Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Ca2+-зависимые механизмы устойчивости нейронов гиппокампа к повреждающим факторам гипоксии

Диссертация: Ca2+-зависимые механизмы устойчивости нейронов гиппокампа к повреждающим факторам гипоксии
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Известно, что заболевания мозга сопровождаются индукцией внутримозговых иммунных и воспалительных процессов, основными медиаторами которых являются цитокины. Согласно современным представлениям, цитокины, обладающие мультифункциональным действием, играют важную роль в межклеточных взаимодействиях и продуцируются такими резидентными клетками мозга, как астроциты и микроглия. При повреждениях… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Гипоксия. Виды гипоксии
    • 1. 2. Гипоксия головного мозга
    • 1. 3. Патологические состояния, связанные с условиями гипоксии
      • 1. 3. 1. Инфаркт мозга 12 1.3.1.2. Роль нейротрансмиттерных аминокислот при инфаркте мозга
      • 1. 3. 2. Взаимосвязь гипоксии и канцерогенеза
      • 1. 3. 3. Роль гипоксии в развитии болезни Алыдгеймера
    • 1. 4. Сенсоры кислорода в клетке. Модели восприятия кислорода
      • 1. 4. 1. Эффекторные молекулы клеток, регулируемые кислородом
      • 1. 4. 2. Физиологические реакции клеток на изменение уровня кислорода. Мембранная модель хемотрансдукции
    • 1. 5. Са -транспортирующие системы клетки. Кальциевый гомеостаз
      • 1. 5. 1. Механизмы входа
  • Са2+ в клетки
    • 1. 5. 1. 1. Истинные рецептор-управляемые каналы
      • 1. 5. 1. 2. Са2± каналы, активируемые вторичными посредниками
      • 1. 5. 1. 3. G-белок-управляемые Са -каналы
      • 1. 5. 1. 4. Потенциал-управляемые кальциевые каналы
      • 1. 5. 2. Внутриклеточные Са2±зависимые каналы
      • 1. 5. 2. 1. 1Р3 рецепторы (IP3R). Структура и регуляция
      • 1. 5. 2. 2. Рианодиновые рецепторы (RyR). Структура и регуляция
    • 1. 6. Глутаматные рецепторы
      • 1. 6. 1. NMDA-рецепторы (NMDAR) 36 1.6.1.1. Структура и функции NMDA-рецепторов
      • 1. 6. 2. АМРА-рецепторы (AMPAR)
        • 1. 6. 2. 1. Структура и функции АМРА-рецепторов
        • 1. 6. 2. 2. Сигнализация и регуляция АМРА-рецепторов
    • 1. 7. Действие гипоксии на клетки мозга. Повреждающие факторы гипоксии
      • 1. 7. 1. Изменение кальциевого гомеостаза в условиях гипоксии приводит к повреждению клеток мозга
      • 1. 7. 2. Механизмы нарушения ионного транспорта при гипоксии. Роль глутамата и кальция
      • 1. 7. 3. Активные формы кислорода (АФК) как повреждающий фактор гипоксии
    • 1. 8. Механизмы устойчивости клеток мозга к повреждающим факторам гипоксии
      • 1. 8. 1. Эффект гипоксического прекондиционирования влияет на активность глутаматных и ГАМК-рецепторов нейронов мозга
      • 1. 8. 2. Роль НШ в формировании устойчивости клеток мозга к условиям гипоксии
      • 1. 8. 3. Защитное действие белков теплового шока (ШР) в условиях гипоксии и их вклад в формирование гипоксического прекондиционирования
      • 1. 8. 4. Нейропротекторные эффекты противовоспалительных цитокинов
  • Роль интерлейкина-10 (ИЛ-10)
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Получение культуры клеток гиппокампа
    • 2. 2. Измерения уровня цитозольного кальция методом флуоресцентной микроскопии
    • 2. 3. Система для создания кратковременных эпизодов гипоксии
    • 2. 4. Система аппликации и отмывки веществ
    • 2. 5. Определение жизнеспособности клеток
    • 2. 6. Иммуноцитохимический метод выявления ГАМКергических нейронов
    • 2. 7. Использованные реактивы
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Действие кратковременных эпизодов гипоксии на клетки гиппокампа
    • 3. 2. Действие кратковременных эпизодов гипоксии на активность АМРА-рецепторов нейронов гиппокампа
    • 3. 3. Действие кратковременных эпизодов гипоксии на активность ЫМОА-рецепторов нейронов гиппокампа
    • 3. 4. Исследование длительности сохранения эффекта прекондиционирования, вызываемого кратковременными эпизодами гипоксии
    • 3. 5. Исследование механизмов постгипоксической гипервозбудимости нейронов гиппокампа
    • 3. 6. Действие кратковременных эпизодов гипоксии на ГАМКергические нейроны гиппокампа
    • 3. 7. Исследование жизнеспособности клеток гиппокампа в условиях повторяющихся эпизодов гипоксии

Ca2+-зависимые механизмы устойчивости нейронов гиппокампа к повреждающим факторам гипоксии (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Известно, что предшествующие глобальной гипоксии и ишемии кратковременные эпизоды гипоксии защищают нейроны от гибели. При этом концентрация Са2+ в цитозоле ([Са2+]0 при глобальной ишемии уменьшается после прекондиционирования кратковременными эпизодами гипоксии (Semenov et al., 2009). Однако, наряду с защитным эффектом, кратковременные эпизоды гипоксии часто вызывают симптомы постгипоксической гипервозбудимости (Godukhin et al., 2002; Turovskaya et al., 2011), которая, как известно, является фактором, приводящим к гибели клеток.

Увеличение [Ca2+]i при действии глутамата может вызывать широкий спектр реакций нейронов, от нормальной синаптической нейропластичности и регуляции возбудимости нервных клеток до формирования нейротоксических эффектов, приводящих к апоптозу. Продолжительный вход кальция в цитозоль через активированные глутаматом рецепторы-каналы и потенциал-управляемые кальциевые каналы представляет собой ключевой фактор гибели нейронов при гипоксии и ишемии {Choi, 1985; Noh et al., 2005; Friedman, 2006). С другой стороны, амплитуда сигнала и частота Са2±импульсов определяет специфику экспрессии генов, приводящей либо к развитию синаптической нейропластичности и повышению жизнеспособности, либо к повреждению и гибели нейронов (Perkinton et ah, 1999; Vanhoutte and Bading, 2003; Zemke et al., 2004; Friedman, 2006; Obrenovitch, 2008).

Известно, что заболевания мозга сопровождаются индукцией внутримозговых иммунных и воспалительных процессов, основными медиаторами которых являются цитокины. Согласно современным представлениям, цитокины, обладающие мультифункциональным действием, играют важную роль в межклеточных взаимодействиях и продуцируются такими резидентными клетками мозга, как астроциты и микроглия. При повреждениях мозга, вызванных механической травмой, гипоксией/ишемией или инфекционными агентами, т. е., событиями, часто ведущими к последующему развитию таких заболеваний как эпилепсия, нейродегенерация и нарушение когнитивных процессов, экспрессия цитокинов в мозге резко возрастает. При этом экспрессируются не только провоспалительные цитокины, играющие отрицательную роль, но и противовоспалительные, способные оказывать нейропротекторные воздействия. Поэтому исследование механизмов защитного влияния на мозг цитокинов, обладающих одновременно иммуномодулирующими, антивоспалительными и трофическими эффектами, имеет важное значение для создания нового класса лекарственных препаратов, которые, в отличие от ныне существующих средств, будут обладать более широким спектром лечебного действия.

Цель исследования. Исследование Са2±зависимых механизмов устойчивости нейронов гиппокампа к повреждающим факторам гипоксии.

Основные задачи исследования.

1. Разработать методику воздействия кратковременными эпизодами гипоксии на клетки гиппокампа в культуре.

2. Изучить модулирующее действие кратковременных эпизодов гипоксии на изменение внутриклеточной концентрации Са2+ в нейронах гиппокампа, вызванное агонистами различных типов ионотропных рецепторов глутамата.

3. Исследовать явление гипоксического прекондиционирования и постгипоксической гипервозбудимости нейронов гиппокампа.

4. Исследовать особенности действия гипоксии на глутаматергические и ГАМКергические типы нейронов гиппокампа.

5. Изучить эффекты интерлейкина-10 на постгипоксическую гипервозбудимость нейронов гиппокампа.

Научная новизна работы. Разработана методика воздействия на нейроны первичной культуры гиппокампа кратковременных эпизодов гипоксии, при одновременной визуализации ее эффекта с помощью системы анализа изображений.

Впервые показано, что нейроны и астроциты гиппокампа при воздействии на них кратковременными эпизодами гипоксии отвечают транзитным увеличением [Са2+]&bdquoкоторое не приводит к повреждению и гибели клеток. В формировании кальциевого ответа, вызванного кратковременными эпизодами гипоксии, ведущую роль играет внутриклеточный кальциевый пул — эндоплазматический ретикулум. Показано, что нейроны различаются по величине амплитуды кальциевого ответа (АКО) на приложение кратковременной гипоксии. В каждой отдельной клетке АКО достоверно повторяется при каждом последующем приложении гипоксии, что является характерными параметрами индивидуальной клетки.

Обнаружено, что кратковременные эпизоды гипоксии инициируют эффект прекондиционирования, который является естественным адаптивным процессом, направленным на защиту клеток от гибели. Эффект прекондиционирования проявляется в уменьшении АКО на повторную активацию AMP Аи NMDA-рецепторов селективными агонистами после приложения кратковременных эпизодов гипоксии. При этом эффективность прекондиционирования зависит от «состояния» клетки, которое определяется степенью активности и экспрессии Сатранспортирующих систем. Также показано, что в культуре гиппокампа эффекты прекондиционирования, направленные на ионотропные рецепторы глутамата, не являются долговременными и сохраняются в течение 20 минут.

Кроме того, обнаружено, что кратковременные эпизоды гипоксии оказывают различное действие на глутаматергические и ГАМКергические типы нейронов гиппокампа. В глутаматергических нейронах выражен эффект гипоксического прекондиционирования, тогда как в ГАМКергических нейронах эпизоды гипоксии не вызывают прекондиционирования, а наоборот, в части клеток инициируют токсические эффекты.

Помимо эффекта прекондиционирования, показано, что активация NMDA рецепторов, с последующими кратковременными эпизодами гипоксии, способна приводить к появлению спонтанного транзиторного увеличения [Са2+](в период реоксигенации, амплитуда которого может возрастать при последующих эпизодах гипоксии, что является признаком постгипоксической гипервозбудимости нейронов. В представленной модели формирование постгипоксической гипервозбудимости не зависит от входа кальция из экстраклеточной среды, а в генерацию спонтанных импульсов вовлечена активация ГРз-рецептора и мобилизация Са2+ из эндоплазматического ретикулума.

Полученные результаты позволили впервые показать, что противовоспалительный цитокин, интерлейкин-10, устраняет появление постгипоксической гипервозбудимости нейронов на сопряженное приложение к нейронам агониста возбуждающих глутаматных ЫГуГОА-рецепторов и кратковременных эпизодов гипоксии, что, несомненно, является проявлением быстрого нейропротекторного действия интерлейкина-10 на нейроны гиппокампа.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

1Р3 — инозитол-1,4,5-трифосфат IP3R — рецептор IP3 PLC — фосфолипаза С

RyR — рианодиновый рецептор

2+

Са ]i — концентрация ионов кальция в цитозоле АКО — амплитуда кальциевого ответа

SERCA — кальциевая АТФаза саркои эндоплазматического ретикулума ГАМК — гамма-аминомасляная кислота

АМРА — альфа-аминометилизоксазолпропионовая кислота, агонист АМРА-рецепторов

AMPAR — ионотропный рецептор глутамата, селективно связывающий АМРА

DIV — время культивирования клеток в днях (day in vitro)

FW — фторвиллардиин, селективный агонист АМРА-рецепторов

GAD65/67 — глутаматдекарбоксилаза 65/67

NMDA — N-Mcmn-D-acnapTaT

NMDAR — ионотропный рецептор глутамата, селективно связывающий NMDA

HIF — гипоксия-индуцибельный фактор транскрипции

АФК — активные формы кислорода

Р02 — давление кислорода

HSP — белки теплового шока

ИЛ-10 — интерлейкин 10

ТГ — тапсигаргин, ингибитор SERCA

выводы

1. Разработана методика создания кратковременных эпизодов гипоксии, позволяющая индуцировать в культивируемых нейронах гиппокампа различные реакции, приводящие к изменению кальциевого гомеостаза.

