Бактериальные системы рестрикции-модификации IIS типа: структура оперонов, клонирование и изучение свойств ДНК-метилтрансфераз

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Содержание

СПИСОК ОСНОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ
ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. Бактериальные системы рестрикции-модификации и структура их оперонов
  - 1. 1. Распространенность систем рестрикции-модификации в бактериях
  - 1. 2. Защитная функция систем рестрикции-модификации
  - 1. 3. Другие возможные функции систем рестрикции-модификации
  - 1. 4. Типы систем рестрикции-модификации
    - 1. 4. 1. Системы рестрикции-модификации типа I
    - 1. 4. 2. Системы рестрикции-модификации типа II
    - 1. 4. 3. Системы рестрикции-модификации типа IIS
    - 1. 4. 4. Системы рестрикции-модификации типа III *
    - 1. 4. 5. Другие системы рестрикции-модификации
  - 1. 5. Структура оперонов РМ-систем
  - 1. 6. Структура оперонов РМ-систем типа IIS
  - 1. 7. Строение и свойства ДНК-метилтрансфераз РМ-систем типа II
    - 1. 7. 1. SAM-зависимое ферментативное метилирование
    - 1. 7. 2. Первичная структура ДНК-метилтрансфераз
    - 1. 7. 3. Пространственная структура ДНК-метилтрансфераз
    - 1. 7. 4. Субстратная специфичность ДНК-метилтрансфераз типа II
      - 1. 7. 4. 1. Субстратная специфичность ДНК-метилтрансфераз типа IIP
      - 1. 7. 4. 2. Субстратная специфичность ДНК-метилтрансфераз типа IIQ и
      - 1. 7. 4. 3. Неспецифическая активность ДНК-метилтрансфераз типа II
  - 1. 8. Механизмы реакций метилирования ДНК и биохимические свойства ДНК-метилтрансфераз
    - 1. 8. 1. Механизм катализа аминометилаз
    - 1. 8. 2. Метилирование эндоциклического С5-атома цитозина
    - 1. 8. 3. Биохимические свойства ДНК-метилтрансфераз типа II
    - 1. 8. 4. Кинетические свойства ДНК-метилтрансфераз типа II

Бактериальные системы рестрикции-модификации IIS типа: структура оперонов, клонирование и изучение свойств ДНК-метилтрансфераз (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность исследования. Ферментативное метилирование ДНК, осуществляемое сайт-специфическими ДНК-метилтрансферазами (в дальнейшем ДНК-метилазами или просто метилазами), является наиболее распространённой формой модификации. ДНК и вовлечено в широкий спектр важнейших биохимических процессов в живых организмах. Значительная, часть метилаз микроорганизмов является составной частью бактериальных систем рестрикции-модификации (РМ-систем), которые, как правило, включают эндонуклеазу (рестриктазу) и метилазу с одинаковой субстратной специфичностью, т. е., узнающих одну и ту же короткую последовательность ДНК, называемую последовательностью узнавания или сайтом узнавания. При этом метилаза переносит метальную группу на цитозин или аденин узнаваемой последовательности, предотвращая, таким образом, гидролиз бактериальной ДНК собственнойрестриктазощ которая не способна расщеплять модифицированный таким образом сайт узнавания, но расщепляет чужеродную немодифицированную ДНК. Существует несколько типов РМ-систем^ (типы 1−1У), но" абсолютное большинство описанных РМ-систем относятся к наиболее простому типу (тип II) и имеют так называемый палиндромиый сайт узнавания, т. е., сайт, имеющий симметрию вращения второго порядка. К ним относятся хорошо * известные РМ-системы А1и (сайт узнавания 5'-АССТ-3'), РзИ (5'-СТССАО-3'), Тад! (5'-ТСОА-3'), ХЬа (5'-ТСТАОА-З') и многие другие.

Чем больше открывалось новых ферментов рестрикции-модификации и чем глубже изучалась их генетическая организация и механизм действия, тем больше возникало сомнений в том, что защита ДНК клетки-хозяина — единственная функция РМ-систем. Более того, последние работы по определению первичной структуры ДНК целого ряда микроорганизмов выявили наличие в бактериальных клетках не одной (как ранее предполагалось), а целого набора генов ДНК-метилтрансфераз [97, 120, 262], что поднимает вопрос о роли такого каскада метилаз для функционирования клетки. На сегодня считается установленным, что роль РМ-систем не ограничивается защитной функцией, и они принимают активное участие в других клеточных процессах. Показано, что метилирование в бактериях играет важную роль в репликации и репарации ДНК, а также, по некоторым данным, в регуляции экспрессии генов. Кроме того, в ряде случаев было установлено, что* патогенность бактериальных штаммов связана" с метилированием собственной ДНК.

Важность функций биологического метилирования ДНК делают актуальными как изучение строения РМ-систем в целом, так и свойств ДНК-метилтрансфераз. Пристальный интерес исследователей к ДНК-метилтрансферазам обусловлен сравнительной простотой организации этих ферментов, их разнообразной и высокой субстратной, специфичностью, а также доступностью большого количества клонированных и выделенных ферментов [8]. Исследование бактериальных метилаз позволяет понять молекулярные механизмы действия эукариотических метилаз, более сложных и менее доступных для исследования объектов.

Ферменты РМ-систем входят также в ряд наиболее удобных модельных объектов в молекулярной биологии для исследования проблем белок-нуклеинового взаимодействия в. целом [51]. В последнее время интерес исследователей' привлекают бактериальные РМ-системы, имеющие несимметричный сайт узнавания. Как правило, рестриктазы таких РМ-систем расщепляют ДНК в стороне от сайта, узнавания, в связи с чем они и были названы ферментами рестрикции-модификации типа IIS (от слова shiftсдвиг). РМ-системы типа IIS были открыты существенно позднее остальных, и потому их изученность значительно отстает от других ферментов типа II, касается ли это их белковой структуры, механизма узнавания или строения оперонов соответствующих РМ-систем.

