

Материалы диссертации используются в практической работе клинико-диагностической лаборатории Центра крови Первого Московского государственного медицинского университета им. И. М. Сеченова, в работе отделения трансфузиологии Российского научного центра хирургии имени академика Б. В. Петровского РАМН, при обучении курсантов кафедры «Клиническая трансфузиология» факультета послевузовского профессионального образования врачей Московского Государственного медицинского университета им. И. М. Сеченова.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Применение мультиплексного NAT скрининга донорской крови позволяет выявлять инфицированных доноров в период серонегативного «окна». Методы ИФА и ПЦР в диагностике гемотрансмиссивных инфекций взаимно дополняют друг друга.

2. Единая мультиплексная технология для скрининга донорской крови повышает эффективность обеспечения безопасности гемотрансфузий.

3. Высокая распространенность и вирусная нагрузка герпесвирусов среди доноров крови свидетельствует о необходимости проведения дополнительного скрининга с целью повышения вирусной безопасности для иммунокомпроментированных реципиентов.

4. Мультиплексное выявление антилейкоцитарных антител на основе технологии хМАР Luminex превосходит по чувствительности и специфичности метод ИФА. Высокая распространенность анти-HLA антител напрямую коррелирует с количеством беременностей в анамнезе. Антилейкоцитарные антитела выявляются у мужчин без гемотрансфузий и женщин без беременностей и гемотрансфузий в анамнезе.

Апробация работы.

Апробация состоялась 12.04.2013 г. на объединенной научной конференции лабораторий иммунологии и регуляторных механизмов в хирургии, клинической биохимии, профилактики и лечения инфекции в хирургии, трансфузиологии с экспедицией Российского научного центра хирургии имени академика Б. В. Петровского РАМН и кафедры клинической трансфузиологии факультета послевузовского профессионального образования врачей Первого Московского государственного медицинского университета им. И. М. Сеченова. Результаты исследования были доложены на Всероссийской конференции с международным участием «Молекулярная диагностика 2010», а также в виде устных докладов на семинаре «NAT-скрининг как стандарт безопасности в службе крови» (Мадрид, Испания 1821 августа, 2012 года), Всероссийской научно-практической конференции «Инфекции и инфекционная безопасность в гематологии и службе крови» (Санк-Петербург, 22−23 марта 2012 года). Стендовые доклады были представлены: ААВВ Annual Meeting and CTTXPO (Boston, MA, October 6−9, 2012), 32nd International Congress of the International Society of Blood Transfusion in joint cooperation with the 10th Congress of AMMTAC (Cancun, Mexico, July 7−12, 2012), 22nd Regional Congress of the ISBT (Asia, Taipei, Taiwan, November 19−23, 2011), AABB Annual Meeting (San Diego, October 2225,2011).

Публикации.

По материалам диссертации опубликовано 14 печатных работ.

Личный вклад автора.

Автором выполнены исследования по выявлению и количественному определению ДНК, РНК инфекций (HCV, HBV, HIV, CMV, EBV, HHV-6) в сравнении с серологическими маркерами, а также исследование анти-HLA антител среди различных групп доноров. Проведена статистическая обработка, анализ полученных данных и обобщение результатов исследования.

Объем и структура работы.

Диссертационная работа изложена на 114 страницах машинописного текста. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, результатов собственных исследований и их обсуждения, заключения, выводов и практических рекомендаций.

Список литературы

состоит из 159 наименований, из которых отечественных 19, зарубежных 140. Работа иллюстрирована 16 таблицами, 8 рисунками.

ВЫВОДЫ.

1. Мультиплексное тестирование донорской крови на базе «открытых» систем обеспечивает высокую эффективность за счет выявления гемотрансмиссивных инфекций в период серонегативного окна, выявления скрытых вирусоносителей, расширения спектра определения вирусных агентов, времени получения результата теста и низкой себестоимости исследования.

2. При параллельном ИФА и ПЦР скрининге донорской крови в серонегативный период выявлено три образца РНК (+) НСУ (вирусная нагрузка 6,5×106 копий/мл, 1,2×104 копий/мл, 8,9×103 копий/мл), два г Л образца ДНК (+) НВУ (вирусной нагрузка 4,8×10 и 1,2×10 копий/мл). Частота встречаемости ЫАТ-положительного образца (ИФА-отрицательного) составила 1: 4097. Методы ИФА и ПЦР в диагностике гемотрансмиссивных инфекций взаимно дополняют друг друга.