2. Кратковременные эпизоды гипоксии уменьшают амплитуду увеличения [Ca2+]i в ответ на повторную активацию глутаматных рецепторов селективными агонистами, что приводит к подавлению активности AMP Аи NMDA-рецепторов и является проявлением эффекта гипоксического прекондиционирования. Степень подавления активности рецепторов различна в разных нейронах и пропорциональна амплитуде кальциевого ответа на агонист рецептора в каждой клетке.

3. Кратковременные эпизоды гипоксии вызывают различные эффекты в глутаматергических и ГАМКергических нейронах гиппокампа. В глутаматергических нейронах выражен эффект гипоксического прекондиционирования, тогда как в ГАМКергических гипоксия вызывает токсические эффекты, что приводит к их повреждению и гибели.

4. У культивирумых нейронов гиппокампа после кратковременных эпизодов гипоксии не обнаружено долговременных эффектов прекондиционирования на уровне рецепторов-каналов АМРА и NMDA. В экспериментах, направленных на выяснение длительности сохранения эффекта прекондиционирования, показано, что этот эффект сохраняется в течение 20 мин, затем уменьшается и через 30 мин исчезает.

5. Активация NMDA-рецепторов с последующим кратковременным эпизодом гипоксии вызывает в период реоксигенации спонтанное увеличение [Са ], (s[Ca ],), что является признаком постгипоксической гипервозбудимости. Появление s[Ca2+], не зависит от типа нейрона, но наиболее выражено в глутаматергических нейронах. В формировании постгипоксической гипервозбудимости нейронов гиппокампа ведущую роль играет

2 I мобилизация Са из эндоплазматического ретикулума, опосредуемая 1Рз-рецептором.

6. Интерлейкин-10 препятствует появлению постгипоксической гипервозбудимости, ингибируя 1Рз-рецептор и оказывая тем самым быстрый нейропротекторный эффект на нейроны гиппокампа.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Условия гипоксии являются сильнейшим стрессовым фактором, приводящим к функциональным нарушениям и повреждению клеток различных органов и тканей. Известно, что нейроны мозга являются одними из наиболее чувствительных клеток организма к повреждающим факторам недостатка кислорода. Показано, что гипоксия оказывает практически мгновенные эффекты на функционирование клеток мозга. Эти эффекты являются обратимыми в случае, когда гипоксия не была продолжительной. Однако длительное нарушение снабжения клеток мозга кислородом и, соответственно, нарушение энергетики клетки ведет к развивающимся в течение нескольких дней необратимым функциональным повреждениям и даже гибели клеток.

В условиях гипоксии, вследствие деэнергизации клеток, происходит избыточное внеклеточное накопление нейромедиаторов (в основном глутамата), что приводит к гиперактивации различных типов глутаматных рецепторов. Активация ионотропных глутаматных рецепторов вызывает мощный вход кальция в цитозоль, повышение внутриклеточной концентрации которого способно приводить к индукции цитотоксических сигнальных каскадов, вызывающих гибель клеток. С другой стороны, при гипоксии реализуются различные сигнальные пути, направленные на поддержание ионного гомеостаза и сохранение нормального морфофункционального состояния клеток.

В настоящем исследовании изучены механизмы различных эффектов гипоксии, оказываемые на культивируемые клетки гиппокампа. В частности, продемонстрировано, что кратковременные эпизоды гипоксии вызывают увеличение [Са2+]) в нейронах и астроцитах, которое является обратимым, поскольку уровень [Са ], быстро восстанавливается до исходных значений во время реоксигенации. Амплитуда кальциевого ответа (АКО) на кратковременную гипоксию отличается в разных клетках, однако в индивидуальных нейронах при повторном приложении гипоксии остается практически неизменной. В каждой отдельной клетке АКО достоверно повторяется при каждом последующем приложении гипоксии, что является характерными параметрами индивидуальной клетки.

При исследовании действия кратковременных эпизодов гипоксии на активность ионотропных глутаматных рецепторов продемонстрировано развитие эффекта прекондиционирования, выражающегося в уменьшении АКО на активацию АМРАи ЫМБА-рецепторов селективными агонистами. Эффект гипоксического прекондиционирования является кратковременным и сохраняется на протяжении 20 минут, после чего постепенно исчезает. Кроме того, гипоксическое прекондиционирование выражено только в глутаматергических нейронах гиппокампа, тогда как в ГАМКергических в условиях кратковременной гипоксии и реоксигенации наблюдаются токсические эффекты и гибель нейронов.

В работе также детально исследован механизм возникновения постгипоксической гипервозбудимости в нейронах гиппокампа при активации ММОА-рецепторов с последующей кратковременной гипоксией. Причиной спонтанного увеличения [Са2+]] в нейронах в период реоксигенации является мобилизация кальция из внутриклеточного кальциевого пула (эндоплазматического ретикулума) при активации 1Рз-рецептора.

Современные представления о противовоспалительных цитокинах свидетельствуют о том, что в они способствуют защите нейронов мозга от повреждения, вызванного ишемическим инсультом или возбуждающими аминокислотами. При этом наименее исследованными являются эффекты противовоспалительного цитокина интерлейкина-10. Существуют противоречивые данные о сигнальных путях, которые активируются при действии интерлейкина-10 на клетки мозга. Кроме того, лишь в работах нескольких научно-исследовательских групп показано быстрое защитное действие интерлейкина-10 на нейроны мозга в условиях гипоксии/ишемии.

Наши результаты показали, что интерлейкин-10 препятствует появлению постгипоксической гипервозбудимости в нейронах гиппокампа и, таким образом, оказывает быстрый нейропротекторный эффект.