Цель настоящей работы заключалась в изучении структуры оперонов бактериальных систем рестрикции-модификации типа IIS и отдельных генов метилаз, входящих в эти РМ-системы, сравнительном анализе аминокислотных последовательностей ДНК-метилтрансфераз РМ-систем IIS типа, изучении свойств и субстратной специфичности ДНК-метилтрансфераз бактериальных РМ-систем типа IIS.

В задачи исследования входило:

1 .Определение нуклеотидной последовательности и организации оперонов трех систем рестрикции-модификации IIS типа: AS/F5I (сайт узнавания 5'-GGATG-3'), Faul (5'-CCCGC-3'), SfaNl (5'-GCATC-3').

2.Сравнительное изучение первичной структуры ДНК-метилаз РМ-систем типа IIS BstF5l, Faul, SfaNl и определение типа каждого фермента и метилируемого им основания.

3.Клонирование генов ДНК-метилтрансфераз Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I, M4. BstF5I в составе экспрессирующего вектора и получение гомогенных препаратов данных ДНК-метилтрансфераз.

4.Установление субстратной специфичности клонированных ДНК-метилтрансфераз Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I, M4. BstF5I.

5.Определение оптимальных условий метилирования ДНК клонированными ферментами и установление кинетических параметров реакции метилирования олигонуклеотидных дуплексов и ДНК фага лямбда.

6. Сравнительный анализ кинетических параметров реакции метилирования природных субстратов ДНК-метилтрансферазами типа IIS и метилазами, модифицирующими палиндромные сайты узнавания.

Научная новизна

Впервые описана система рестрикции-модификации, содержащая четыре гена ДНК-метилтрансфераз, узнающих один и тот же сайт. Проведено определение полной нуклеотидной последовательности оперона РМ-системы BstF5l из Bacillus stearothermophilus F5, содержащего четьдре однонаправленных и расположенных друг за другом гена ДНК-метилтрансфераз Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I и M4. BstF5I и ген эндонуклеазы рестрикции R. BstF5I, направленный им навстречу.

Впервые описана система рестрикции-модификации, в которой ген рестриктазы расположен между генами метилаз. Установлена нуклеотидная последовательность РМ-системы Faul из Flavobacterium aquatile. Оперон РМ-системы Faul состоит из однонаправленных гена контрольного белка, гена первой ДНК-метилтрансферазы Ml. Faul, гена эндонуклеазы рестрикции и-гена второй ДНК-метилазы M2.FauI.

Впервые описана система рестрикции-модификаци. SfaNl из Streptococcus faecalis ND547 и проведено клонирование всего оперона РМ-системы «S/arNI, содержащего однонаправленные и расположенные последовательно ген метилазы и ген рестриктазы SfaNI.

Проведен сравнительный анализ аминокислотной последовательности клонированных ДНК-метилтрансфераз РМ-систем IIS типа между собой и с другими метилазами с известной структурой. Определен тип каждой метилазы РМ-систем A? iF5I, Faul и SfaNI и изучена их субстратная специфичность.

Определены оптимальные условия реакции метилирования ДНК клонированными ферментами Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I и M4. BstF5I.

Установлены кинетические параметры реакции метилирования природных ДНК и олигонуклеотидных дуплексов ферментами Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I и M4. BstF5I.

Показано, что коэффициент специфичности {kcJKm днк) большинства ДНК-метилтрансфераз, узнающих палиндромные сайты узнавания, более чем в 100 раз превышает значение этого параметра у ферментов IIS типа.

Теоретическая и практическая значимость

В результате работы исследованы новые системы рестрикции-модификации IIS типа из штаммов Bacillus stearothermophilus F5, Flavobacterium aquatile и Streptococcus faecalis ND547.

Проведенное детальное изучение свойств ДНК-метилтрансфераз, входящих в состав РМ-систем IIS типа с множеством метилаз, вносит новый вклад во всестороннее исследование процессов метилирования ДНК и роли ДНК-метилтрансфераз в бактериальной клетке, способствует более глубокому пониманию феномена рестрикции-модификации в частности и эволюционных аспектов развития микроорганизмов в целом.

Получение штаммов-продуцентов четырех ДНК-метилтрансфераз системы рестрикции-модификации BstFSl, двух ДНК-метилтрансфераз системы рестрикции-модификации Faul, ДНК-метилтрансферазы M. SfaNI расширяет генно-инженерный и аналитический инструментарий при изучении геномных ДНК и исследовании их взаимодействия с белками и ферментами нуклеинового обмена. В частности, ДНК-метилтрансфераза M3. BstF5I входит в список продуктов, реализуемых компанией «СибЭнзим» [207], и была использована при исследовании процессивности взаимодействия ферментов с ДНК [44- 93].

Основные положения, выносимые на защиту:

— Оперон РМ-системы As^F5I из Bacillus stearothermophilus F5 содержит четыре однонаправленных и расположенных друг за другом гена ДНК-метилтрансфераз Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I и M4. BstF5I и ген эндонуклеазы рестрикции R. BstF5I, ориентированный навстречу. РМ-система с четырьмя генами ДНК-метилтрансфераз, узнающих один и тот же сайт, описана впервые.

— Оперон РМ-системы Faul из Flavobacterium aquatile состоит из однонаправленных генов контрольного белка, первой ДНК-метилтрансферазы Ml. Faul, эндонуклеазы рестрикции и второй ДНКметилазы M2.FauI. Такое необычное строение оперона с наличием гена контрольного белка перед геном метилазы и расположением гена рестриктазы между генами метилаз обнаружено впервые.