3. В условиях отсутствия регламентированных требований к выбору объема пулирования сформулированы следующие критерии-определения размера пула: эпидемиологическая ситуация в стране по данной вирусной инфекции, характеристики оборудования и тест-систем, биологические свойства вирусов, эффективность тестирования.

4. Методом ПЦР в формате мультиплексного тестирования выявлено л /•.

30,7% ЕВУ (диапазон вирусной нагрузки 4,1×10 — 1,5×10° копий/мл), 6,3% ННУ-6 (диапазон вирусной нагрузки 4,6×102- 8,7×106 копий/мл), 2,7% СМУ, (диапазон вирусной нагрузки 5,7×102- 2,3×104 копий/мл), 2% - микст-инфекция, тогда как в ИФА — 12,9% антител к герпесвирусам в активной форме.

5. Метод хМАР Ьшшпех для скрининга анти-НЬА антител в сравнении с ИФА более чувствительный и специфичный.

6. Использование мультиплексной технологии позволило установить, что среди различных групп доноров анти-НЬА антитела выявляются у мужчин без гемотрансфузий в анамнезе (1%), а наибольшая их частота наблюдается у женщин с четырьмя и более беременностями в анамнезе (36,9%). В структуре антител по классам ведущее место занимают антитела к I классу (69,4%). Показано, что нет достоверного различия (р>0,05) в выявлении антител у женщин без беременностей (2,3%) и мужчин как с гемотрансфузиями в анамнезе (3%), так и без них (1%).

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ.

1. Необходимо регламентировать наряду с иммунологическими методами обязательное NAT тестирование донорской крови и ее компонентов.

2. Для повышения медико-экономической эффективности обеспечения безопасности гемотрансфузий целесообразно применять мультиплексные технологии.

3. Необходимо проводить дополнительный скрининг на герпесвирусы с помощью методов ИФА и ПЦР в мультиплексном формате с целью повышения вирусной безопасности гемотрансфузий для группы иммунокомпрометированных реципиентов (с иммунодефицитами, при трансплантации костного мозга, солидных органов и т. д.).

4. Необходимо выделять группы с повышенным риском лейкоцитарной аллоиммунизации у доноров крови и ее компонентов на основе первичного анкетирования и скрининга антилейкоцитарных антител.