Полученные данные расширяют существующие представления о функционировании нервных клеток в условиях гипоксии и о механизмах их устойчивости к повреждающим факторам гипоксии. Кроме того, результаты исследования открывают возможности для разработки нового класса лекарственных средств на основе антивоспалительных иммуномодуляторов, а также новых противосудорожных и антигипоксических фармакологических препаратов, препятствующих развитию заболеваний нервной системы, вызываемых гипоксией.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Большая медицинская энциклопедия: в 30-ти томах АМН СССР. Гл. ред. Б.В. Петровский// М.: Советская энциклопедия. 1989 3-е изд.
  2. П.В., Ткачук В. А. Рецепторы и внутриклеточный кальций. М: Наука. 1984.-С. 31−61.
  3. H.A., Елфимов А. И. Функции организма в условиях гипоксии и гиперкапнии // М: Медицина. 1986. С. 272.
  4. Л.О. Детская неврология // М: Медицина. 1984. С. 570.
  5. С. О. Медико-химические подходы к направленному поиску препаратов для лечения и предупреждения болезни Альцгеймера. // Вопросы медицинской химии. 2001. -№ 2. Р. 155−197.
  6. В.А. Гипоксия и индивидуальные особенности реактивности // Киев. 1978.-С. 216.
  7. .С. Неотложные состояния в неврологии: Руководство для врачей // СПб.: Фолиант. 2004. С. 509.
  8. Л.Г. Физиология высшей нервной деятельности // Выш. Школа. 1979. -С. 312.
  9. С.И. Фармакотерапия болезни Альцгеймера: Миф или Реальность? // М. 1999.-С. 25−32.
  10. A.B., Баль Н. В., Зинченко В. П. Регуляция спонтанных синхронныхгл 2+осцилляции Ca в нейронах гиппокампа гамкергическими неиронами, содержащими каинатные рецепторы без десенситизации // Биологические мембраны. 2012. Т. 29. -№ 1−2.-С. 133−138.
  11. З.И., Лебедев O.E., Курилова Л. С. Механизмы внутриклеточной сигнализации // СПб: Изд-во СПбГУ, 2003. С. 208.
  12. Е.В., Висмонт Ф. И. Гипоксия (патофизиологические аспекты) // Мн.: БГМУ. 2002. С. 22.
  13. Н.И., Хитров Н. К., Грачев С. В. Патофизиология гипоксических состояний и адаптации организма к гипоксии // М. 1982. — С. 48.
  14. К.Н. Разнообразие и свойства кальциевых каналов возбудимых мембран // Психофармакология и биологическая наркология. 2006. Т. 6. — № 1−2. -С. 1139−1155.
  15. К.С., Георгиев В. П. Медиаторные аминокислоты: нейрофармакологические и нейрохимические аспекты // М. 1986. С. 240.
  16. В.И., Раевский К. С., Коваленко А. В. Содержание нейротрансмиттерных аминокислот в спинномозговой жидкости больных острым ИИ // Журнал неврол. и психиат. 1999. Т. 2. — С. 34−39.
  17. М.Ю. Цитокины как нейромодуляторы в центральной нервной системе // Нейрохимия. 2005. Т. 22. -№ 1. — С. 5−11.
  18. Acker Н. Mechanisms and meaning of cellular oxygen sensing in the organism // Respir Physiol. 1994. Vol. 95. — P. 1−10.
  19. Acker Т., Acker H. Cellular oxygen sensing need in CNS function: physiological and pathological implications // J Exp Biology. 2004. Vol. 207. — P. 3171−3188.
  20. Acker H. The oxygen sensing signaling cascade under the influence of reactive oxygen species // Phil Trans R Soc B. 2005. Vol. 360. — P. 2201−2210.
  21. Aebersold D.M., Burri P., Beer K.T., Laissue J., Djonov V., Greiner R.H., Giaccia A., Siim B.G., Johnson R.S. Targeting HIF-1 for cancer therapy // Nat Rev Drug Rev. 2003. -Vol. 2.-P. 1−9.
  22. Airey J.A., Grinsell M.M., Jones L.R., Sutko J.L., Witcher D. Three ryanodine receptor isoforms exist in avian striated muscles // Biochemistry. 1993.Vol. 32. № 22. — P. 5739−5745.
  23. Aizenman E., Lipton S.A., Loring R.H. Selective modulation of NMDA induced responses by reduction and oxidation // Neuron. 1989. Vol. 2. — P. 1257−1263.
  24. Aizenman E., Sinor J.D., Brimecombe J.C., Herin G.A. Alterations of N-methyl-D-aspartate receptor properties after chemical ischemia // J Pharmacol Exp Ther. 2000. Vol. 295.-P. 572−577.
  25. Allan S.M., Rothwell N.J. Cytokines and acute neurodegeneration // Nature Neurosci. 2001. Vol. 2. — P. 734- 744.
  26. Alsbo C.W., Wrang M.L., Johansen F.F., Diemer N.H. Quantitative PCR analysis of AMP A receptor composition in two paradigms of global ischemia // Neuroreport. 2000. -Vol. 11.-P. 311−315.
  27. Arali J.A. Epilepsy and immune system // Arch Neurol. 2000. Vol. 57. — P. 16 891 692.
  28. Ascher P., Bregestovski P., Nowak L. N-methyl-D-aspartate-activated channels of mouse central neurons in magnesium-free solutions // J Physiol (Lond). 1988. Vol. 399. -P. 207−226.
  29. Archer S.L., Reeve H.L., Michelakis E., Puttagunta L., Waite R. O2 sensing is preserved in mice lacking the gp91 phox subunit of NADPH oxidase // Proc Natl Acad Sci USA. 1999. Vol. 96. — P. 7944−7949.
  30. Askanazi J., Silverberg P.A., Foster R.J., Hyman A.I., Milic-Emili J., Kinney J.M. Effects of Respiratory apparatus on breating pattern// J. Appl. Physiol. Respir. Environ. Exercise Physiol. 1980. Vol.48. — P. 577−580.
  31. Astrand P., Rodahl K. Texbook of work physiology // New York: Me Grow Hill Book col. 1970.-P. 476.
  32. Bailey D.M. et al. Evidence for reactive oxidante generation during acute physical exercise and normobaric hypoxia in man // J. Physiol. 2000. — Vol. 525. -P. 33.
  33. Bambrick L., Kristian T., Fiskum G. Astrocyte mitochondrial mechanisms of ischemic brain injury and neuroprotection // Neurochem Res. 2004. Vol. 29. — № 3. — P. 601−608.
  34. Bartrons R., Caro J.J. Bioenerg. Hypoxia, glucose metabolism and the Warburg s effect // Biomembr. 2007. Vol. 39. — P. 223−229.
  35. Beal M.F. Mechanisms of excitotoxicity in neurologic diseases // FASEB J. 1992. -Vol. 6. № 15. — P. 3338−3344.
  36. Beattie E.C., Stellwagen D., Morishita W., Bresnahan J.C., Ha B.K., Von Zastrow M., Beattie M., Malenka R.C. Control of synaptic strength by glial TNFa // Science. 2002. -Vol. 295.-P. 2282−2285.
  37. Beck H., Acker T., Wiessner C., Allegrini P.R., Plate K.H. Expression of angiopoietin-1, angiopoietin-2, and tie receptors after middle cerebral artery occlusion in the rat // Am J Pathol. 2000. Vol. 157. — P. 1473−1483.
  38. Belousov A.B., Godfraind J.M., Krnjevic K. Internal Ca stores involved in anoxic responses of rat hippocampal neurons // J of Physiol. 1995. Vol. 486 — № 3. — P. 547−556.
  39. Benarroch E.E. Hypoxia-induced mediators and neurologic disease // Neurology. 2009. Vol. 73. — № 7. — P. 560−565.
  40. Benedeczky I., Molnar E., Somogyi P. The cisternal organelle as a1. Ca2+ -storingcompartment associated with GABAergic synapses in the axonal initial segment of hippocampal pyramidal neurons // Exp Brain Res. 1994. Vol. 101. — P. 216−230.
  41. Beneyto M., Meador-Woodruff J.H. Expression of transcripts encoding AMPA-receptor subunits and associated postsynaptic proteins in the macaque brain // J Comp Neurol. 2004. Vol. 468. — P. 530−554.
  42. Bennett M.R., Huxlin K.R. Neuronal cell death in the mammalian nervous system: the calmortin hypothesis // Gen Pharmacol. 1996. Vol. 27. — № 3. — P. 407−419.
  43. Benquet P., Gee C.E., Gerber U. Transient brain ischemia: NMDA receptor modulation and delayed neuronal death // Med Sci .(Paris). 2008. Vol. 24. — P. 185−190.
  44. Bergeron M., Gidday J.M., Yu A.Y., Semenza G.L., Ferriero D.M., Sharp F.R. Role of hypoxia-inducible factor-1 in hypoxiainduced ischemic tolerance in neonatal rat brain // Ann Neurol. 2000. Vol. 48. — P. 285−296.
  45. Berridge M.J. Signals galore // Nature. 1993. Vol. 365. — P. 573−574.
  46. Berridge M.J. Capacitative calcium entry // Biochem J. 1995. Vol. 312. -№ 1. — P. 1−11.
  47. Berridge M.J. Elementary and global aspects of calcium signaling // J Exp Biol.1997. Vol. 200. — № 2. — P. 315−319.
  48. Berridge M.J., Bootman M.D., Lipp P. Calcium-a life and death signal // Nature.1998. Vol. 395. — № 6703. — P. 645−648.
  49. Berridge M.J. Neuronal calcium signaling // Neuron. 1998. Vol. 21. — № 1. — P. 13−26.
  50. Berridge M.J., Lipp P., Bootman M.D. The versatility and universality of calcium signaling//Nat Rev Mol Cell Biol. 2000.-Vol. 1.-№ 1.-P. 11−21.
  51. Bhat R.V., Budd Haeberlein S.L., Avila J. Glycogen synthase kinase 3: a drug target for CNS therapies // J Neurochem. 2004. Vol. 89. — № 6. — P. 1313−1317.
  52. Biagas K. Hypoxic-ischemic brain injury: advancements in the understanding of mechanisms and potential avenues for therapy // Curr Opin Pediatr. 1999. Vol. 11. — P. 223−228.
  53. Bishop G.M., Robinson S.R., Liu Q., Perry G., Atwood C.S., Smith M.A. Iron: a pathological mediator of Alzheimer disease? // Dev Neurosci. 2002. Vol. 24. — P. 184 187.
  54. Blomgren K., Zhu C., Hallin U., Hagberg H. Mitochondria and ischemic reperfusion damage in the adult and in the developing brain // Biochem Biophys Res Commun. 2003. -Vol. 304.-№ 3.-P. 551−559.
  55. Bodsch W., Takahashi K., Barbier A., Ophoff B.G., Hossmann K.A. Cerebral protein synthesis and ischemia // Prog Brain Res. 1985. Vol. 63. — P. 197−210.
  56. Bond A., Lodge D., Hicks C.A., Ward M.A., O’Neill M.J. NMDA receptor antagonism, but not AMPA receptor antagonism attenuates induced ischaemic tolerance in the gerbil hippocampus // Eur J Pharmacol. 1999. Vol. 380. — P. 91−99.
  57. Bottner M., Unsicker K., Suter-Crozzolata C. Expression of TGF-beta type II receptor mRNA in the CNS // Neuroreport. 1996. Vol. 7 — № 18. — P. 2903−2908.
  58. Brahimi-Horn M.C., Pouyssegu J. Oxygen, a source of life and stress // FEBS Lett. 2007. Vol.581. -P. 3582−3591.
  59. Brahimi-Horn M.C., Chiche J., Pouyssegur J. Hypoxia signaling control metabolic demand // Curr Opin Cell Biol. 2007. Vol. 19. — P. 223−229.
  60. Breder C., Dinarello C., Saper C. Interleukin-1 immunoreactive innervation of the human hypothalamus // Science. 1988. Vol. 240. — P. 321−324.
  61. Broadwell R.D., Cataldo A.M. The neuronal endoplasmic reticulum: its cytochemistry and contribution to the endomembrane system. II. Axons and terminals // J Comp Neurol. 1984. Vol. 230. — P. 231 -248.
  62. Brown J.M., Giaccia A.J. The unique physiology of solid tumors: opportunities (and problems) for cancer therapy // Cancer Res. 1998. Vol. 58. — P. 1408−1416.
  63. Bunn H.F., Poyton R.O. Oxygen sensing and molecular adaptation to hypoxia // Physiol Rev 1996. Vol. 76. — P. 839−885.
  64. Busa W.B., Nuccitelli R. Metabolic regulation via intracellular pH. // Am J Physiol. 1984. Vol. 246. — № 4. — P.409−438.
  65. Bush A.I. Copper, zinc, and the metallobiology of Alzheimer disease // Alzheimer Dis Assoc Disord. 2003.-Vol. 17.-№ 3.-P. 147−150.
  66. Calvo C.F., Amigou E., Desaymard C., Glowinski J. A pro- and an antiinflammatory cytokine are synthetised in distinct brain macrophage cells during innate activation // J Neuroimmun. 2005. Vol. 170. — P. 21−30.
  67. Cande C., Cecconi F., Dessen P., Kroemer G. Apoptosis-inducing factor (AIF): key to the conserved caspase-independent pathways of cell death? // J Cell Sci. 2002. Vol. 115. — P. 4727−4734.
  68. Carafoli E. Intracellular calcium homeostasis // Annu Rev Biochem. 1987. Vol. 56. -P. 395−433.
  69. Carbone E., Lux H.D. A low voltage-activated calcium conductance in embryonic chick sensory neurons // Biophys J. 1984. Vol. 46. — № 3. — P. 413−418.
  70. Carmeliet P., Dor Y., Herbert J.M., Fukumura D., Brusselmans K., Dewerchin M. Role of HIF-1 alpha in hypoxia-mediated apoptosis, cell proliferation and tumour angiogenesis // Nat. 1998. Vol. 394. — P. 485−490.