— Система рестрикции-модификации SfaN1 из Streptococcus faecalis ND547 состоит из однонаправленных генов ДНК-метилтрансферазы и эндонуклеазы рестрикции.

— ДНК-метилтрансферазы Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I и M4. BstF5I являются К6-аденин-ДНК-метилтрансферазами, при этом M2. BstF5I и M3. BstF5I относятся к альфа типу, Ml. BstF5I принадлежит бета типу, а M4. BstF5I имеет первичную структуру дельта типа.

— Субстратная специфичность клонированных Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I, M4. BstF5I имеет следующие отличия:

— Ml. BstF5I и M3. BstF5I узнают и модифицируют верхнюю цепь сайта 5'-GGATG-3', тогда как M2. BstF5I и M4. BstF5I метилируют нижнюю цепь этого сайта;

— Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M4. BstF5I метилируют только установленный сайт узнавания, тогда как M3. BstF5I модифицирует также сайт 5'-GGATC-3' с ксаХв 20 раз меньше.

— Ферменты Ml. BstF5I и M4. BstF5I предпочтительно модифицируют полуметилированный дуплекс и, вероятно, участвуют в пострепликативном метилировании вновь образованной ДНК.

— Коэффициент специфичности (ксat/Km днк) большинства ДНК-метилтрансфераз, узнающих палиндромные сайты, более чем в 100 раз превышает значение этого параметра у ферментов IIS типа.

ВЫВОДЫ

1. Определена нуклеотидная последовательность оперонов трех систем рестрикции-модификации IIS типа: As^F5I (сайт узнавания 5'-GGATG-3'), Faul (5'-CCCGC-3') и SfaNl (5'-GCATC-3'): а) установлено, что оперон РМ-системы AstF5I из Bacillus stearothermophilus F5 содержит четыре однонаправленных и расположенных друг за другом гена ДНК-метилтрансфераз Ml. BstF5I, M2. BstF5I, M3. BstF5I и M4. BstF5I и ген эндонуклеазы рестрикции R. BstF5I, ориентированный навстречу. РМ-система с четырьмя генами ДНК-метилтрансфераз, узнающих один и тот же сайт, описана впервыеб) показано, что оперон РМ-системы Faul из Flavobacterium aquatile состоит из однонаправленных гена контрольного белка, гена первой ДНК-метилтрансферазы Ml. Faul, гена эндонуклеазы рестрикции и гена второй" ДНК-метилазы M2.FauI. Такое необычное строение оперона с наличием гена контрольного белка перед геном метилазы и расположением гена л рестриктазы между генами метилаз обнаружено впервыев) выявлено, что РМ-система S/aNI из Streptococcus faecalis ND547 состоит из однонаправленных и последовательно расположенных генов метилазы и рестриктазы.

2. Проведен сравнительный анализ аминокислотной последовательности клонированных ДНК-метилтрансфераз РМ-систем IIS типа между собой и с другими метилазами с известной структурой: а) установлено, что Ml. BstF5I принадлежит к бета-типу, M2. BstF5I и M3. BstF5I относятся к альфа-типу и M4. BstF5I представляет дельта-тип К6-аденин-ДНК-метилтрансфераз. При этом, M2. BstF5I и M3. BstF5I гомологичны Си N-концевым доменам, соответственно, ДНК-метилтрансферазы FokI, также узнающей сайт 5'-GGATG-3'- б) показано, что ДНК-метилтрансферазы Ml. Faul и M2. FauI имеют все 10 консервативных доменов, характерных для С5-ДНК-метилтрансфераз, и проявляют максимальную гомологию с ДНК-метилтрансферазами, 1 узнающими ОС-богатые сайтыв) выявлена высокая гомология и С-концевых частей ДНК-метилтрансферазы М^аМ с ферментами М2. Вб1191 и М1. Вз1:191, соответственно, имеющими такой же сайт узнавания 5'-ОСАТС-3'.

3. Проведено клонирование ДНК-метилтрансфераз. М1. Вз1Р51, М2. В81Р51, МЗ. Вз1Р51 и М4. Вз1Р51 в составе экспрессирующего вектора и получены гомогенные препараты данных ДНК-метилтрансфераз с молекулярным весом 26, 35, 41 и 44 кДа, соответственно.

4'. Изучена субстратная специфичность клонированных ферментов и показано, что: а) М1. Вз1Р51 и МЗ. Вз1Р51 узнают и модифицируют верхнюю цепь сайта узнавания 5'-ООАТО-3', тогда как М2. Вз1Р51 и М4. Вз1Р51 метилируют нижнюю цепь этого сайтаб) М1. В81Р51, М2. Вз1Р51 и М4. Вз1Р51 метилируют только установленный сайт узнавания, тогда как МЗ. В81Р51 модифицирует не только канонический сайт 5'-СОАТО-3', но и сайт 5'-ООАТС-3', однако ксм такой реакции меньше в 20 раз, а коэффициент специфичности (ксйХ/Кт днк) меньше в 400 раз.

5. Определены оптимальные условия реакции метилирования ДНК клонированными ферментами. Показано, что ДНК-метилтрансферазы М1. Вз1Р51, М2. Вз1Р51 и М4. Вб1Р51'проявляют максимальную активность при 55 °C, тогда как МЗ. Вз1Р51 — при 60 °C. Оптимальным значением рН для М4. Вз1Р51 является 8,7, тогда как для остальных ферментов оптимум лежит в диапазоне 7,5−8,0. Активность всех ферментов ингибируется при концентрации №С1 выше 50 мМ.