5. Полученные данных о наличии анти-HLA антител у женщин без беременностей в анамнезе и мужчин, не получавших гемотрансфузии, показывают необходимость применения высокочувствительных методов мультиплексного анализа для дальнейшего изучения и скрининга всех категорий доноров.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В. В., Гукасян И. А., Момотюк К. С., Майорова О. А., Кузнецов О. Е., Дашкова Н. Г., Рагимов А. А. Генотестирование доноров на гемотрансмисснвные инфекции. Научно-практический журнал Вестник службы крови России. М., март 2012 № 1, стр.9−12.
  2. Л.Б. Медицинская микробиология, вирусология, иммунология. М., «Медицинское информационное агентство», 2001, 736 с.
  3. Бубнова J1.H. Клиническая иммуногематология // Гематология: Новейший справочник / Под общ. ред. Абдулкадыро-ва K.M. —М: Изд-во Эксмо- СПб: Изд-во Сова, 2004. С. 145−164.
  4. Н.Г. Обеспечение инфекционной безопасности гемотрансфузий. //Вестник службы крови России. 2006. -№ 3.
  5. Е.Б., Шестаков Е. А. Правила и аудит переливания крови// Руководство для врачей. М., РАЕН, 2010.- 347 с.
  6. A.A., Гузовский A.JL. Лабораторные информационные системы и экономические аспекты деятельности лаборатории М.: Лабора.2007. -256 с.
  7. О. Е., Матвеев A.B., Дашкова Н. Г., Рагимов А. А. Современные методы выявления анти-HLA антител в обеспечении безопасности гемотрансфузий. Научно-практический журнал Вестник службы крови России. М., июнь 2013 № 2, стр.47−49.
  8. A.A. Поражения, вызываемые герпесвирусами. //Клиническая онкогематология./Под ред. Волковой М. А. М. «Медицина». 2001. с. 529 538
  9. О состоянии санитарно-эпидемиологического благополучия населения в Российской Федерации в 2011 году: Государственный доклад.— М. Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2012.—316 с.
  10. А. А. Молекулярная трансфузиология. Научно-практический журнал Вестник службы крови России. М., июнь 2013 № 2, стр.10−19.
  11. Реутова Н. В, Бубнова Л. Н, Осинняя Л. Г., Моисеева Л. М. Сенсибилизация к антигенам главного комплекса гистосовместимости у женщин в результате беременности. Трансфузиология -2005,№З.С.75−86
  12. A.B., Шамшмурина Н. Г., Алексеева В. М., Кобяцкая Е. Е., Жилина Т. Н. Применение клинико-экономического анализа в медицине -М.: ГЭОТAP-Медиа 2009, 179 с.
  13. Скрининг донорской крови на гемотрансмиссивные инфекции. Рекомендации//Всемирная организация здравоохранения, 2010 г., 85 С.
  14. Трансфузиология. Национальное руководство. / Под ред. A.A. Рагимова.- М.: ГЭОТАР-Медиа 2012, 1184 с.
  15. H.A., Елов A.A., Черкасов Е. Г., Жибурт Е. Б. Вирусная безопасность компонентов и препаратов донорской крови в постгеномное время в развитых странах//Российский журнал Спид, рак и общественное здоровье. -2005. -Т. 9. -С. 84−87
  16. Ф.П. Вирусная безопасность переливания крови Ф.П. Филатов // Природа 2005. — № 3. — С. 32−39.
  17. A.A. Основы иммунологии. М.: Медицина, 1999. 608 с:
  18. Abdel-Haq N.M., Asmar B.I. Human herpesvirus 6 (HHV6) infection // Indian J Pediatr. 2004- 71(l):89−96.
  19. Alberu J, Morales-Buenrostro LE, de Leo C, Vargas-Rojas MI, Marino-Vazquez LA, Crispin JC. A non-allogeneic stimulus triggers the production of de novo HLA antibodies in healthy adults. Transplant Immunol 2007- 18: 166−71.
  20. Alvarez-Lafuente R, De Las Heras V, Bartolome M, Garcia- Montojo M, Arroyo R. Human herpesvirus 6 and multiple sclerosis: a one-year follow-up study. Brain Pathol 2006- 16: 20−7.
  21. Alvarez-Lafuente R, Martin-Estefania C, de Las Heras V, Castrillo C, Picazo JJ, Varela de Seijas E, Gonzalez RA. Active human herpesvirus 6 infection in patients with multiple sclerosis. Arch Neurol 2002−59:929−33.
  22. Ammann AJ, Cowan MJ, Weintrub P, et al.: Acquired immunodeficiency in an infant: possible transmission by means of blood products. Lancet 1983- 8331:956−958
  23. Avery RK. Prevention and treatment of cytomegalovirus infection and disease in heart transplant recipients. Curr Opin Cardiol 1998- 13: 122−129.
  24. Bernardin F, Tobler L, Walsh I, et al.: Clearance of hepatitis С virus RNA from the peripheral blood mononuclear cells of blood donors who spontaneously or therapeutically control their plasma viremia. Hepatology 2008- 47:1446−1452