  71. Chandel N.S., Maltepe E., Goldwasser E., Mathieu C.E., Simon M.C. Mitochondrial reactive oxygen species trigger hypoxia-induced transcription // Proc Natl Acad Sci USA. 1998. Vol. 95. — P. 11 715−11 720.
  72. Chandel N.S., McClintock D.S., Feliciano C.E., Wood T.M., Melendez J.A. Reactive oxygen species generated at mitochondrial complex III stabilize HIF-1 a during hypoxia: a mechanism of 02 sensing // J Biol Chem. 2000. Vol. 275. — P. 25 130−25 138.
  73. Chandel N.S., Schumacker P.T. Cellular oxygen sensing by mitochondria: old questions, new insight // J Appl Physiol. 2000. Vol. 88. — P. 1880−1889.
  74. Chen J., Graham S.H., Zhu R.L., Simon R.P. Stress proteins and tolerance to focal cerebral ischemia // J Cereb Blood Flow Metab. 1996. Vol. 16. — P. 566−577.
  75. Cohen S., Greenberg M. E. Communication between the synapse and the nucleus in neuronal development, plasticity, and disease annu rev// Cell Dev Biol. 2008. Vol. 24. — P. 183−209.
  76. Chin J., Angers A., Cleary L.J., Eskin A., Byrne J.H. Transforming growth factor pi alters synapsin distribution and modulates synaptic depression in Aplysia // J Neurosci. 2002.-Vol. 22.-P. 1−6.
  77. Choi D.W. Glutamate neurotoxicity in cortical cell culture is calcium dependent // Neurosci Lett. 1985. Vol. 58. — № 3. — P. 293−297.
  78. Choi D.W. Cerebral hypoxia: some new approaches and unanswered questions // J Neurosci. 1990.-Vol. 10, — № 8. -P. 2493−2501.
  79. Claire L.P., Cotton L., Henley J.M. The molecular pharmacology and cell Biology of a-Amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid receptors // Pharm Rev. 2005. -Vol. 57.-P. 253−257.
  80. Clements J.D. Transmitter timecourse in the synaptic cleft: its role in central synaptic function//Trends Neurosci. 1996.-Vol. 19.-№ 5.-P. 163−171.
  81. Comerford K.M., Wallace T.J., Karhausen J., Louis N.A., Montalto M.C., Colgan S.P. Hypoxia-inducible factor-1-dependent regulation of the multidrug resistance (MDR1) // Gene Cancer Res. 2002. Vol. 62. — P. 3387−3394.
  82. Conforti L., Millhorn D.E. Selective inhibition of a slow-inactivating voltage-dependent K+ channel in rat PC 12 cells by hypoxia // J Physiol. 1997. Vol. 502. — P. 293 305.
  83. Cornfield D.N., Reeve H.L., Tolarova S" Weir E.K., Archer S. Oxygen causes fetal pulmonary vasodilation through activation of a calcium-dependent potassium channel // Proc Natl Acad Sci USA. 1996. Vol. 93. — P. 8089−8094.
  84. Coronado R., Morrissette J., Sukhareva M., Vaughan D.M. Structure and function of ryanodine receptors. // Am J Physiol. 1994. Vol. 266. — № 6. — P. 1485−1504.
  85. Cotman C.W., Iversen L.L. Excitatory amino acids in the brain focus on NMDA receptors // J. Trends in Neurosci. 1987. — Vol. 10. — № 7. — P. 263−265.
  86. Cristofanilli M., Akopian A. Calcium channel and glutamate receptor activities regulate actin organization in salamander retinal neurons // J Physiol. 2006. Vol. 575. — № 2.-P. 543−554.
  87. Cummins T.R., Jiang C., Haddad G.G. Human neocortical excitability is decreased during anoxia via sodium channel modulation // J Clin Invest. 1993. Vol. 91. — P. 608−615.
  88. Currie R.W., Ellison J.A., White R.F., Feuerstein G.Z., Wang X., Barone F.C. Benign focal ischemic preconditioning induces neuronal Hsp70 and prolonged astrogliosis with expression of Hsp27 // Brain Res. 2000. Vol. 863. — P. 169−181.-Ill
  89. De Grey Aubrey D.N.J. The Mitochondrial Free Radical Theory of Aging // Molecular biology intelligence unit. 1999. P. 212
  90. De la Torre J.C. Alzheimer’s disease prevalence can be lowered with non-invasive testing // J Alzheimers Dis. 2008. Vol. 14. — P. 353−359.
  91. DeLorenzo R.J. Calcium-calmodulin protein phosphorylation in neuronal transmission: a molecular approach to neuronal excitability and anticonvulsant drug action // Adv Neurol. 1983. Vol. 34. — P. 325−338.
  92. De Souza S., Fu J., States B.A., Ziff E.B. Differential palmitoylation directs the AMPA receptor-binding protein ABP to spines or to intracellular clusters // J Neurosci. 2002. Vol. 22. — P. 3493−3503.
  93. Digicaylioglu M., Lipton S.A. Erythropoietin-mediated neuroprotection involves cross-talk between Jak2 and NF-kappaB signaling cascades // Nature. 2003. Vol. 412. — P. 641−647.
  94. R., Borges K., Bowie D., Traynelis S.F. 1999. The glutamate receptor ion channels // Pharm Rev. 51. № 1. — P. 7−62.
  95. Dirnagl U., Iadecola C., Moskowitz M.A. Pathobiology of ischaemic stroke: An Integrated View // Trends Neurosci. 1999. Vol. 22. — P. 391−397.
  96. Dirnagl U., Simon R.P., Hallenbeck J.M. Ischemic tolerance and endogenous neuroprotection // Trends Neurosci. 2003. Vol. 26. — P. 248−254.
  97. Dirnagl U., Meisel A. Endogenous neuroprotection: mitochondria as gateways to cerebral preconditioning? // Neuropharmacology. 2008. Vol. 55. — № 3. — P. 334−344.
  98. Drejer J., Larsson O.M., Schousboe A. Characterization of L-glutamate uptake into and release from astrocytes and neurons cultured from different brain regions // Exp Brain Res. 1982. Vol. 47. — № 2. — P. 259−269.
  99. Droz B., Rambourt A., Koenig H.L. The smooth endoplasmic reticulum: structure and role in the renewal of axonal membrane and synaptic vesicles by fast axonal transport // Brain Res. 1975. Vol. 93. — P. 1−13.
  100. Duffy T.E., Nelson S.R., Lowry O.H. Cerebral carbohydrate metabolism during acute hypoxia and recovery // J Neurochem. 1972. Vol. 19. — № 4. — P. 959−977.
  101. Dufour E., Larsson N.G. Understanding aging: revealing order out of chaos // Biochim Biophys Acta. 2004. Vol. 1658. — № 1−2. — P. 122−132.
  102. Dupont G., Croisier H. Spatiotemporal organization of Ca dynamics: a modeling-based approach // HFSP J. 2010. Vol. 4. — № 2. — P. 43−51.
  103. Dyrks T., Dyrks E., Masters C., Beyreuther K. Membrane inserted APP fragments containing the beta A4 sequence of Alzheimer’s disease do not aggregate // FEBS Lett. 1992.-Vol. 309.-№ l.-P. 20−24.
  104. Eby G.A., Eby K.L. Rapid recovery from major depression using magnesium treatment // Med Hypotheses. 2006. Vol. 67. — № 2. — P. 362−370.
  105. Eimerl S., Schramm M. Acute glutamate toxicity and its potentiation by serum9+albumin are determined by the Ca concentration // Neurosci Lett. 1991. Vol. 130. — № 1. -P. 125−127.
  106. Erecinska M., Silver I. Ions and energy in mammalian brain // Prog Neurobiol. 1994. -Vol. 43.-P. 37−71.
  107. Fan Y., Deng P., Wang Y.C., Lu H.C., Xu Z.C., Schulz P.E. Transient cerebral ischemia increases CA1 pyramidal neuron excitability // Exper Neurology. 2008. Vol. 212. — № 2. — P. 415−421.
  108. Fan X., Heijnen C.J., Van der Kooij M.A., Groenendaal F., Van Bel F. The role and regulation of hypoxia-inducible factor-la expression in brain development and neonatal hypoxic-ischemic brain injury // Brain Res Rev. 2009. Vol. 62. — P. 99−108.
  109. Fasolato C., Innocenti B. Receptor-activated Ca influx: how many mechanisms for how many channels? // Trends Pharmacol Sci. 1994. Vol. 15. — № 3. — P. 77−83.
  110. Fesenko E.E., Kolesnikov S.S. Lyubarsky A.L. Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment // Nature. 1985. Vol. 313. -№ 6000.-P. 310−313.
  111. Fill M., Copello J.A. Ryanodine receptor calcium release channels // Physiol Rev. 2002. Vol. 82. — № 4. — P. 893−922.
  112. Fisher S.K., Heacock A.M., Agranoff B.W. Inositol lipids and signal transduction in the nervous system: an update // J Neurochem. 1992. Vol. 58. — P. 18−38.
  113. Flanders K.C., Ren R.F., Lippa C.F. Transforming growth factor-(3s in neurodegenerative disease // Progress in Neurobiology. 1998. Vol. 54. — № 1. — P. 71−85.
  114. Franco-Obregon A., Urena J., Lopez-Barneo J. Oxygen-sensitive calcium channels in vascular smooth muscle and their possible role in hypoxic arterial relaxation // Proc Natl Acad Sci USA. 1995. Vol. 92. — P. 4715−4719.
  115. Franco-Obregon A., Lopez-Barneo J. Low P02 inhibits calcium channel activity in arterial smooth muscle cells // Am J Physiol Heart Circ Physiol. 1996. Vol. 271. — P. 2290−2299.
  116. Franklin T.B., Krueger-Naug A.M., Clarke D.B., Arrigo A.P., Currie R.W. The role of heat shock proteins Hsp70 and Hsp27 in cellular protection of the central nervous system // Int J Hyperthermia. 2005. Vol. 21. — P. 379−392.
  117. Fridovich I. Superoxide radical and superoxide dismutases // Annu Rev Biochem. 1995.-Vol. 64.-P. 97−112.
  118. Friedman L.K. Calcium. A role for neuroprotection and sustained adaptation // Mol Intervations. 2006. Vol. 6. — № 6. — P. 315−329.
  119. Fruen B.R., Bardy J.M., Byrem T.M., Strasburg G.M., Louis C.F. Differential Ca (2+) sensitivity of skeletal and cardiac muscle ryanodine receptors in the presence of calmodulin // Am J Physiol Cell Physiol. 2000. Vol. 279. — № 3. — P. 724−733.
  120. Frydman J. Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones // Annu Rev Biochem. 2001. Vol. 70. — P. 603−647.
  121. Fu X.W., Nurse C.A., Wang Y.T., Cutz E. Selective modulation of membrane currents by hypoxia in intact airway chemoreceptors from neonatal rabbit // J Physiol. 1999. -Vol. 514.-P. 139−150.
  122. Fu X.W., Wang D., Nurse C.A., Dinauer M.C., Cutz E. NADPH -oxidase is an 02 sensor in airway chemoreceptors: evidence from K+ current modulation in wild-type and oxidase-deficient mice // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. Vol. 97. — P. 4374−4379.
  123. Furuichi T., Mikoshiba K. Inositol 1,4,5-trisphosphate receptor-mediated Ca2+ signaling in the brain // J Neurochem. 1995. Vol. 64. — P. 953−960.
  124. Ganfornina M.D., Lopez-Barneo J. Single K+ channels in membrane patches of arterial chemoreceptor cells are modulated by O2 tension // Proc Natl Acad Sci USA. 1991. -Vol. 88.-P. 2927−2930.
  125. Ganfornina M.D., Lopez-Barneo J. Potassium channel types in arterial chemoreceptor cells and their selective modulation by oxygen // J Gen Physiol. 1992. Vol. 100.-P. 401−426.
  126. Gatenby R.A., Gillies R.J. Why do cancers have high aerobic glycolysis? // Nat Rev Cancer. 2004. Vol. 4. — P. 891−899.
  127. Gebremedhin D., Bonnet P., Greene A.S., England S.K., Rusch N.J. Hypoxia increases the activity of Ca2± sensitive K+ channels in cat cerebral arterial muscle cell membranes // Pflugers Arch. 1994. Vol. 428. — P. 621−630.
  128. Gee C.E., Benquet P., Raineteau O., Rietschin L., Kirbach S.W., Gerber U. NMDA receptors and the differential ischemic vulnerability of hippocampal neurons // Eur J Neurosci. 2006. Vol. 23. — P. 2595−2603.
  129. Ghosh A., Greenberg M.E. Calcium signaling in neurons: molecular mechanisms and cellular consequences // Science. 1995. Vol. 268. -№ 5208. — P. 239−247.
  130. Gilany K, Vafakhah M. Hypoxia: a Review Journal of Paramedical Sciences // JPS 2010.-Vol. l.-№ 2.-P. 43−60.
  131. Gilles-Gonzalez M.A., Ditta G.S., Helinski D.R. A haemoprotein with kinase activity encoded by the oxygen sensor of Rhizobium meliloti // Nature. 1991. Vol. 350. -P. 170−72.
  132. Ginsberg M.D. Local metabolic responses to cerebral ischemia // Cerebrovasc Brain MetabRev. 1990.-Vol. 2.-№ l.-P. 58−93.
  133. Goldberg M.A., Dunning S.P., Bunn H.F. Regulation of the erythropoietin gene: evidence that the oxygen sensor is a heme protein // Science. 1988. Vol. 242. — P. 14 121 415.
  134. Gordan J.D., Thompson C.B., Simon M.C. HIF and c-Myc: sibling rivals for control of cancer cell metabolism and proliferation // Cancer Cell. 2007. Vol. 12. — № 2. — P. 108 113.