6. Установлены значения кинетических параметров ксаХ и Кт для ферментов М1. Вз1Р51, М2. В81Р51, МЗ. Вз1Р51 и М4. Вз1Р51 в реакции метилирования ДНК: а) при модификации ДНК фага лямбда ксаt для M3. BstF5I составляет 0,24 мин" 1, тогда как для остальных ферментов эта величина варьирует от 1 до 2-, 6 обратной минуты. Кт^НК в случае ферментов Ml. BstF5I и M3. BstF5I составляет 0,11 мкМ, тогда как для других ферментов варьИрУет от 0,68 до 1,29 мкМб) для олигонуклеотидных дуплексов, содержащих полуметилированный и нативный сайт узнавания, отношение коэффициентов специфичности (Аса/Кт" 4111^ в реакции модификации полуметилированного дуплекса в парах ферментов Ml. BstF5I/ M3. BstF5I и M4. BstF5I/ M2. BstF5I составляет 8,6 и 7, соответственно. Ферменты Ml. BstF5I и M4. BstF5I предпочтительно модифицируют полуметилированный дуплекс, чт0 указывает на их участие в пострепликативном метилировании вновь образованной ДНК.

7. Показано, что коэффициент специфичности (kcaJ.Km днк) ферментов

IIS типа в реакции модификации протяженных природных ДНК варьирУеТ от

0,77 до 8,91 мкМ'^мин" 1, тогда как у большинства ферментов, имеЮШих

1 -1 палиндромный сайт узнавания, этот параметр превышает 1000 мкМ мин •

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Как следует из литературного обзора, количество изученных РМ-систем типа IIS значительно меньше, чем палиндромных РМ-систем-. Видимо, с этим связано и небольшое разнообразие выявленных структур оперонов РМ-систем типа IIS, и отсутствие регуляторных элементов типа контрольных белков в этих оперонах. Изучение, новых РМ-систем типа IIS, позволит расширить наши, знания о структуре оперонов и выявить новые элементы в организации и строении РМ-систем типа IIS.

В литературе приведены отрывочные данные по субстратной специфичности метилаз РМ-систем типа IIS, при этом, как видно из таблицы 1.9, во многих случаях не установлено, какое основание в сайте узнавания метилируется, а в некоторых случаях неясно даже, какие метилазы какие цепи узнаваемой последовательности модифицируют. Кинетические исследования метилаз типа IIS посути не проводились, так как опубликованы кинетические параметры, только одного фермента. FokI (5'-GGATG-3') и отдельно его Nи С-доменов, однако эти домены были модифицированы и к ним «пришиты» гистидиновые пептиды, которые в силу существенного положительного заряда могут в значительной степени искажать истинные кинетические параметры.

Таким образом, исследования свойств метилаз типа IIS позволят установить свойства этих практически неизученных ферментов и сравнить их со свойствами ДНК-метилаз палиндромных ферментов, которые исследованы достаточно хорошо.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.1. МАТЕРИАЛЫ

Трис-(гидроксиметил)аминометан, ЭДТА, бромистый этидий, бромфеноловый синий, гепарин-сефароза, ДТТ, PMSF, глицерин. -производства «Sigma», СШАакриламид,'КН2Р04, ампициллин («Helicon», Россия) — бисакриламид, додецилсульфат натрия- (SDS) («Fluka AG», Швейцария) — агароза («Hybaid-AGS», Германия) — 2-меркаптоэтанол, Тритон* Х-100- («ICN», США) — лизоцим («Serva», Германия) — S-аденозилметионин, [ Н-метил]-8-аденозилметионин (15 Ки/ммоль) — производства «Amersham», СШАтриптон* и* дрожжевой экстракт — производства «Difco», СШАгидроксилапатит («BioRad», США) — ватман ЗММ* фосфоцеллюлоза* Р-11 («Whatman», Англия).

Остальные реактивы российских, производителей, марки ОСЧ.

В работе были использованы бактериальные, штаммьь Bacillus stearothermophilus F5, Flavobacterium aquatile, Streptococcus faecalis ND547 из коллекции—штаммов НПО «СибЭнзим» (Новосибирск, Россия), Escherichia coli JM109- Escherichia coli RRI (New England-Biolabs, США). Бактериальные клетки-выращивали на среде Луриа-Бертани-(LB) [14].

Препараты ДНК фага-, X (dam7, dem-) и плазмидных ДНК, олигодезоксирибонуклеотиды, эндонуклеазы рестрикции, фрагмент Кленова ДНК-полимеразы I Е. coli, ДНК-лигаза, полинуклеотидкиназа. фага Т4, щелочная фосфатаза, dNTPTaq-ДНК-полимераза, маркеры молекулярных весов1 ДНК — производства НПО «СибЭнзим» Новосибирск.

В работе были использованы плазмидные ДНК: pUC19[270], pBR322 [84], рМТЬ22 [239], pACYC 184' [68], pJW2 [146].

2.2. МЕТОДЫ

2.2.1 Получение препаратов ДНК

Выделение плазмидной ДНК проводили щелочным методом [15]. Колонию бактерий инокулировали в среду LB, содержащую 50 мкг/мл ампициллина, и выращивали на термостатированной воздушной качалке при о

37 С в течение ночи. Для выделения аналитического количества плазмидной

ДНК использовали 5 мл, а для препаративноговыделения — 50 мл* бактериальной, культуры.