  25. Bes M, Esteban JI, Casamitjana N, et al.: Hepatitis C virus (HCV)-specific T-cell responses among recombinant immunoblot assay-3-indeterminate blood donors: a confirmatory evidence of HCV exposure. Transfusion 2009- 49:1296−1305
  26. Blajchman MA, Goldman M, Freedman JJ, Sher GD. Proceedings of a consensus conference: prevention of post-transfusion CMV in the era of universal leukoreduction. Transfus Med Rev 2001−15:1−20.
  27. Boeckh M, Boivin G. Quantitation of cytomegalovirus: methodologic aspects and clinical applications. Clin Microbiol Rev. 1998 Jul-ll (3):533−54.
  28. Boes M. Role of natural and immune IgM antibodies in immune responses. Mol. Immunol. 2000−37:1141−1149
  29. Brengel-Pesce K, Morand P, Schmuck A, Bourgeat MJ, Buisson M, Bargues G, Bouzid M, Seigneurin JM. Routine use of real-time quantitative PCR for laboratory diagnosis of Epstein-Barr virus infections. J Med Virol 2002−66:360−9.
  30. Busch MP, Young MJ, Samson SM, et al.: Risk of human immunodeficiency virus (HIV) transmission by blood transfusions before the implementation of HIV-1 antibody screening. Transfusion 1991- 31:4−11
  31. Bux J, Sachs UH. The pathogenesis of transfusion-related- acute-lung injury (TRALI). Br J Haematol 2007−136:788−99.
  32. Caserta M.T., McDermott M.P., Dewhurst S., Schnabel K., Carnahan J.A., Gilbert L., Lathan G., Lofthus G.K., Hall C.B. Human herpesvirus 6 (HHV6) DNA persistence and reactivation in healthy children // J Pediatr. 2004- 145(4):478−84.
  33. Choo SY. The HLA system: genetics, immunology, clinical testing, and clinical implications. Yonsei Med J. 2007 Feb 28−48(1):11−23.
  34. Christiansen OB, Mathiesen O, Riisom K et al. Influence of HLA-antigenes on a decrease weight newborns in the families with habitual noncarrying of pregnancy over unknown cause in anamnesis // Tissue Antigens 2002- 36 (4): 156−63.
  35. Clark DA, Ait-Khaled M, Wheeler AC, Kidd IM, McLaughlin JE, Johnson MA, Griffiths PD, Emery VC. Quantification of human herpesvirus 6 in immunocompetent persons and post-mortem tissues from AIDS patients by PCR. J Gen Virol 1996−77:2271−5.
  36. Comanor L, Holland P: Hepatitis B virus blood screening: unfinished agendas. Vox Sang 2006- 91:1−12
  37. Coste J, Reesink HW, Engelfriet CP, Laperche S, et al: Implementation of donor screening for infectious agents transmitted by blood by nucleic acid technology: update to 2003. Vox Sang 2005- 88:289−303
  38. Coulam C.B. The immunological tests for valuation of reproductive disorders // Am J Obstet Gynecol, 2002, Vol. 167, No6, p. 1844−1851
  39. Daibata M, Taguchi T, Nemoto Y, Taguchi H, Miyoshi I. Inheritance of chromosomally integrated human herpesvirus 6 DNA. Blood 1999−94:1545−9.
  40. Delwart EL, Kalmin ND, Jones TS, et al.: First report of human immunodeficiency virus via an RNA-screened blood donation. Vox Sang 2004- 86:171−177
  41. Densmore TL, Goodnough LT, Dynis SM, Chaplin H. Prevalence of HLA sensitization in female apheresis donors. Transfusion 1999−39:103−6.
  42. Dettori S, Candido A, Kondili LA, et al.: Identification of low HBV-DNA levels by nucleic amplification test (NAT) in blood donors. J Infect 2009- 59:128−133
  43. Dichtelmueller HO, Biesert L, Fabbrizzi F, et al.: Robustness of solvent/detergent treatment of plasma derivatives: a data collection fromplasma protein therapeutics association member companies. Transfusion 2009- 49:1931−1943
  44. Drew WL, Tegtmeier G, Alter HJ, et al. Frequency and duration of plasma CMV viremia in seroconverting blood donors and recipients comment. Transfusion 2003−43:309−313.
  45. Duquesnoy R. A structurally based approach to determine HLA compatibility at the humoral immune level. Hum Immunol 2006−67:847−62.
  46. Dwyre DM, Holland PV: Hepatitis viruses- in Barbara JAJ, Regan FAM, Contreras MC (eds): Transfusion Microbiology. Cambridge, Cambridge University Press, 2008:9−23
  47. Ehlers B, Borchers K, Grand C, Frolich K, Ludwig H, Buhk HJ. Detection of new DNA polymerase genes of known and potentially novel herpesviruses by PCR with degenerate and deoxyinosine-substituted primers. Virus Genes 1999- 18:211−20.
  48. Evans PC, Soin A, Wreghitt TG, et al. An association between cytomegalovirus infection and chronic rejection after liver transplantation. Transplantation 2000−69:30−35.