  135. Gottlieb M., Matute C. Expression of ionotropic glutamate receptor subunits in glial cells of the hippocampal CA1 area following transient forebrain ischemia // J Cereb Blood Flow Metab. 1997. Vol. 17. — P. 290−300.
  136. Grabb M.C., Choi D.W. Ischemic tolerance in murine cortical cell culture: critical role for NMD A receptors // J Neurosci. 1999. Vol. 19. — P. 1657−1662.
  137. Grabb M.C., Lobner D., Turetsky D.M., Choi D.W. Preconditioned resistance to oxygen-glucose deprivation-induced cortical neuronal death: alterations in vesicular GABA and glutamate release // Neuroscience. 2002. Vol. 115. — P. 173−183.
  138. Grilli M., Barbieri I., Basudev H., Brusa R., Casati C., Lozza G., Ongini E. Interleukin-10 modulates neuronal tdeshold of vulnerability to ischaemic damage // Eur J Neurosci. 2000. Vol. 12. — P. 2265−2272.
  139. Guglielmotto M., Tamagno E., Danni O. Oxidative stress and hypoxia contribute to Alzheimer’s disease pathogenesis: two sides of the same coin // Scientific World J. 2009. -Vol. 9.-P. 781−791.
  140. Haddad G.G., Jiang C. O2 deprivation in the central nervous system: on mechanisms of neuronal response, differential sensitivity and injury // Prog Neurobiol. 1993. Vol. 40. -P. 277−318.
  141. G.G., Jiang C. 02-sensing mechanisms in excitable cells: role of plasma membrane K+channels // Annu Rev Physiol. 1997. Vol. 59. — P. 23−42.
  142. Hain J., Onoue H., Mayrleitner M., Fleischer S., Schindler H. Phosphorylation modulates the function of the calcium release channel of sarcoplasmic reticulum from cardiac muscle // J Biol Chem. 1995. Vol. 270. — № 5. — P. 2074−2081.
  143. Halterman M.W., Miller C.C., Federoff H.J. Hypoxiainducible factor-1 alpha mediates hypoxia-induced delayed neuronal death that involves p53 // J Neurosci. 1999. -Vol. 19.-P. 6818−6824.
  144. Hammarstrom A.K., Gage P.W. Inhibition of oxidative metabolism increases persistent sodium current in rat CA1 hippocampal neurons // J Physiol. 1998. Vol. 510. -P. 735−741.
  145. Hamrick S.E., Ferriero D.M. The injury response in the term newborn brain: can we neuroprotect? // Curr Opin Neurol. 2003. Vol. 16. — № 2. — P. 147−154.
  146. Hansen A. J., Effect of anoxia on ion distribution in the brain // Physiol Rev. 1985. -Vol. 65.-№ l.-P. 101−148.
  147. Hansford R.G. Relation between mitochondrial calcium transport and control of energy metabolism // Rev Physiol Biochem Pharmacol. 1985. Vol. 102. — P. 1−72.
  148. Hardie D.G. The AMP-activated protein kinase cascade: the key sensor of cellular energy status // Endocrinology. 2003. Vol. 144. — P. 5179−5183.
  149. Hayashi H., Miyata H. Fluorescence imaging of intracellular Ca2+ // J Pharmacol Toxicol Meth. 1994.-Vol. 31.-№ l.-P. 1−10.
  150. Henley J.M., Proteins interactions implicated in AMPA receptor trafficking: a clear destination and an improving route map // Neurosci Res. 2003. Vol. 45. — P. 243−254.
  151. Hermann G.H., Rogers R.C. TNFa: a trigger of autonomic dysfunction // Neuroscientist. 2008. Vol. 14. — № 1. — P. 53−67.
  152. Herndon R.M. The fine structure of the Purkinje cell // J Cell Biol. 1963. Vol. 18. -P. 167−180.
  153. Hirning L.D., Fox A.P., McCleskey E.W., Olivera B.M., Thayer S.A., Miller R.J., Tsien R.W. Dominant role of N-type Ca2+ channels in evoked release of norepinephrine from sympathetic neurons // Science. 1988. Vol. 239. — № 4835. — P. 57−61.
  154. Hisatsune C., Mikoshiba K. Molecular biology of the InsP 3 Rs: focus on brain function in health and disease//Membrane Transport and Signaling 2012. Vol. 1. — № 5. -P. 589−604.
  155. Hochedlinger K., Yamada Y., Beard C., Jaenisch R. Ectopic expression of Oct-4 blocks progenitor-cell differentiation and causes dysplasia in epithelial tissues. Cell 2005- 121: 465—477.
  156. Hockel M., Vaupel P. Tumor hypoxia: definitions and current clinical, biologic, and molecular aspects // J Natl Cancer Inst. 2001. Vol. 93. — P. 266−276.
  157. Hollmann M., Hartley M., Heinemann S. Ca2±permeability of KA-AMPA-gated glutamate receptor channels depends on subunit composition // Science (Wash DC). 1991.-Vol. 252.-P. 851−853.
  158. Hollmann M., Maron C., Heinemann S. N-Glycosylation site tagging suggests a three transmembrane domain topology for the glutamate receptor GluRl // Neuron. 1994. -Vol. 13.-P. 1331−1343.
  159. Howard M., O’Garra A., Ishida H., De Waal R., De Vries J. Biological properties of interleukin 10 // J of Clin Immunol. 1992. Vol. 12. — № 4. — P. 239−247.
  160. Hu S.H., Chao C.C., Ehrlich L.C., Sheng W.S., Sutton R.L., Rockswold G.L., Peterson P.K. Inhibition of microglial cell RANTES production by IL-10 and TGF-fi // J of Leukocyte Biology. 1999. Vol. 65. — P. 815−821.
  161. Huang L.E., Gu J., Schau M., Bunn H.F. Regulation of hypoxia-inducible factor la is mediated by an 02-dependent degradation domain via the ubiquitinproteasome pathway // Proc Natl Acad Sci USA. 1998. Vol. 95. — P. 7987−7992.
  162. Huntly B.J., Gilliland D.G. Leukaemia stem cells and the evolution of cancer-stem-cell research // Nat Rev Cancer. 2005. Vol. 5. — P. 311−321.
  163. Iadecola C., Zhang F., Casey R., Clark H. B., Ross M.E. Inducible nitric oxide synthase gene expression in vascular cells after transient focal cerebral ischemia. Stroke. 1996. Vol. 27. — P. 1373−1380.
  164. Irvine R.F., Schell M.J. Back in the water: the return of the inositol phosphates // Nat Rev Mol Cell Biol. 2001. Vol. 2. — № 5. — P. 327−338.
  165. Isaac J.T., Nicoll R.A., Malenka R.C. Evidence for silent synapses: implications for the expression of LTP // Neuron. 1995. Vol. 15. — P. 427−434.
  166. Ishiuchi S., Tsuzuki K., Yamada N., Okado H., Miwa A., Kuromi H., Yokoo H., Nakazato Y., Sasaki T., Ozawa S. Extension of glial processes by activation of Ca2±permeable AMPA receptor channels // Neuroreport. 2001. Vol. 12. — P. 745−748.
  167. Ito S. Ohta T., Nakazato Y. Characteristics of 5-HT-containing chemoreceptor cells of the chicken aortic body // J Physiol. 1999. Vol. 515. — P. 49−59.
  168. Jankowsky J.L., Patterson P.H. The role of cytokines and growth factors in seizures and their sequelae // Prog Neurobiol. 2001. Vol. 63. — P. 125−149.
  169. Jeyakumar L.H., Copello J.A., O’Malley A.M., Wu G.M., Grassucci R., Wagenknecht T., Fleischer S. Purification and characterization of ryanodine receptor 3 from mammalian tissue // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273. — № 26. — P. 16 011−16 020.
  170. Jiang C., Haddad G.G. A direct mechanism for sensing low oxygen levels by central neurons // Proc Natl Acad Sci USA. 1994. Vol. 91. — P. 7198−7201.
  171. Johns L., Sinclair A.J., Davies J.A. Hypoxia/hypoglycemia-induced amino acid release is decreased in vitro by preconditioning // Biochem Biophys Res Commun. 2000. -Vol. 276.-P. 134−136.
  172. Jonas P. AMPA-type glutamate receptors-nonselective cation channels mediating fast excitatory transmission in the CNS // EXS (Basel). 1993. Vol. 66. — P. 61−76.
  173. Kakiuchi S., Sobue K. Ca -and calmodulin-dependent flip-flop mechanism in microtubule assembly-disassembly // FEBS Lett. 1981. Vol. 132. -№ 1. — P. 141−143.
  174. Kallio P.J., Wilson W.J., O’Brien S., Makino Y., Poellinger L. Regulation of the hypoxia-inducible transcription factor la by the ubiquitin-proteasome pathway // J Biol Chem. 1999. Vol. 274. — P. 6519−6525.
  175. Katchman A.N., Vicini S., Hershkowitz N. Mechanism of early anoxia-induced suppression of the GABAA-mediated inhibitory postsynaptic current // J Neurophysiol. 1994.-Vol. 71.-P. 1128−1138.
  176. Kato H., Liu Y., Araki T., Kogure K. MK-801, but not anisomycin, inhibits the induction of tolerance to ischemia in the gerbil hippocampus // Neurosci Lett. 1992. Vol. 139. — P. 118−121.
  177. Katz A.M., Reuter H. Cellular calcium and cardiac cell death // Am J Cardiol. 1979. -Vol. 44.-№ l.-P. 188−190.
  178. Keinanen K., Wisden W., Sommer B., Werner P., Herb A., Verdoorn T.A., Sakmann B., Seeburg P.H. A family of AMPA-selective glutamate receptors // Science (Wash DC). 1990.-Vol. 249.-P. 556−560.
  179. Keith B., Simon M.C. Hypoxia-inducible factors, stem cells, and cancer // Cell. 2007. Vol. 129. — P. 465−472.
  180. Kim W.Y., Kaelin W.G. Role of VHL gene mutation in human cancer // J Clin Oncol. 2004. Vol. 22. — P. 4991−5004.
  181. Kirino T., Tsujita Y., Tamura A. Induced tolerance to ischemia in gerbil hippocampal neurons // J Cereb Blood Flow Metab. 1991. Vol. 11. — P. 299−307.
  182. Kj0ller C., Diemer N.H. GluR2 protein synthesis and metabolism in rat hippocampus following transient ischemia and ischemic tolerance induction // Neurochem Int. 2000. -Vol. 37.-P. 7−15.
  183. Knowles R.G., Moncada S. Nitric oxide synthases in mammals // J Biochem. 1994. -Vol. 298. P. 249−258.
  184. Konsman J.P., Parnet P., Dantzer R. Cytokine-induced sickness behaviour: mechanisms and implications //Trends Neurosci. 2002. Vol. 25. — № 3. — P. 154−159.
  185. Krnjevic K., Leblond J. Changes in membrane currents of hippocampal neurons evoked by brief anoxia // J Neurophysiol. 1989. Vol. 62. — P. 15−30.
  186. Krupp J., Vissel B., Thomas C.G., Heinemann S.F., Westbrook G.L. Interactions of calmodulin and actinin with the NR1 subunit modulate Ca2±dependent inactivation of NMDA receptors // J Neurosci. 1999. Vol. 19. — P. 1165−1178.
  187. Kukreja R.C., Kontos H.A., Hess M.L., Ellis E.F. PGH synthase and lipoxygenase generate superoxide in the presence of NADH or NADPH // Circ Res. 1986. Vol. 59. — P. 612−619.
  188. Kuusinen A., Abele R., Madden D.R., Keinanen K. Oligomerization and ligand-binding properties of the ectodomain of the alpha-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazole propionic acid receptor subunit GluRD // J Biol Chem. 1999. Vol. 274. — P. 28 937−28 943.
  189. Kuwajima G., Futatsugi A., Niinobe M., Nakanishi S., Mikoinshiba K. Two types of ryanodine receptors in mouse brain: skeletalmuscle type exclusively in Purkinje cells and cardiacmuscle type in various neurons // Neuron. 1992. Vol. 9. — P. 1133−1142.
  190. Lacmann A., Hess D., Gohla G., Roussa E., Krieglstein K. Activity-dependent release of transforming growth factor-beta in a neuronal network in vitro // Neuroscience 2007. Vol. 150. — № 3. — P. 647−657.
  191. Lauf P.K. K±C1~ -cotransport: «to be or not to be» oxygen sensitive // J Physiol. 1998. Vol. 511.-P. 1.
  192. LeDoux S.P., Driggers W.J., Hollensworth B.S., Wilson G.L. Repair of alkylation and oxidative damage in mitochondrial DNA // Mutat Res. 1999. Vol. 434. — P. 149−159.
  193. Leonard J.P., Salpeter M.M. Agonist-induced myopathy at the neuromuscular junction is mediated by calcium // J Cell Biol. 1979. Vol. 82. — № 3. — P. 811−819.
  194. Levin S.G., Godukhin O.V. Anti-inflammatory cytokines, TGF-pl and IL-10, exert anti-hypoxic action and abolish posthypoxic hyperexcitability in hippocampal slice neurons: comparative aspects // Experim Neurology. 2011. Vol. 232. — P. 329−332.
  195. Li C., Jackson R.M. Reactive species mechanisms of cellular hypoxia-reoxygenation injury // Am J Physiol Cell Physiol. 2002. Vol. 282. — № 2. — P. 227−241.
  196. Liao D., Hessler N.A., Malinow R. Activation of postsynaptically silent synapses during pairing-induced LTP in CA1 region of hippocampal slice // Nature (Lond). 1995. -Vol. 375.-P. 400−404.