Хромосомные ДНК штаммов Bacillus stearothermophilus F5, Flavobacterium aquatile, Streptococcus faecalis ND547 выделялипо" методу СЛ. Смит и соавт. (1988) [209]*

2.2.2. Трансформация компетентных клеток плазмидной ДНК

Компетентные клетки E. coli RR1 готовили по методу, описанному в

16]'. Для> трансформации использовали 200 мкл свежеразмороженных компетентных клеток, к которымдобавляли- 5−10 нг плазмиднойДНК в буфере ТЕ (10мМ<�Трис-НС1- Ь мМ>ЭДТА, р№ 7,0). Смесь выдерживали во льду влечение 30 мин, затем проводили тепловой шок в водяной" бане при: 42 °C в течение 90 с. После быстрого охлаждения во льду смесь. инкубировали 15 мин при комнатной-температуре и высевали на селективную среду LB с ампициллином (50 мкг/мл).

2.2.3. Постановкаферментативных реакций

Реакцию гидролиза ДНК эндонуклеазами рестрикции, лигирование ДНК, обработку фрагментом Кленова ДНК полимеразы I проводили по стандартной схеме согласно рекомендациям' фирмы-изготовителя. (НПО «Сибэнзим»).

Полимеразную цепную реакцию (ПЦР) проводили в" условиях, подобранных для каждой пары праймеров отдельно, на приборе «Терцик» («ДНК-Технология»).

При постановке электрофореза' в агарозном геле* следовали рекомендациям, изложенным в руководстве «Электрофорез и разделение биологических молекул» [5]. Электрофоретическое разделение проводили при напряженности поля 10 В/см. Детекцию ДНК проводили на трансиллюминаторе «Biometra» с использованием длинноволнового УФизлучения. Для экстракции ДНК участки агарозного геля, содержищие нужные фрагменты ДНК, вырезали, помещали в пробирку. Экстракцию проводили с использованием наборов Qiagen — «MinElute Gel Extraction Kit».

Электрофоретическое разделение белков осуществляли согласно методическим указаниям [149]. Электрофоретическое разделение белков проводили при напряженности поля 15−29 В/см.

2.2.4. Метод селективной супрессии полимеразной цепной реакции

Для идентификации неизвестных участков бактериальных ДНК использовали метод «прогулки по хромосоме» [39].

Данный метод основан на эффекте селективной супрессии полимеразной цепной реакции с использованием супрессионного адаптора, адапторного амплификационного праймера и генспецифического праймера. СС ПЦР состоит в ингибировании амплификации молекул ДНК, фланкированных инвертированными концевыми повторами (ИКП). Генспецифические праймеры конструируются на основе известной структуры ДНК и позволяют «прогуливаться» по геному в 3'- или 5'-сторону в зависимости от выбранного направления праймера. %

Последовательность проведения СС ПЦР:

Геномная ДНК обрабатывается эндонуклеазой рестрикции, образующей при гидролизе тупые концы, поскольку в этом случае возможно универсальное использование супрессионных адапторов, также имеющих тупой конец.

— Фрагменты геномной ДНК лигируются с псевдодвуцепочечным (супрессионным) адаптором:

51-GCGTGAAGACGACAGAAAGGGCGTGGTGCGGAGGGCGGT-3'

3'-CGCCTCCCGCCA-5' Один из концов адаптора также является «тупым», а другой представляет собой 5'-выступающий одноцепочечный участок длиной 27 нуклеотидов, предназначенный для связывания адапторного праймера

— полученные фрагменты ДНК используются в реакции ПЦР с адапторным и специфичным праймером.

Супрессия ПЦР достигается за счет использования адапторного праймера, более короткого по длине, чем адаптор, и способного гибридизоваться с этим адаптором. На каждом цикле ПЦР после денатурации в процессе охлаждения образца внутримолекулярная гибридизация^ ИКП супрессионного адаптора (самоотжиг) происходит раньше, чем, отжиг адапторного праймерапоскольку температура самоотжига ИКП. выше температурыотжига1 праймера. Приэтом формируется, структура типа «сковородки», закрывающая ¡-сайт посадки адапторного праймера.

В результате селективно амплифицируютсятолькоте молекулы, которые содержат сайт для «отжига» специфичного праймера. Амплификация. молекул, не содержащих такой сайт, подавляется.

2:2.5- Определение нуклеотидных последовательностей

Нуклеотидную последовательность генов 6s7F5IM Г, Z"/F5IM2, ?5/F5IM3 из Bacillus stearothermophilus F5, выявленных ОРТ из Flavobacterium aquatile и Streptococcus faecalis* ND547 определяли методом A. Mi Максама и В. Гилберта [159, 160]: ПЦР-продукгы, полученные методом селективной' супрессии полимеразной цепной реакции, секвенировали на приборе «Prism 310 Genetic Analyzer» с использованием набора «BigDye Terminator v3.1 Cycle Sequencing Kit» (Applied Biosystems).

Анализ данных секвенирования проводили с использованием программы Chromas 2.22 (Technelysium Pty Ltd)1.

2.2.6. Экспрессия генов ДНК-метилтрансфераз

Гены ДНК-метилтрансфераз были получены методом ПЦР, где использовалась геномная ДНК В. stearothermophilus F5 в качестве матрицы и праймеры, рассчитанные для каждого гена отдельно (см. главу 3.4). Полученные фрагменты ДНК встраивали в экспрессирующий вектор pJW2 [146] по сайтам рестрикции FauNDLn BamHI.

Колонии, содержащие целевые плазмиды, засевали в пробирки с 5 мл бульона LB (1% триптон, 0,5% дрожжевой экстракт, 0,5% NaCl, pH 7,0−7,3), содержавшего 50 мкг/мл ампициллина. Клетки растили на термостатированной воздушной качалке при 30 °C и 140 об/мин в течение ночи. Затем из этих пробирок отбирали по 200 мкл культуры и переносили в пробирки с 5 мл свежей^{селективной,} среды-с тем же антибиотиком. Культуру растили, на качалке при, 30 °C и 140 об/мин в течение 3 ч, а затем проводили^ термоиндукцию втечение 4 ч* при> 42 °C. Клетки осаждали центрифугированием.