  49. Fadeyi E, Adams S, Peterson B, Hackett J, Byrne P, Klein HG, Marincola FM, Leitman SF, Stroncek DF. Analysis of a high-throughput HLA antibody screening assay for use with platelet donors. Transfusion 2008−48:1174−9.
  50. Ferreira MC, Nel TJ: Differential transmission of human immunodeficiency virus (HIV) via blood components from an HIV-infected donor. Transfusion 2006- 46:156−157
  51. Fuggle SV, Martin S. Tools for human leukocyte antigen antibody detection and their application to transplanting sensitized patients. Transplantation 2008−86:384−390.
  52. Gallo RC, Montagnier L: The discovery of HIV as the cause of AIDS. N Engl J Med 2003−349:2283−2285
  53. George MJ, Snydman DR, Werner BG, et al. The independent role of cytomegalovirus as a risk factor for invasive fungal disease in orthotopic liver transplant recipients. Am J Med 1997−103:106−113.
  54. Glynn SA, Kleinman SH, Wright DJ, Busch MP- for the NHLBI Retrovirus Epidemiology Donor Study: International application of the Incidence Rate/Window Period model. Transfusion 2002- 42:966−972
  55. Goncales TT, Sabino EC, Salles NA, et al.: HIV Testing and Confidential Unit Exclusion users in Sao Paulo, Brazil. Transfusion 2009- 49, S.3:4A
  56. Goodrich RP, Custer B, Keil S, et al.: Defining «adequate» pathogen reduction performance for transfused blood components. Transfusion 2010- 50:1827−1837
  57. Goodrich RP, Doane S, Reddy HL: Design and development of a method for the reduction of infectious pathogen load and inactivation of white blood cells in whole blood products. Biologicals 2010- 38:20−30
  58. Gottlieb MS, Schanker HM, Fan PT, Saxon A, Weisman JD: Pneumocystis pneumonia, Los Angeles. MMWRMorb Mortal WklyRep 1981- 30:250
  59. Greenlee DJ, Fan H, Lawless K, Harrison CR, Gulley ML. Quantitation of CMV by real-time PCR in transfusable RBC units. Transfusion 2002- 42:403−8.
  60. Griffin BE, Xue SA. Epstein-Barr virus infections and their association with human malignancies: some key questions. Ann Med 1998−30: 249−259.
  61. Harritshoj LH, Dickmeiss E, Hansen MB, et al.: Transfusion-transmitted human immunodeficiency virus infection by a Danish blood donor with a very low viral load in the preseroconversion window phase. Transfusion 2008- 48:2026−2028
  62. Heyns ADP, Svanevelder JP, Lelie PN, Crookes RL, Busch MP: The impact of individual donation NAT screening on blood safety the South African experience. ISBT Science Series 2006- 1:203−208
  63. Hi 1 Iyer CD, Lankford (Hillyer) KV, Roback JD, et al. Transfusion of the HIV-seropositive patient: immunomodulation, viral reactivation, and limiting exposure to EBV (HHV-4), CMV (HHV-5), and HHV-6, 7, and 8 see comment. Transfus Med Rev 1999−13:1−17.
  64. Hillyer CD, Silberstein LE, Ness PM, Anderson KC, Roback JD. Blood Banking and Transfusion Medicine Basic Principles and Practice, 2nd ed. 2007, p. 618−631
  65. Hitziger T, Schmidt M, Schottstedt V, et al.: Cellular immune response to hepatitis C virus (HCV) in nonviremic blood donors with indeterminate anti-HCV reactivity. Transfusion 2009- 49:1306−1313
  66. Hod E, Schwartz J. Platelet transfusion refractoriness. Br J Haematol. 2008−142:348−360.
  67. Hollinger FB: Vagaries of occult Hepatitis B- simplified and amplified. Transfusion 2008- 48
  68. Hudnall SD, Chen T, Allison P, Tyring SK, Heath A. Herpesvirus prevalence and viral load in healthy blood donors by quantitative real-time polymerase chain reaction. Transfusion. 2008 Jun-48(6):l 180−7.
  69. Hudnall SD, Chen T, Tyring SK. Species identification of all eight human herpesviruses with a single nested PCR assay. J Virol Methods 2004- 116:1926.
  70. Jabs WJ, Hennig H, Kittel M, Pethig K, Smets F, Bucsky P, Kirchner H, Wagner HJ. Normalized quantification by real-time PCR of Epstein-Barr virus load in patients at risk for posttransplant lymphoproliferative disorders. J Clin Microbiol 2001−39:564−9.
  71. Kamel H, Johnson S, Piggott T, et al.: Blood center response to public health concern due to unsafe injection practices at an endoscopy clinic. Transfusion 2008- 48(Suppl. 2):248A-249A
  72. Katz L, Strong DM, Tegtmeier G, et al.: Performance of an algorithm for the reentry of volunteer blood donors deferred due to false-positive test results for antibody to hepatitis B core antigen. Transfusion 2008- 48:2315−2322