  197. Liao D., Scannevin R.H., Huganir R. Activation of silent synapses by rapid activity-dependent synaptic recruitment of AMPA receptors // J Neurosci. 2001. Vol. 21. — P. 6008−6017.
  198. Linde R., Laursen H., Hansen A.J. Is calcium accumulation post-injury an indicator of cell damage? // Acta Neurochir Suppl. 1996. Vol. 66. — P. 15−20.
  199. Lipscombe D., Kongsamut S., Tsien R.W. Alpha-adrenergic inhibition of sympathetic neurotransmitter release mediated by modulation of N-type calcium-channel gating // Nature. 1989. Vol. 340. — № 6235. — P. 639−642.
  200. Lipton P. Ischemic cell death in brain neurons // Physiol Rev. 1999. Vol. 79. — P. 1431−1568.
  201. Littlewood T.J. The impact of hemoglobin levels on treatment outcomes in patients with cancer // Semin Oncol. 2001. Vol. 28. — P. 49−53.
  202. Liu Y., Kato H., Nakata N., Kogure K. Temporal profile of heat shock protein 70 synthesis in ischemic tolerance induced by preconditioning ischemia in rat hippocampus // Neuroscience. 1993. Vol. 56. — P. 921−927.
  203. Liu X.B., Murray K.D., Jones E.G. Switching of NMDA receptor 2A and 2B subunits at thalamic and cortical synapses during early postnatal development // J Neurosci. 2004. Vol. 24. — № 40. — P. 8885−8895.
  204. Liu Q., Chen B., Yankova M., Morest D.K., Maryon E., Hand A.R., Nonet M.L., Wang Z.W. Ryanodine receptors are required for normal quantal size at the C. elegans neuromuscular junction // J Neurosci. 2005. Vol. 25. — № 29. — P. 6745−6754.
  205. Llano I., Leresche N., Marty A. Calcium entry increases the sensitivity of cerebellar Purkinje cells to applied GAB A and decreases inhibitory synaptic currents // Neuron. 1991. -Vol. 6.-P. 565−574.
  206. Llano I., Gonzalez J., Caputo C., Lai F.A., Blayney L.M., Tan Y.P., Marty A. Presynaptic calcium stores underlie large-amplitude miniature IPSCs and spontaneous calcium transients // Nat Neurosci. 2000. Vol. 3. — № 12. — P. 1256−1265.
  207. Llinas R.R., Sugimori M., Cherksey B. Voltage-dependent calcium conductances in mammalian neurons. The P channel // Ann NY Acad Sci. 1989. Vol. 560. — P. 103−111.
  208. Lokuta A.J., Rogers T.B., Lederer W.J., Valdivia H.H. Modulation of cardiac ryanodine receptors of swine and rabbit by a phosphorylation-dephosphorylation mechanism // J Physiol. 1995. Vol. 487. -№ 3. — P. 609−622.
  209. Lopez-Lopez J.R., Gonzalez C. Time course of K+ current inhibition by low oxygen in chemoreceptor cells of adult rabbit carotid body. Effects of carbon monoxide // FEBS Lett. 1992. Vol. 299. — P. 251−254.
  210. Lopez-Barneo J. Oxygen-sensitive ion channels: how ubiquitous are they? // Trends Neurosci. 1994.-Vol. 17.-P. 133−135.
  211. Lopez-Barneo J. Oxygen-sensing by ion channels and the regulation of cellular functions // Trends Neurosci. 1996. Vol. 19. — P. 435−440.
  212. Lopez-Lopez J.R., Gonzalez C., Perez-Garcia M.T. Properties of ionic currents from isolated adult rat carotid body chemoreceptor cells: effect of hypoxia // J Physiol. 1997. -Vol. 499.-P. 429−441.
  213. Lopez-Barneo J., Pardal R., Ortega-Saenz P. Cellular mechanism of oxygen sensing // Annu Rev Physiol. 2001. Vol. 63. — P. 259−287.
  214. Lynch G., Baudry M. The biochemistry of memory: a new and specific hypothesis // Science. 1984.-Vol. 224.-№ 4653. P. 1057−1063.
  215. MacDermott A.B., Mayer M.L., Westbrook G.L., Smith S.J., Barker J.L. NMDA-receptor activation increases cytoplasmic calcium concentration in cultured spinal cord neurons // Nature. 1986. Vol. 321. — № 6069. — P. 519−522.
  216. Madison J.M., Ethier M.F. Interleukin-4 rapidly inhibits calcium transients in response to carbachol in bovine airway smooth muscle cells // Am J of Respiratory Cell and Molec Biology. 2001. Vol. 25. — P. 239−244.
  217. Malenka R.C. Synaptic plasticity and AMPA receptor trafficking // Ann NY Acad Sci. 2003.-Vol. 1003.-P. 1−11.
  218. Marambaud P., Dress-Werringloer U., Vingtdeux V. Calcium signaling in neurodegeneration // Mol Neurodegeneration. 2009. Vol. 4. — № 20. — P. 1−15.
  219. Martin L.J., Blackstone C.D., Levey A.I., Huganir R.L., Price D.L. AMPA glutamate receptor subunits are differentially distributed in rat brain // Neuroscience. 1993. Vol. 53. -P. 327−358.
  220. Martin R.L., Lloyd H.G., Cowan A.I. The early events of oxygen and glucose deprivation: setting the scene for neuronal death? // Trends Neurosci. 1994. Vol. 17. — P. 251−257.
  221. Martin G., O’Connell R.J., Pietrzykowski A.Z., Treistman S.N., Ethier M.F., Madison J.M. IL-4 activates BKca channels in airway smooth muscle // Exp Physiol. 2008. -Vol. 93.-P. 908−918.
  222. Martone M.E., Zhang Y., Simpliciano V.M., Can-agger B.O., Ellisman M.H. Three-dimensional visualization of the smooth endoplasmic reticulum in Purkinje cell dendrites // J Neurosci. 1993. Vol. 13. — P. 4636−4646.
  223. Martone M.E., Alba S.A., Edelman V.M., Airey J.A., Ellisman M.H. Distribution of inositol-1,4,5-trisphosphate and ryanodine receptors in rat neostriatum // Brain Res. 1997. -Vol. 756.-P. 9−21.
  224. Massey V. Activation of molecular oxygen by flavins and flavoproteins // J Biol Chem. 1994. Vol. 269. — № 36. — P. 22 459−22 462.
  225. Mahura I.S. Cerebral ischemia-hypoxia and biophysical mechanisms of neurodegeneration and neuroprotection effects // Fiziol Zh. 2003. Vol. 49. № 2. — P. 7−12.
  226. Maynard M.A., Oh M. The role of hypoxia-inducible factors in cancer // Cell Mol Life Sci. 2007. Vol. 64. — P. 2170−2180.
  227. Meldrum B.S. Excitotoxicity in ischemia: An overview // New York, Raven Press. 1989.-P. 47−60.
  228. Meng S.Z., Ohyu J., Takashima S. Changes in AMPA glutamate and dopamine D2 receptors in hypoxic-ischemic basal ganglia necrosis // Pediatr Neurol. 1997. Vol. 17. — P. 139−143.
  229. Michael F., Copello J. Ryanodine receptor calcium release channels // Physiol Rev. 2002. Vol. 82. — P. 893−922.
  230. Michaelis M.L., Foster C.T., Jayawickreme C. Regulation of calcium levels in brain tissue from adult and aged rats // Mech. Ageing Dev. 1992. Vol. 62. — № 3. — P. 291−306.
  231. Mikoshiba K. The InsP3 receptor and intracellular Ca2+ signaling // Cur Opin in Neurobiology. 1997.-Vol. 7.-№ 3.-P. 339−345.
  232. Miou Z., Baudry M. Developmental changes in NMDA neurotoxicity reflect developmental changes in subunit composition of NMDA receptors // J Neurosci. 2006. -Vol. 26. № 11. — P. 2956−2963.
  233. Mironov S.L., Richter D.W. L-type Ca channels in inspiratory neurones of mice and their modulation by hypoxia // J Physiol. 1998. Vol. 512. — P. 75−87.
  234. Mochizuki-Oda N., TakeuchiY., Matsumara K., Oosawa Y., Watanabe Y. Hypoxiainduced catecholamine release and intracellular Ca2+ increase via suppression of K+ channels in cultured rat adrenal chromaffin cells // J Neurochem. 1997. Vol. 69. — P. 377 387.
  235. Mojet M.H., Mills E., Duchen M.R. Hypoxia-induced catecholamine secretion in isolated newborn rat adrenal chromaffin cells is mimicked by inhibition of mitochondrial respiration // J Physiol. 1997. Vol. 504. — P. 175−189.
  236. Molina-Holgado E., Vela J.M., Arevalo-Martin A., Guaza C. LPS/IFN-gamma cytotoxicity in oligodendroglial cells: role of nitric oxide and protection by the antiinflammatory cytokine IL-10 // Eur J Neurosci. 2001. Vol. 13. — P. 493−502.
  237. Monaghan D.T., Bridges R.J., Cotman C.W. The excitatory amino acid receptors: their classes, pharmacology and distinct properties in the function of the central nervous system // Ann Rev Pharmacol Toxicol. 1989. Vol. 29. — P. 365−402.
  238. Monyer H., Burnashev N., Laurie D.J., Sakmann B., Seeburg, P.H. Developmental and regional expression in the rat brain and functional properties of four NMDA receptors // Neuron. 1994. Vol. 12. — P. 529−540.
  239. Morishima-Kawashima M., Ihara Y. Alzheimer’s disease: beta-Amyloid protein and tau // J Neurosci Res. 2002. Vol. 70. — № 3. — P. 392−401.
  240. Mosmann T.R., Cherwinski H., Bond M.W., Giedlin M.A., Coffman R.L. Two types of murine helper T cell clone. I. Definition according to profiles of lymphokine activities and secreted protein // J Immunol. 1986. Vol. 136. — P. 2348−2357.
  241. Motais R., Garcia-Romeu F., Borgese F. The control of NaC/HC exchange by molecular oxygen in trout erythrocytes. A possible role of hemoglobin as a transducer // J Gen Physiol. 1987. Vol. 90. — P. 197−207.
  242. Mozhaeva G.N., Naumov A.P., Kuryshev IuA. Activation of the calcium channels of A-431 cells by epidermal growth factor // Tsitologiia. 1989. Vol. 31. — № 9. — P. 10 641 073.
  243. Nakamura T., Gold G.H. A cyclic nucleotide-gated conductance in olfactory receptor cilia // Nature. 1987. Vol. 325. -№ 6103. — P. 442−444.
  244. Nakata N., Kato H., Kogure K. Inhibition of ischaemic tolerance in the gerbil hippocampus by quercetin and anti-heat shock protein-70 antibody // Neuroreport. 1993. -Vol. 4.-P. 695−698.
  245. Nicotera P., Zhivotovsky B., Orrenius S. Nuclear calcium transport and the role of calcium in apoptosis // Cell Calcium. 1994. Vol. 16. — № 4. — P. 279−288.
  246. Nilius B., Hess P., Lansman J.B., Tsien R.W. A novel type of cardiac calcium channel in ventricular cells // Nature. 1985. Vol. 316. — № 6027. — P. 443−446.
  247. Nishi S., Taki W., Uemura Y., Higashi T., Kikuchi H., Kudoh H., Satoh M., Nagata K. Ischemic tolerance due to the induction of HSP70 in a rat ischemic recirculation model // Brain Res. 1993.-Vol. 615.-P. 281−288.
  248. Nogawa S., Forster C., Fangyi Z., Nagayama M., Ross M.E., Iadecola C. Interaction between inducible nitric oxide synthase and cyclooxygenase-2 after cerebral ischemia // Proc Natl AcadSci USA. 1998.-Vol. 95.-P. 10 966−10 971.
  249. Nogawa S., Zhang F., Ross M. E., Iadecola C. Cyclo-oxygenase-2 gene expression in neurons contributes to ischemic brain damage // J Neurosci. 1997. Vol. 17. — P. 27 462 755.
  250. Noh K.M., Yokota H., Mashiko T., Castillo P.E., Zukin R.S., Bennett M.V.L. Blockade of calcium-permeable AMPA receptors protects hippocampal neurons against global ischemia-induced death // PNAS USA. 2005. Vol. 102. — № 34. — P. 12 230−12 235.
  251. Nordstrom C.H., Siesjo B.K. Effects of phenobarbital in cerebral ischemia. Part I: cerebral energy metabolism during pronounced incomplete ischemia // Stroke. 1978. Vol. 9,-№ 4.-P. 327−335.
  252. Nowak L., Bregestovski P., Ascher P., Herbet A., Prochiantz A. Magnesium gates glutamate-activated channels in mouse central neurons // Nature (Lond.). 1984. Vol. 307. -P. 462- 465.
  253. Nowycky M.C., Fox A.P. Tsien R.W. Three types of neuronal calcium channel with different calcium agonist sensitivity // Nature. 1985. Vol. 316. — № 6027. — P. 440−443.
  254. Obrenovitch T.P. Molecular physiology of preconditioning-induced brain tolerance to ischemia // Physiol Rev. 2008. Vol. 88. — P. 211−247.
  255. O’Kelly I., Stephens R.H., Peers C., Kemp P.J. Potential identification of the 02-sensitive K+ current in a human neuroepithelial body-derived cell line // Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 1999. Vol. 276. — P. 96−104.
  256. O’Kelly I., Lewis A., Peers C., Kemp P.J. O2 sensing by airway chemoreceptor-derived cells. Protein kinase C activation reveals functional evidence for involvement of NADPH- oxidase // J Biol Chem. 2000. Vol. 275. — P. 7684−7692.