Принаработке биомассы использовали 0,5-литровые флаконы со 100 мл питательной среды. 5 мл инокулята культуры, выросшей при 30 °C за ночь, засевали во флакон со 100 мл питательного бульона LB, содержавшего 100 мкг/мл ампициллина. Клетки' подращивали на термостатированной воздушной качалке при 30 °C и 130 об/мин в течение примерно 3 ч до средней логарифмической фазы: Затем проводили термоиндукцию в течение." 4 ч при 42 °C. Клетки собирали центрифугированием при, 6000 об/мин в течение 30 мин на центрифуге J2−21 («Beckman», США). Хранили биомассу при температуре -20°С.

Получение гомогенных препаратов рекомбинантных ДНК-метилтрансфераз проводилось путем последовательной хроматографии на гидроксилапатите, фосфоцеллюлозе Р-11, гепарин-сефарозе совместно с сотрудниками НПО «Сибэнзим».

2.2.7. Определение биохимических свойств препаратов ДНК-метилтрансфераз

Измерение температурной, pH-зависимости и влияние концентраций ионов К+ и Na+ на активность метилаз определяли в реакциях метилирования ДНК фага X (darrf, dem") по количеству включенных [3Н-СН3]-групп. В эксперименте по, определению оптимальной температуры реакционный буфер содержал 100 мМ Трис-НС1, 1 мМ ЭДТА, 1 мМ ДТТ, 0,2 мг/мл бычьего сывороточного альбумина и 5% глицерина. Реакцию проводили в диапозоне температур от 25 °C до 65 °C в течение 15 мин.

Подбор оптимальной величины рН проводили в диапазоне значений от 4 до 11. Время реакции 20 мин. Реакционная смесь содержала 50 мМ Трис-НС1 (для значений рН от 7 до 11) или цитратно-фосфатный буфер (для рН от 4 до 7), 1 мМ ЭДТА, 1 мМ ДТТ.

Для определения оптимальных солевых условий использовали три концентрации №С1 и КС1: 50, 100 и 150 мМ в реакционном буфереа также стандартный буфер без добавления солей для контроля. Концентрация БАМ составляла 5 мкМ, концентрации ферментов М1. В8?Р51, М2. Вз1Р51, МЗ. Вб1Р5Г и МЗ. Вб1Р51 составляли 12 нМ, 8 нМ, 90 нМ, 57 нМ соответственно. Подбирали оптимальное значение рН для каждого фермента. Время реакции

— 20 минут.

2.2.8. Определение стационарных кинетических параметров реакций, катализируемых ДНК-метилтрансферазами

Использовали стандартную методику регистрации переноса метилтрансферазой на ДНК-субстрат от 8-аденозил-Ь-метионина радиоактивно меченой СН3-группы. Реакции метилирования проводили при оптимальной для каждой ДНК-метилтрансферазы температуре. Реакционная смесь для проведения реакции метилирования содержала 100 мМ Трис-НС1 (подбиралось оптимальное значение рН для каждой метилазы), 1 мМ ЕБТА, 1 мМ ДТТ, 0,2 мг/мл бычьего сывороточного альбумина и 5% глицерина. Конечный объём реакционной смеси, концентрации субстратов и фермента варьировали в зависимости от условий эксперимента. Время подбирали таким образом, чтобы обеспечить измерение начальных скоростей реакций. В качестве субстрата использовали ДНК фага X, а при расчете концентраций

— концентрации участков метилирования, получаемые умножением молярной концентрации ДНК на число потенциальных участков модификации

Через определенные интервалы времени из реакционных смесей отбирали аликвоты и наносили на фильтры DE81 («Whatman», 1×1 см). Для учёта слабой фоновой радиоактивности, обусловленной остаточным количеством (после процедуры отмывки фильтров) неспецифически сорбированного [ H-CH3]-SAM, параллельно наносили на фильтры аликвоты аналогичных смесей, в которых отсутствовал фермент. Фильтры промывали трижды раствором 0,02 М NH4HC03, дважды водойи один раз, 75% о этанолом* после чегофильтры высушивали и считал и-их Н-радиоактивность в толуольном. сцинтилляторе при. помощи счетчика радиоактивности. «Searle Mark III». Расчётные концентрации [3H-GH3]-групп, включенных в ДНК, в пределах 5−8% совпадали с концентрацией остатков дезоксиаденозина, способных метилироваться. Эксперименты повторяли не менее 2 раз.

2.2.9. Статистическая обработка результатов, ианализ аминокислотных последовательностей

Параметры функций, соответствующих кинетическим ¡-моделям, вычисляли, с использованием регрессионного анализапроводимого с помощью программы Origin 5.0 (Microcal, США) [177]. Каталитическую константу и константу Михаэлиса определяли регрессионным анализом функции Михаэлиса, описывающей экспериментальные данные, с помощью минимизации величины %2.

Для выявления открытых рамок трансляции использовалась программа Vector NTI v.4.10 (InforMax, Inc). Множественное выравнивание аминокислотных последовательностей проводили с помощью программы BioEdit 7.0.5 с параметрами по умолчанию [53]. Аминокислотные последовательности, использованные для сравнения, взяты из баз данных GenBank [116] и REBASE [240].