  73. Kenny Walsh E: Clinical outcomes after hepatitis C infection from contaminated anti-D immune globulin. N Engl J Med 1999−340:1228−1233
  74. Kimura H, Morita M, Yabuta Y, Kuzushima K, Kato K, Kojima S, Matsuyama T, Morishima T. Quantitative analysis of Epstein-Barr virus load by using a real-time PCR assay. J Clin Microbiol 1999−37:132−6.
  75. Kleinman S. Blood donor screening with nucleic acid amplification tests for human immunodeficiency virus, hepatitis C virus and hepatitis B virus. Vox Sanguinis, 2008, Volume 3, Issue 1, pages 191−195
  76. Kleinman SH, Busch MP: Assessing the impact of HBV NAT on window period reduction and residual risk. J Clin Virol 2006- 36 (Suppl. 1):S23-S29
  77. Kleinman SH, Busch MP: HBV: amplified and back in the blood safety spotlight. Transfusion 2001- 41:1081−1085 (Editorial)
  78. Kleinman SH, Lelie N, Busch MP: Infectivity of human immunodeficiency virus-1, hepatitis C virus, and hepatitis B virus and risk of transmission by transfusion. Transfusion 2009- 49:2454−2486
  79. Kleinman SH, Strong DM, Tegtmeier GE, Holland PV, Gorlin JB, Cousins C, Chiacchierini RP, Pietrelli LA: Hepatitis B virus (HBV) DNA screening of blood donations in minipools with the COBAS AmpliScreen HBV test. Transfusion 2005- 45:1247−1257
  80. Komiya Y, Katayama K, Yugi H, et al.: Minimum infectious dose of hepatitis B virus in chimpanzees and difference in the dynamics of viremia between genotype A and genotype C. Transfusion 2008- 42:286−294
  81. Kopko P, Fernando L, Bonney EN, et al.: HIV transmissions from a window period Platelet donation. Am J Clin Pathol 2001- 116:562−566
  82. Kuznetsov O., Matveev A., Dashkova N., Ragimov A. Comparison methodologies for anti-HLA antibody screening among blood donors. Vox Sanguinis Volume 103, Issue Supplement si., 2012, p.266
  83. Kuznetsov O., Matveev A., Dashkova N., Ragimov A. Multiplex real-time PCR for the detection herpesviruses in healthy blood donors. Transfusion Vol. 52, № 3S, September 2012, p 132A-133A.
  84. Kuznetsov O., Matveev A., Konovalov A., Dashkova N., Ragimov A. Effectiveness of PCR multiplex testing of blood donors. Vox Sanguinis, Volume 101, Issue Supplement s2., 2011, p.39.
  85. Lamb SG, Stern H. Cytomegalovirus mononucleosis with jaundice as presenting sign. Lancet 1966−2:1003−1006.
  86. Larsson S, Soderberg-Naucler C, Wang FZ, Moller E. Cytomegalovirus DNA can be detected in peripheral blood mononuclear cells from all seropositive and most seronegative healthy blood donors over time. Transfusion 1998−38:271−278.
  87. Leong HN, Tuke PW, Tedder RS, Khanom AB, Eglin RP, Atkinson CE, Ward KN, Griffiths PD, Clark DA. The prevalence of chromosomally integrated human herpesvirus 6 genomes in the blood of UK blood donors. J Med Virol 2007−79:45−51.
  88. Lin L, Hanson CV, Alter HJ: Inactivation of viruses in platelet concentrates by photochemical treatment with amotosalen and long-wavelength ultraviolet light. Transfusion 2005- 45:580−590
  89. Ling AE, Robbins KE, Brown TM, et al.: Failure of routine HIV-1 tests in a case involving transmission with preseroconversion blood components during the infectious window period. JAMA 2000- 284:238−40
  90. MacLennan S, Lucas G, Brown C, Evans R, Kallon D, Brough S, Contreras M, Navarrete C. Prevalence of HLA and HNA antibodies in donors: con-elation with pregnancy and transfusion history abstract. Vox Sang 2004−87 Suppl 3: S2-S16.
  91. Maslanka K, Michur H, Zupanska B, Uhrynowska M, Nowak J. Leukocyte antibodies in blood donors and a lookback on recipients of their blood components. Vox Sang 2007−92:247−9.
  92. Maurmann S, Fricke L, Wagner HJ, Schlenke P, Hennig H, Steinhoff J, Jabs WJ. Molecular parameters for precise diagnosis of asymptomatic Epstein-Barr virus reactivation in healthy carriers. J Clin Microbiol 2003−41:5419−28.
  93. Melve GK, Myrmel H, Eide GE, et al.: Evaluation of the persistence and characteristics of indeterminate reactivity against hepatitis C virus in blood donors. Transfusion 2009- 49:2359−2365
  94. Middelburg R.A., van Stein D, Briet E, van der Bom JG. The role of donor antibodies in the pathogenesis of transfusion-related acute lung injury: a systematic review. Transfusion 2008−48:2167−76.