  257. Opitz T., Grooms S.Y., Bennett M.V., Zukin R.S. Remodeling of a-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazole-propionic acid receptor subunit composition in hippocampalneurons after global ischemia // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. Vol. 97. — P. 1 336 013 365.
  258. Orrenius S., McCabe MJ Jr, Nicotera P. Ca ()-dependent mechanisms of cytotoxicity and programmed cell death // Toxicol Lett. 1992. Vol. 64−65. — P. 357−364.
  259. Osipenko O.N., Tate R.J., Gurney A.M. Potential role for kv3.1b channels as oxygen sensors // Circ Res. 2000. Vol. 86. — P. 534−540.
  260. Ozyurt E., Graham D.I., Woodruff G.N., McCulloch J. Protective effect of the glutamateantagonist, MK-801 in focal cerebral ischemia in the cat // Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 1988. Vol. 8. — P. 138−143.
  261. Palaiologos G., Hertz L., Schousboe A. Evidence that aspartate aminotransferase activity and ketodicarboxylate carrier function are essential for biosynthesis of transmitter glutamate // J Neurochem. 1988.-Vol. 51.-№ l.-P. 317−320.
  262. Papa S., Skulachev V.P. Reactive oxygen species, mitochondria, apoptosis and aging // Mol Cell Biochem. 1997. Vol. 174. — № 1 -2. — P. 305−319.
  263. Pardal R., Ludewig U., Garcia-Hirschfeld J., Lopez-Barneo J. Secretory responses of intact glomus cells in thin slices of rat carotid body to hypoxia and tetraethylammonium // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. Vol. 97. — P. 2361−2366.
  264. Park E., Liu Y., Fehlings M.G. Changes in glial cell white matter AMPA receptor expression after spinal cord injury and relationship to apoptotic cell death // Exp Neurol. 2003.-Vol. 182.-P. 35−48.
  265. Parvinder K., Aley K.E., Porter J. P., Boyle P.J., Peers C. Hypoxic modulation of Ca2+ signaling in human venous endothelial cells // J of Biol Chem. 2005. Vol. 280. — № 14.-P. 13 349−13 354.
  266. Passafaro M., Nakagawa T., Sala C., Sheng M. Induction of dendritic spines by an extracellular domain of AMPA receptor subunit GluR2 // Nature (Lond). 2003. Vol. 424. -P. 677−681.
  267. Peers C. Hypoxic suppression of K+ currents in type I carotid body cells: selective effect on the Ca2±activated K+ current // Neurosci Lett. 1990. Vol. 119. — P. 253−256.
  268. Perez-Garcia M.T., Lopez-Lopez J.R., Gonzalez C. Kvbl.2 subunit coexpression in HEK293 cells confers O2 sensitivity to Kv4.2 but not to Shaker channels // J Gen Physiol. 1999.-Vol. 113.-P. 897−907.
  269. Perez-Pinzon M.A., Born J.G. Rapid preconditioning neuroprotection following anoxia in hippocampal slices: role of the K±ATP channel and protein kinase C // Neuroscience. 1999. Vol. 89. — № 2. — P. 453−459.
  270. Petersen O.H., Cancela J.M. New Ca -releasing messengers: are they important in the nervous system? // TINS. 1999. Vol. 22. — № 11. — P. 488−495.
  271. Petralia R.S., Wenthold R.J. Light and electron immunocytochemical localization of AMPA-selective glutamate receptors in the rat brain // J Comp Neurol. 1992. Vol. 318. -P. 329−354.
  272. Petrovic M., Horak M., Sedlacek M., Vyklicky L. Jr. Physiology and pathology of NMDA receptors // Prague Med Rep. 2005. Vol. 106. — № 2. — P. 113−136.
  273. Pietrobon D., Di Virgilio F., Pozzan T. Structural and functional aspects of calcium homeostasis in eukaryotic cells // Eur J Biochem. 1990. Vol. 193. — № 3. — P. 599−622.
  274. Piret J.P., Mottet D., Raes M., Michiels C. Is HIF-lalpha a pro- or an anti-apoptotic protein? // Biochem Pharmacol. 2002. Vol. 64. — P. 889−892.
  275. Plata-Salaman C.R., Oomura Y., Kai Y. Tumor necrosis factor and interleukin-1 beta: suppression of food intake be direct action in the central nervous system // Brain Res. 1988.-Vol. 448.-P. 106−114.
  276. Piatt S.R. The role of glutamate in central nervous system health and disease // Vet J. 2007. Vol. 173. — № 2. — P. 278−286.
  277. Popot J.L., Changeux J.P. Nicotinic receptor of acetylcholine: structure of an oligomeric integral membrane protein // Physiol Rev. 1984. Vol. 64. — № 4. — P. 11 621 239.
  278. Prass K., Ruscher K., Karsch M., Isaev N., Megow D., Priller J., Scharff A., Dirnagl U., Meisel A. Desferoxamine induces delayed tolerance against cerebral ischemia in vivo and in vitro // J Cereb Blood Flow Metab. 2002. Vol. 22. — P. 520−525.
  279. Prass K., Scharff A., Ruscher K., Lowl D., Muselmann C., Victorov I., Kapinya K., Dirnagl U., Meisel A. Hypoxia-induced stroke tolerance in the mouse is mediated by erythropoietin // Stroke. 2003. Vol. 34. — P. 1981−1986.
  280. Proenza C., O’Brien J., Nakai J., Mukherjee S., Allen P.D., Beam K.G. Identification of a region of RyRl that participates in allosteric coupling with the alpha (lS) (Ca (V)l.l) II-III loop // J Biol Chem. 2002. Vol. 277. — № 8. — P. 6530−6535.
  281. Protasi F. Structural interaction between RYRs and DHPRs in calcium release units of cardiac and skeletal muscle cells // Front Biosci. 2002. Vol. 7. — P. 650−658.
  282. Pulsinelli W.A., Brierley J.B., Plum F. Temporal profile of neuronal damage in a model of transient forebrain ischemia // Ann Neurol. 1982. Vol. 11. — № 5. — P. 491−498.
  283. Queiroz G., Meyer D.K., Meyer A., Starke K., von Kugelgen I. A study of the mechanism of the release of ATP from rat cortical astroglial cells evoked by activation of glutamate receptors // Neuroscience. 1999. Vol. 91. — P. 1171−1181.
  284. Racine R.J., Modification of seizure activity by electrical stimulation. II. Motor seizures // Electroencephalog Clin Neurophysiol. 1972. Vol. 32. — P. 281−294.
  285. Rajdev S., Reynolds I.J. Effects of pH on the actions of dizocilpine at the N-methyl-D-aspartate receptor complex // Br J Pharmacol. 1993. Vol. 109. — P. 107−112.
  286. Rankin E.B., Giaccia A.J. The role of hypoxia-inducible factors in tumorigenesis // Cell Death Differ. 2008. Vol. 15. — P. 678−685.
  287. Reuter H. A variety of calcium channels // Nature. 1985. Vol. 316. — № 6027. — P. 391.
  288. Rocca D.L., Martin S., Jenkins E.L., Hanley J.G. Inhibition of Arp2/3-mediated actin polymerization by PICK1 regulates neuronal morphology and AMP A receptor endocytosis // Nat Cell Biol. 2008. Vol. 10. — № 3. — P. 259−271.
  289. Rochefort N.L., Jia H., Konnerth A. Calcium imaging in the living brain: prospects for molecular medicine // Trends Mol Med. 2008. Vol. 14. — № 9. — P. 389−399.
  290. Rogers S.W., Hughes T.E., Hollmann M., Gasic G.P., Deneris E.S., Heinemann S. The characterization and localization of the glutamate receptor subunit GluRl in the rat brain//J Neurosci. 1991.-Vol. 11.-P. 2713−2724.
  291. Roots R., Okada S. Estimation of life times and diffusion distances of radicals involved in x-ray-induced DNA strand breaks of killing of mammalian cells // Radiat Res. 1975. Vol. 64. — № 2. — P. 306−320.
  292. Rosenbluth J. Subsurface cisternae and their relationship to the neuronal plasma membrane // J Cell Biol. 1962. Vol. 13. — P. 405−421.
  293. Ross A.D., Dey I., Janes N., Israel Y. Effect of antithyroid drugs on hydroxyl radical formation and alpha-1-proteinase inhibitor inactivation by neutrophils, therapeutic implications // J Pharmacol Exp Ther. 1998. Vol. 285. -№ 3. — P. 1233−1238.
  294. Ryan H.E., Lo J., Johnson R.S. HIF-1 is required for solid tumor formation and embryonic vascularization // EMBO J. 1998. Vol. 17. — P. 3005−3015.
  295. Rychkov G.Y., Adams M.B., McMillen I.C., Roberts M.L. Oxygen-sensing mechanisms are present in the chromaffin cells of the sheep adrenal medulla before birth // J Physiol. 1998. Vol. 509. — P. 887−893.
  296. Sadek H.A., Nulton-Persson A.C., Szweda P.A., Szweda L.I. Cardiac ischemia/reperfusion, aging, and redox-dependent alterations in mitochondrial function // Arch Biochem Biophys. 2003. Vol. 420. — № 2. — P. 201−208.
  297. Saleh A., Srinivasula S.M., Balkir L., Robbins P.D., Alnemri E.S. Negative regulation of the Apaf-1 apoptosome by Hsp 70 // Nat Cell Biol. 2000. Vol. 2. — P. 476 483.
  298. Sanders R.D., Manning H.J., Robertson N.J., Ma D., Edwards A.D., Hagberg H., Maze M. Preconditioning and postinsult therapies for perinatal hypoxic-ischemic injury at term//Anesthesiology. 2010.-Vol. 113.-№ l.-P. 233−249.
  299. Satrustegui J., Villalba M., Pereira R., Bogonez E., Martinez-Serrano A. Cytosolic and mitochondrial calcium in synaptosomes during aging // Life Sci. 1996. Vol. 59. — № 5−6. — P. 429−434.
  300. Sawada M., Suzumura A., Hasoya H., Marunouchi T., Nagatsu T. Interleukin-10 inhibits both production of cytokines and expression of cytokine receptors in micriglia // J Neurochem. 1999.-Vol. 72.-P. 1466−1471.
  301. Schafers M., Sorkin L. Effect of cytokines on neuronal excitability // Neurosci Lett. 2008.-Vol. 437.-P. 188−193.
  302. Schatzmann U., Koehli M., Dudan F., Rohr W., Jones R.S. Effect of postural changes on certain circulatory and respiratory values in the horse // Am J Vet Res. 1982. -Vol. 43,-№ 6. -P. 1003−1005.
  303. Scheinberg P. The biologic basis for the treatment of acute stroke // Neurology. 1991.-Vol. 41.-№ 12.-P. 1867−1873.
  304. Sharp F.R., Ran R., Lu A., Tang Y., Strauss K.I., Glass T., Ardizzone T., Bernaudin M. Hypoxic preconditioning protects against ischemic brain injury // NeuroRx. 2004. Vol. 1.- P. 26−35.
  305. Sharp F.R., Bernaudin M. HIF1 and oxygen sensing in the brain // Nat Rev Neurosci. 2004.-Vol. 5.-P. 437−448.
  306. Sharma G., Vijayaraghavan S. Modulation of presynaptic store calcium induces release of glutamate and postsynaptic firing // Neuron. 2003. Vol. 38. — № 6. — P. 929 939.
  307. Sharma S., Yang B., Xi X.P., Grotta J.C., Aronowski J., Savitz S.I. IL-10 directly protects cortical neurons by activating PI-3 kinase and STAT-3 pathways // Brain Res. 2011. -Vol. 1373.-P. 189−194.
  308. Sheng M., Hyoung Lee S. AMPA receptor trafficking and synaptic plasticity: major unanswered questions // Neurosci Res. 2003. Vol. 46. — P. 127−134.
  309. Shuttleworth T.J., Thompson J.L., Mignen O. ARC channels: a novel pathway for receptor-activated calcium entry // Physiology (Bethesda). 2004. Vol. 19. — P. 355−361.
  310. Shoshan-Barmatz V., Ashley R.H. The structure, function, and cellular regulation of ryanodine-sensitive Ca2+ release channels // Int Rev Cytol. 1998. Vol. 183. — P. 185−270.
  311. Seeburg P.H. The TINS/TiPS Lecture. The molecular biology of mammalian glutamate receptor channels // Trends Neurosci. 1993. Vol. 16. — № 9. — P. 359−365.
  312. Selkoe D.J. Cell biology of protein misfolding: the examples of Alzheimer’s and Parkinson’s diseases // Nat Cell Biol. 2004. Vol. 6. — № 11. — P. 1054−1061.
  313. Semenza G.L. Regulation of mammalian O2 homeostasis by hypoxia-inducible factor-1 // Annu Rev Cell Dev Biol. 1999. Vol. 15. — P. 551−578.
  314. Semenza G.L. Expression of hypoxia-inducible factor-1: a novel predictive and prognostic parameter in the radiotherapy of oropharyngeal cancer // Cancer Res. 2001. -Vol. 61.-P. 2911.
  315. Semenza G.L. Targeting HIF-1 for cancer therapy // Nat Rev Cancer. 2003. Vol. 3. -P. 721−32.
  316. Siesjo B.K., Bendek G., Koide T., Westerberg E., Wieloch T. Influence of acidosis on lipid peroxidation in brain tissues in vitro // J Cereb Blood Flow Metab. 1985. Vol. 5. -№ 2.-P. 253−258.
  317. Siesjo B.K. Oxygen deficiency and brain damage: localization, evolution in time, and mechanisms of damage // J Toxicol Clin Toxicol. 1985. Vol. 23. — № 4−6. — P. 267−280.