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ 3.1. Определение структуры оперона РМ-системы BstF5I

Одной из наиболее интересных задач представлялось клонирование генов системы рестрикции-модификацииIIS типа бактериального штамма Bacillus stearothermophilus F5, узнающей непалиндромную последовательность узнавания 5'-GGATG-3' и расщепляющей ее в положении 2/0. Штамм-продуцент данной РМ-системы был выделен из природных изолятов в 1996 году [58].

РМ-система Bst?5l имеет одинаковый сайт узнавания с хорошо изученными РМ-системами FokI [156] из штамма Flavobacterium okeanokoites, и Stsl [78] из штамма Streptococcus sanguis 54, однако R. Fokl расщепляет ДНК в положении 9/13, a R. StsI в положении 10/14.

На первом этапе были получены геномные библиотеки ДНК штамма 2faiF5I по нескольким рестриктазам. Затем, основываясь на методе, впервые предложенном в работе П. Венецианера и соавт. (1983) [218] и впоследствии названом «hungarian trick», были получены плазмиды, несущие гены Z"/F51 ДНК-метилтрансфераз.

3.1.1. Получение геномной библиотеки по R. Ksp22I и плазмиды pF5-l Первую геномную библиотеку штамма бактерии Bacillus stearothermophilus F5 получали по методу Е. Р. Забаровского и P.JI. Алликметса (1989) [11]. ДНК В. stearothermophilus F5 гидролизовали эндонуклеазой рестрикции Ksp221 (сайт узнавания 5'-TAGATCA-3'), и образовавшиеся липкие концы достраивали двумя нуклеотидами dATP* и dGTP с помощьюфрагмента Кленова ДНК-полимеразы I. Векторную плазмиду pMTL22 линеаризовали рестриктазой Sali (сайт узнавания 5'-GATCGAC-3'), и образовавшийся липкий конец достраивали двумя нуклеотидами dCTP и dTTP с помощью фрагмента Кленова. Полученные в результате достройки вектор и фрагменты геномной ДНК имели липкие концы 5'-GA-3' и 5'-ТС-3', соответственно, и эффективно сшивались друг с другом. Клетки Е. coli RRI трансформировали полученной лигазной смесью, выделяли суммарную плазмидную ДНК и обрабатывали ее эндонуклеазой рестрикции BstF5I. Продуктами гидролиза суммарной плазмиды. трансформировали клетки Е. coli RRI и получили 12 клонов, несущих плазмиды, устойчивые к расщеплению ферментом R. BstF5I. Рестрикционное картирование показало, что полученные плазмиды идентичны и содержат вставку размером около 2250 п.н. Плазмида была названа pF5-l. Последовательность клонированного фрагмента ДНК определяли с помощью метода A.M. Максама и В. Рилберта [159, 160], и. в ней была обнаружена открытая рамка считывания" длиной 780 п.н.

3.1.2. Получение геномной библиотеки по R. AluI и плазмиды pF5−21

Для получения второй геномной библиотеки проводили частичный гидролиз ДНК В. stearothermophilus F5 эндонуклеазой-рестрикции Alul (сайт узнавания 5'-AGACT-3'). Полученные фрагменты с помощью лигазной сшивки встраивали в плазмиду pMTL22, обработанную R.Smal. Клетки Е. coli RRI трансформировали лигированными ДНК, выделяли суммарный пул плазмид и обрабатывали эндонуклеазойрестрикции BstF5I. После трансформации Е. coli RRI продуктами гидролиза получили два клона, несущие плазмиды, устойчивые к расщеплению ферментом R. BstF5I. Рестрикционное картирование показало, что полученные плазмиды идентичны и содержат вставку размером около 1200 п.н. Плазмида была названа pF5−21. Последовательность клонированного фрагмента ДНК определяли с помощью метода A.M. Максама и В: Гилберта.

3.1.31 Получение' геномной библиотеки поR. BstX2I и' плазмиды pF5−32

При получении третьей геномной библиотеки использовали частичный гидролизат хромосомной ДНК В. stearothermophilus F5 эндонуклеазой рестрикции BstX2I (сайт узнавания 5'-R'GATCY-3'). Полученные фрагменты геномной ДНК и плазмиду pMTL22, линеаризованную R. BamHI, сшивали

ДНК-лигазой. Лигазные сшивки проводили в различных соотношениях, фрагментов и вектора: 1/1, 2/1, 4/1. По окончании реакции лигирования лигазные смеси объединяли.

Компетентные клетки Е. coli RRI трансформировали аликвотой суммарной лигазной смеси и высевали на агаризованную среду LB с ампициллином. Выросшие колонии объединяли и проводили выделение суммарной плазмидной ДНК. Полученный препарат суммарной плазмидной ДНК обрабатывали эндонуклеазой рестрикции BstF5I и проводили повторную трансформацию. 48 клонов из выросших 120 были проанализированы с помощью рестрикционного анализа. Рестрикционный анализ показал, что восемь выделенных плазмидных ДНК содержат идентичные вставки длиной 2,2 тыс. п.н. и являются устойчивыми к действию эндонуклеазы рестрикции BstF5I. Полученная целевая плазмида была названа pF5−32. Нуклеотидную последовательность клонированного фрагмента определили методом А. Максама и В.Гилберта.

3.1.4. Картирование участка ДНК, несущего вставки из плазмид pF5-l, pF5−21 и pF5−32

Анализ нуклеотидных последовательностей фрагментов ДНК, клонированных в плазмидах pF5-l, pF5−21 и pF5−32, показал, что они взаимно перекрываются. На рис. 3.1 схематично представлена структура. клонированной части РМ-системы ifaiF5I. Фрагменты в плазмидах pF5-l и pF5−21 перекрываются на 119 нуклеотидов, а в плазмидах pF5−21 и pF5−32 -на 821 нуклеотид. Выравнивание полученных первичных структур клонированных фрагментов ДНК позволило установить нуклеотидную последовательность общего, фрагмента геномной ДНК штамма Bacillus stearothermophilus F5 длиной 4,7 тыс. п.н., несущего гены ферментов РМ-системы BstVSl. Анализ нуклеотидной последовательности показал, что данный фрагмент ДНК кодирует три полные рамки считывания и часть четвертой рамки, расположенные последовательно друг за другом.