  95. Morrales-Buenrostro LE, Terasaki PI, Marino-Vazquez LA, Lee JH, El-Awar N, Alberu J. «Natural» HLA antibodies in non-alloimmunized healthy males. Transplantation 2008- 86:1111−5.
  96. Najioullah F, Barlet V, Renaudier P, et al.: Failure and success of HIV tests for the prevention of HIV-1 transmission by blood and tissue donations. J Med Virol 2004- 73:347−349
  97. Navarrete CV. The HLA system in blood transfusion. Baillieres Best Pract Res Clin Haematol. 2000 Dec- 13(4):511−32.
  98. Niederhauser C, Weingand T, Candotti D, et al.: Fatal outcome of a hepatitis B virus transfusion-transmitted infection. Vox Sang 2010- 98:504−507
  99. NIH consensus development panel on infectious disease testing for blood transfusions: Infectious disease testing for blood transfusions. JAMA 1995- 274:1374−1379
  100. Nitsche A, Steuer N, Schmidt CA, Landt O, Ellerbrok H, Pauli G, Siegert W. Detection of human cytomegalovirus DNA by real-time quantitative PCR. J Clin Microbiol 2000- 38:2734−7.
  101. Nubling CM, Heiden M, Chudy M, et al.: Experience of mandatory nuclei acid test (NAT) screening across all blood organizations in Germany: NAT yield versus breakthrough transmissions. Transfusion 2009- 49:1850−1858
  102. Payne R. The development and persistence of leukoagglutinins in parous women. Blood 1962−19:411−24.
  103. Petranyi GG, Reti M, Harsanyi V, Szabo J. Immunologic consequences of blood transfusion and their clinical manifestations. // Int Arch Allergy Immunol. 1997 Dec- 114(4):303−15.
  104. Phelps R, Robbins K, Liberti T, et al.: Window-period human immunodeficiency virus transmission to two recipients by an adolescent blood donor. Transfusion 2004- 44:929−933
  105. Powers A, Stowell CP, Dzik WH, Saidman SL, Lee H, Makar RS. Testing only donors with a prior history of pregnancy or transfusion is a logical and cost effective transfusion- related acute lung injury prevention strategy. Transfusion 2008−48:2549−58.
  106. Preiksaitis JK, Desai S, Vaudry W, et al. Transfusion- and community-acquired cytomegalovirus infection in children with malignant disease: a prospective study. Transfusion 1997−37:941−946.
  107. Preiksaitis JK. The cytomegalovirus-«safe» blood product: Is leukoreduction equivalent to antibody screening? Transfus Med Rev 2000−14: 112−136.
  108. Preiksaitis JK. The cytomegalovirus-«safe» blood product: Is leukoreduction equivalent to antibody screening? Transfus.Med.Rev. 2000−14(2):112−136.
  109. Principles and practice of pediatric infectious diseases edited by Sarah S. Long, Larry K. Pickering, Charles G. Prober Churchill Livingstone Inc. 1997. -p. 1821.
  110. Prowse CV, Murphy WG: Kills 99% of known germs. Transfusion 2010- 50:1636−1639
  111. Qu L, Xu S, Rowe D, Triulzi D. Efficacy of Epstein-Barr virus removal by leukoreduction of red blood cells. Transfusion 2005−45:591−5.
  112. Reesink HW, Engelfriet CP, Henn G, et al.: Occult hepatitis B infections in blood donors. Vox Sang 2008- 94:153−166
  113. Roback JD, Bray RA, Hillyer CD. Longitudinal monitoring of WBC subsets in packed RBC units after filtration: implications for transfusion transmission of infections. Transfusion 2000−40:500−506.
  114. Roback JD, Drew WL, Laycock ME, Todd D, Hillyer CD, Busch MP CMV DNA is rarely detected in healthy blood donors using validated PCR assays. Transfusion 2003 -43: 314−21.
  115. Roback JD, Hillyer CD, Drew WL, Laycock ME, Luka J, Mocarski ES, Slobedman B, Smith JW, Soderberg-Naucler C, Todd DS, Woxenius S, Busch MP Multicenter evaluation of PCR methods for detecting CMV DNA in blood donors. Transfusion 2001−41:1249−57.
  116. Roback JD. CMV and blood transfusions. Rev Med Virol 2002−12: 211−219.
  117. Rodey G. HLA Beyond Tears. // Introduction to Human Histocomatibility, Second Edition. De Novo, Inc., Durango, CO, 2000.
  118. Roth WK: Hepatitis B and blood transfusion. ISBT Science Series 2007- 2:178−183
  119. Sachs UJ, Hattar K, Weissmann N, Bohle RM, Weiss T, Sibelius U, Bux J. Antibody-induced neutrophil activation as a trigger for transfusion-related acute lung injury. Blood 2006−107:1217−19.