  318. Siesjo B.K. Calcium and ischemic brain damage // Eur Neurol. 1986. Vol. 25. — № l.-P. 45−56.
  319. Siesjo B.K., Bengtsson F. Calcium fluxes, calcium antagonists, and calcium-related pathology in brain ischemia, hypoglycemia, and spreading depression: a unifying hypothesis // J Cereb Blood Flow Metab. 1989. Vol. 9. — № 2. — P. 127−140.
  320. Silver I.A., Erecinska M. Intracellular and extracellular changes of Ca2+. in hypoxia and ischemia in rat brain in vivo // J Gen Physiol. 1990. Vol. 95. — P. 837−866.
  321. Silver I.A., Erecinska M. Ion homeostasis in rat brain in vivo: intra- and extracellular Ca2+. and [H+] in the hippocampus during recovery from short-term, transient ischemia // J Cereb Blood Flow Metab. 1992. Vol. 12. — № 5. — P. 759−772.
  322. Simon R.P., Niiro M., Gwinn R. Prior ischemic stress protects against experimental stroke//Neurosci Lett. 1993.-Vol. 163.-P. 135−137.
  323. Simpson P.B., Challis R.A.J., Nahorski S.R. Neuronal Ca2+ stores: activation and function // Trends Neurosci. 1995. Vol. 18. — P. 299−306.
  324. Slevin M., Krupinski J., Kumar P., Gaffney J., Kumar S.J. Gene activation and protein expression following ischaemic stroke: strategies towards neuroprotection // Cell Mol Med. 2005. Vol. 9. — № 1. — P. 85−102.
  325. Smith E.M., Cadet P., Stefano G.B., Opp M.R., Hughes Jr T.K. IL-10 as a mediator in the HP A axis and brain // J Neuroimmunol. 1999. Vol. 100. — P. 140−148.
  326. Sommer C., Fahrner A., Kiessling M. H. muscimol binding to y-aminobutyric acidA receptors is upregulated in CA1 neurons of the gerbil hippocampus in the ischemia-tolerant state // Stroke. 2002. Vol. 33. — P. 1698−1705.
  327. Soriano F.X., Papadia S., Hofmann F., Hardingham N.R., Bading H., Hardingham G.E. Preconditioning doses of NMDA promote neuroprotection by enhancing neuronal excitability // J Neurosci. 2006. Vol. 26. — P. 4509−4518.
  328. Soucek T., Cumming R., Dargusch R., Maher P., Schubert D. The regulation of glucose metabolism by HIF-1 mediates a neuroprotective response to amyloid beta peptide // Neuron. 2003. Vol. 39. — P. 43−56.
  329. Spacek J., Harris K.M. Three-dimensional organization of smooth endoplasmic reticulum in hippocampal CA1 dendrites and dendritic spines of the immature and mature rat // J Neurosci. 1997. Vol. 17. — P. 190−203.
  330. Spires T.L., Hyman B.T. Transgenic models of Alzheimer’s disease: learning from animals // NeuroRx. 2005. Vol. 2. — № 3. — P. 423−437.
  331. Srinivas V., Zhu X., Salceda S., Nakamura R., Caro J. Hypoxia-inducible factor la (HIF-la) is a non-heme iron protein. Implications for oxygen sensing // J Biol Chem. 1998. -Vol. 273.-P. 18 019−18 022.
  332. Stadtman E.R., Levine R.L. Protein oxidation // Ann NY Acad Sci. 2000. Vol. 899. -P. 191−208.
  333. Stankiewicz A.R., Lachapelle G., Foo C.P., Radicioni S.M., Mosser D.D. Hsp70 inhibits heat-induced apoptosis upstream of mitochondria by preventing Bax translocation // J Biol Chem. 2005. Vol. 280. — P. 38 729−38 739.
  334. Starkov A.A., Chinopoulos C., Fiskum G. Mitochondrial calcium and oxidative stress as mediators of ischemic brain injury // Cell Calcium. 2004. Vol. 36. — № 3−4. — P. 257−264.
  335. Stellwagen D., Beattie E.C., Seo J.Y., Malenka R.C. Differential regulation of AMPA receptor and GABA receptor trafficking by tumor necrosis factor-a // J of Neurosci. 2005. Vol. 25. — № 12. — P. 3219−3228.
  336. Stern-Bach Y., Russo S., Neuman M., Rosenmund C. A point mutation in the glutamate binding site blocks desensitization of AMPA receptors // Neuron. 1998. Vol. 21. -P. 907−918.
  337. Strle K., Zhou J.H., Shen W.H., Broussard S.R., Johnson R.W., Freund G.G., Dantzer R., Kelly K.W. Interleukin-10 in the brain // Crit Rev Immunol. 2001. Vol. 21. -№ 5.-P. 427−449.
  338. Sun M.K., Reis D.J. Hypoxia-activated Ca2+ currents in pacemaker neurones of rat rostral ventrolateral medulla in vitro // J Physiol. 1994. Vol. 476. — P. 101−116.
  339. Sun Y., Jin K., Xie L., Childs J., Mao X.O., Logvinova A., Greenberg D.A. VEGF-induced neuroprotection, neurogenesis, and angiogenesis after focal cerebral ischemia // J Clin Invest. 2003.-Vol. 111.-P. 1843−1851.
  340. Sun Y., Ouyang Y.B., Xu L., Chow A.M., Anderson R., Hecker J.G., Giffard R.G. The carboxyl-terminal domain of inducible Hsp70 protects from ischemic injury in vivo and in vitro // J Cereb Blood Flow Metab. 2006. Vol. 26. — P. 937−950.
  341. Sutko J.L., Airey J.A., Welch W., Ruest L. The pharmacology of ryanodine and related compounds // Pharmacol Rev. 1997. Vol. 49. — № 1. — P. 53−98.
  342. Swope S.L., Moss S.J., Raymond L.A., Huganir R.L. Regulation of ligand-gated ion channels by protein phosphorylation // Adv Second Messenger Phosphoprotein Res. 1999. -Vol. 33.-P. 49−78.
  343. Tai M.H., Chang C.C., Kiupel M., Webster J.D., Olson L.K., Trosko J.E. Oct-4 expression in adult human stem cells: evidence in support of the stem cell theory of carcinogenesis // Carcinogenesis. 2005. Vol. 26. — P. 495−502.
  344. Tancredi V. Long-lasting changes in synaptic excitability induced by anoxia in the rat hippocampus // Prog Neuro-Psychopharmacol Biol Psychiat. 1997. Vol. 21. — P. 211 232.
  345. Taylor B.L., Zhulin I.B. PAS domains: internal sensors of oxygen, redox potential, and light // Microbiol Mol Biol Rev. 1999. Vol. 63. — P. 479−506.
  346. Thomlinson R., Gray L. Br. J. The histological structure of some human lung cancers and the possible implications for radiotherapy // Cane. 1955. Vol. 9. — P. 539−549.
  347. Thrower E.C., Hagar R.E. Ehrlich B.E. Regulation of Ins (l, 4,5)P3 receptor isoforms by endogenous modulators // Trends Pharmacol Sci. 2001. Vol. 22. — № 11. — P. 580−586.
  348. Terasaki M., Traverse Slater N., Fein A., Schmidek A., Reese T.S. Continuous network of endoplasmic reticulum in cerebellar Purkinje neurons // Proc Natl Acad Sci USA. 1994.-Vol. 91.-P. 7510−7514.
  349. Tsien R.W. Calcium channels in excitable cell membranes // Annu Rev Physiol. 1983.-Vol. 45.-P. 341−358.
  350. Unruh A., Ressel A., Mohamed H.G., Johnson R.S., Nadrowitz R., Richter E., Katschinski D.M., Wenger R.H. The hypoxia-inducible factor-1 is a negative factor for tumor therapy // Oncogene. 2003. Vol. 22. — P. 3213−3220.
  351. Vanhoutte P., Bading H. Opposing roles of synaptic and extrasynaptic NMDA receptors in neuronal calcium signaling and BDNF gene regulation // Curr Opin Neurobiol. 2003.-Vol. 13.-P. 366−371.
  352. Vaupel P. Tumor microenvironmental physiology and its implications for radiation oncology // Semin Radiat Oncol. 2004. Vol. 14. — P.-198−206.
  353. Verkhratsky A. Physiology and pathophysiology of the calcium store in the endoplasmic reticulum of neurons // Physiol Rev 2005. Vol. 85. — P. 201−279.
  354. L., Bockaert J., Jacque C. «Inflammatory» cytokines: neuromodulators in normal brain? // J Neurochemistry. 2000. P. 74. — P. 457−471.
  355. Vitorica J., Satrustegui J. The influence of age on the calcium-efflux pathway and matrix calcium buffering power in brain mitochondria // Biochim. Biophys. Acta. 1986. -Vol. 851,-№ 2.-P. 209−216.
  356. Walsh D.M., Selkoe D.J. Deciphering the molecular basis of memory failure in Alzheimer’s disease // Neuron. 2004. Vol. 44. — № 1. — P. 181−193.
  357. Walton P.D., Airey J.A., Sutko J.L., Beck C.F., Mignery G.A., Sudhof T.C., Deerinck T.J., Ellisman M.H. Ryanodine and inositol trisphosphate receptors coexist in avian cerebellar Purkinje neurons // J Cell Biol. 1991. Vol. 113. — P. 1145−1157.
  358. Wang G.L., Jiang B.H., Rue E.A., Semenza, G.L. Hypoxia-inducible factor 1 is a basic-helix-loop-helix-PAS heterodimer regulated by cellular O2 tension // Proc Natl Acad Sci U.S.A. 1995.-Vol. 92.-P. 5510−5514.
  359. Weir E.K., Archer S.L. The mechanism of acute hypoxic pulmonary vasoconstriction: the tale of two channels // FASEB J. 1995. Vol. 9. — P. 183−189.
  360. Weiss J.H., Sensi S.L. Ca -Zn permeable AMPA or kainate receptors: possible key factors in selective neurodegeneration // Trends Neurosci. 2000. Vol. 23. — № 8. — P. 365−371.
  361. Whitlock J.R., Heynen A.J., Shuler M.G., Bear M.F. Learning induces long-term potentiation in the hippocampus // Science. 2006. Vol. 313. — № 5790. — P. 1093−1097.
  362. Wo Z.G., Oswald R.E. Transmembrane topology of two kainate receptor subunits revealed by N-glycosylation // Proc Natl Acad Sci USA. 1994. Vol. 91. — P. 7154−7158.
  363. Woon S.J., Kim D., Yand Gwang J.B. Cellular and molecular pathways of ischemic neuronal death // J Biochem Mol Biol. 2002. Vol. 35. — № 1. — P. 67−86.
  364. Wrona D. Neural immune interactions: an integrative view of the bidirectional relationship between the brain and immune systems // J Neuroimmunol. 2006. — Vol. 172. -P. 38−58.2+ +
  365. Wyatt C.N., Peers C. Ca -activated K channels in isolated type I cells of the neonatal rat carotid body // J Physiol. 1995. Vol. 483. — P. 559−565.
  366. Yau K.W., Baylor D.A. Cyclic GMP-activated conductance of retinal photoreceptor cells // Annu Rev Neurosci. 1989. Vol. 12. — P. 289−327.
  367. Yoshioka A., Bacskai B., Pleasure D. Pathophysiology of oligodendroglial excitotoxicity // J Neurosci Res. 1996. Vol. 46. — P. 427−437.
  368. Youngson C., Nurse C., Yeger H., Cutz E. Oxygen sensing in airway chemoreceptors //Nature. 1993. Vol. 365. — P. 153−155.
  369. Zablocka B. Domariska-Janik K. Enhancement of 3H. D-aspartate release during ischemia like conditions in rat hippocampal slices: source of excitatory amino acids // Acta Neurobiol Exp (Wars). 1996. Vol. 56. — № 1. — P. 63−70.
  370. Zauner A., Daugherty W.P., Bullock M.R., Warner D.S. Brain oxygenation and energy metabolism: part biological function and pathophysiology // Neurosurgery. 2002. -Vol. 51. -№ 2. P. 289−301.
  371. Zemke D., Smith J.L., Reeves M.J., Majid A. Ischemia and ischemic tolerance in the brain: an overview // Neurotoxicology. 2004. Vol. 25. — P. 895−904.
  372. Zhang Q.G., Wang R.M., Han D., Yang L.C., Li J., Brann D.W. Preconditioning neuroprotection in global cerebral ischemia involves NMDA receptor-mediated ERK-JNK3 crosstalk // Neurosci Res. 2009. Vol. 63. — № 3. — P. 205−12.
  373. Zhu W.H., Conforti L., Czyzyk-Krzeska M.F., Millhorn D.E. Membrane depolarization in PC 12 cells during hypoxia is regulated by an 02-sensitive K+ current // Am J Physiol Cell Physiol. 1996. Vol. 271. — P. 658−665.
  374. Zhu P.J., Krnjevic K. Persistent block of CA1 synaptic function by prolonged hypoxia // Neuroscience. 1999. Vol. 90. — № 3. — P. 759−770.
  375. Turovskaya М. V., Turovsky Е.А., Zinchenko V.P., Levin S.G., Shamsutdinova A.A., Godukhin
  376. О. V. Repeated brief episodes of hypoxia modulate the calcium responses of ionotropic glutamate receptors in hippocampal neurons. Neurosci. Lett., 2011. Vol. 496 (№ 1): 11−14.
  377. М.В., Кононов A.B., Туровский Е. А., Зинченко В. П. Избирательная гибель гамкергических нейронов при действии кратковременных эпизодов гипоксии. «Экспериментальная и теоретическая биофизика '12», Пущино 2012стр
  378. М.В., Туровский Е. А., Зинченко В. П. интерлейкин-10 препятствует появлению признаков постгипоксической гипервозбудимости в нейронах гиппокампа. «Экспериментальная и теоретическая биофизика '12», Пущино 2012 стр.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!