  120. Satake M, Taira R, Yugi H, et al.: Infectivity of blood components with low hepatitis B virus DNA levels identified in a lookback program. Transfusion 2007−47:1197−1205
  121. Schmidt M, Korn K, Nubling CM, et al.: First transmission of human immunodeficiency virus Type 1 by a cellular blood product after mandatory nucleic acid screening in Germany. Transfusion 2009−49:1836−1844
  122. Schmidt M., E. Seifried. Improving blood donor screening by nucleic acid technology (NAT). Vox Sanguinis, 2010, Volume 5, Issue 1, pages 219−229
  123. Schroeder HW, Jr, Cavacini L. Structure and function of immunoglobulins. J Allergy Clin Immunol. 2010−125(2 suppl 2):S41-S52.
  124. Slichter SJ, Davis K, Enright H, et al. Factors affecting posttransfusion platelet increments, platelet refractoriness, and platelet transfusion intervals in thrombocytopenic patients. Blood. 2005−105:4106−4114.
  125. Smith D. A syndrome resembling infectious mononucleosis after open-heart surgery. BMJ 1964−1:945−948.
  126. Smith DMJ. Leukocyte reduction for the prevention of transfusion-transmitted cytomegalovirus (TT-CMV). Bulletin 97−2. Bethesda, Md. American Association of Blood Banks, 1997, pp 10−11.
  127. Sosa-Jurado F, Santos-Lopez G, Guz- man-Flores B, et al.: Hepatitis C virus infection in blood donors from the state ofPuebla, Mexico. Virol J2010- 7:18
  128. Steil L, Thiele T, Hammer E, et al.: Proteomic characterization of freeze-dried human plasma: providing treatment of bleeding disorders without the need for a cold chain. Transfusion 2008- 48:2356−2363
  129. Stramer SL, Glynn SA, Kleinman SH, Strong DM, Caglioti S, Wright DJ, Dodd RY, Busch MP: Detection of HIV-1 and HCV infections among antibody-negative blood donors by nucleic acid-amplification testing. New Engl J Med 2004- 351:760−768
  130. Stramer SL: Impact of NAT on serological screening of transfusion-transmitted agents ISBT Science Series 2006- 1:194−202
  131. Stramer SL: Pooled hepatitis B virus DNA testing by nucleic acid amplification: implementation or not. Transfusion 2005- 45:1242−1246
  132. Stroncek DF, Fadeyi E, Adams S. Leukocyte antigen and antibody detection assays: tools for assessing and preventing pulmonary transfusion reactions. Transfus Med Rev 2007−21:273−86.
  133. Thorne LB, Civalier C, Booker J, Fan H, Gulley ML. Analytic validation of a quantitative real-time PCR assay to measure CMV viral load in whole blood. Diagn Mol Pathol 2007- 16: 73−80.
  134. Toy P, Gajic O, Gropper M, Hubmayr R, Looney M, Matthay M. Prospective assessment of the incidence of TRALI. Transfusion 2007−47 Suppl: S10.
  135. Tuke PW, Grant PR, Waite J, et al.: Hepatitis C virus window-phase infections: closing the window on hepatitis C virus. Transfusion 2008- 48:594−600
  136. Vermeulen M, Reddy R, Sykes W, Kunn E, Crookes RL, Lelie N, Gulube S: Impact of individual donation (ID) NAT on the risk of transfusion-transmitted infections in South Africa. Transfusion 2007- 47 ?(Abstract)
  137. W. K Roth, M.P. Busch, A. Shuller et al. international survey on NAT testing of blood donation: expanding implementation and yield from 1999 to2009 Vox Sanguinis (2012) 102. p. 82−90
  138. Walid Sireis. Structure and focus of the German Red Cross Blood Transfusion Service Baden-Wurttemberg Hessia. Transfusion medicine in Germany xurrent status and perspectives. Frankfurt 2010, p. 12
  139. Widell A, Busch M: Exposed or not exposed that is the question: evidence for resolving and abortive hepatitis C virus infections in blood donors. Transfusion 2009- 49:1277−1281
  140. Yugi H, Hino S, Satake M, Tadodoro K: Implementation of donor screening for infectious agents transmitted by blood by nucleic acid technology in Japan. Vox Sang 2005- 89:265
  141. Zangheilini F, Boppana SB, Emery VC, et al. Asymptomatic primary cytomegalovirus infection: Virologie and immunologic features. J Infect Dis 1999−180:702−707.
  142. Zou S, Stramer SL, Notari EP, eta/.: Current incidence and residual risk of hepatitis B infection among blood donors in the United States. Transfusion 2009−49:1609−1620
  143. Zwicky C, Tissot JD, Mazouni ZT, et al. Prevention of post-transfusion cytomegalovirus infection: recommendations for clinical practice. Schweiz Med Wochenschr 1999−129:1061−1066.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!