Кэр221-фрагмент В81Х21-фрагмент

119 п.н. 821 п.н.

А1и1-фрагмент

Рис. 3.1. Клонирование части РМ-системы #^51.

На рисунке 3.2 представлена детальная схема фрагмента 4747 п.н. с указанием нуклеотидной последовательности ключевых элементов рамок считыванияполная структура оперона РМ-системы BstF5I, в состав которой входит данный фрагмент, приведена в главе 3.1.6.2. Как видно из рисунка перед первой рамкой имеется последовательность 5'-ТТОАТАЫ (18) ТАТААТ-3', которая строго соответствует каноническому прокариотическому промотору, а сигнальные последовательности Шайна-Дальгарно предшествуют всем рамкам считывания. Мы не обнаружили терминатора транскрипции в составе данного фрагмента ДНК. Исходя из этого, можно заключить, что изучаемый фрагмент 4747 п.н. представляет собой часть оперона и содержит промотор, три полных и одну неполную рамку считывания. Поскольку все три плазмиды рР5−1, рР5−21 и рР5−32 устойчивы к расщеплению ферментом Я. В81Р51 и содержат по одной полной и отличающейся от других рамке считывания, то можно заключить, что данные рамки кодируют три различные 5⁵¹ ДНК-метилтрансферазы, названные, соответственно, М1. Вв1Р51, М2. Вз1Р51 и МЗ. Вб1Р51.

1081 ССАТТАТССС ТТТТСТААСА АСТТСТААТА ААААААСАТТ СбТАСТАСАТ АТТТТССТАА

— 35 -10

1141 ATGAGTAACT AATATTAATT caattgatac TAAAATATAT GTTAATATAT ААТAGAГАА

СП bst?5m

1201 GTCATGTCAT TTATTGTCGA ATTTATCAAA CGTAGAAGAG GAGGGATTAA ACTGCTTTCC 1261 ААТАТТСТТА ATAAAACATA TTGTCTTGAT TGTGTAGAAG GAATGCGAAA ТТТАТТАААТ

1921 AATGAGGAGT ACGTACAGAT TGCAAATGAA AGGATTAAAA АТАТТСААСТ АТСТСТААТА 1981 ТАААТААСАТ CGGTCTTTGC CGAGGAAAAC ТАААТТТТ. СА TTAACTTAGA AATGATGCAT

2041 АТААТА [ААТТ TAGAATATCC ATAAAGGAAA СССТССТС^> |А ATTTAGAATA TCCATAAAGG к л андемеди повтор

2101 pGAGCCCTCC TCT>CCTCG [GC TCATA^TTAT

Инвертированный повтор Поли-АТ-последовательность

2161 TTTTACTTTT С AGGAAGG

G AAAGTTATGC AAACAACAAA GGTAAAGTAT ATAAAATСTС sd &j/f5im2

2221 CATTGAATTA TACAGGAGGT AAATTTAAGT TACTTGATCA GATATTACCT AAATTCCCGA 2941 GGTGTGAAAG GAATGAATAT TTCGTATACC CTATATCTTC AAACTATAGT AATAGCAGTT

3001 AT СATAGAAA AGACCGTAAC ACTTCTTTAG AAGTTTTAAT TACAAACTAC GATGTTAGGA

6srf5im3 sd

3061 ppATAAACTA ATGAGATATA TCGGCAGCAA AGTATTATTG CTAGATAAAA TAAATGAAGT

3121 AATTGAGGAA AATGTAGATA ATGCTGAATC TTTTCTTGAT ATTTTTTCAG GTACTGCTTC

4021 ATACCCTTAT AGAAGGTATA AAGGCAAAT T AT СAG СAAAA GAGCATAACC TCCACGAACT s/f5im4

4 081 ТАТАТТТТАС ССТААААА2А ССААСТТАТв АТСТАТвААА ТТТСТТААТй АА6АА6А6ТТ 4141 АААААААСТА АТАбААААйА АААААСТТТС Т6АТТАТТСА САТСАААТТТ ТАААТСААТТ

Рис. 3.2. Нуклеотидная последовательность фрагмента 4747 п.н. из оперона РМ-системы Зеленым цветом выделены старт-кодоны метилаз

М1.Вз?Р51, М2. Вб1Р51 и МЗ. Вз1Р51, красным цветом — стоп-кодоны, Последовательности обведены голубым цветом.

3.1.5. Анализ аминокислотных последовательностей трех рамок считывания

3.1.5.1. ДНК-метилтрансфераза М1. В81Г51

Ген ДНК-метилтрансферазы М1. Вз1Р51 лежит непосредственно за промоторной областью и последовательностью Шайно-Дальгарно (выделены на рис. 3.2) в положении 1204−1983 п.н. Анализ аминокислотной последовательности М1. Вз1Р5 выявил наличие в структуре фермента консервативных мотивов, свойственных ДНК-метилтрансферазам класса Б21 [92, 245]. В таблице 3.1 представлено множественное выравнивание и сравнение аминокислотных последовательностей М1. Вз1Г51 и других метилаз. Наблюдается сравнительно высокая степень идентичности выявленной метилазы другим представителями класса П2 ДНК-метилтрансфераз, таких как М. БрпА (28,5%), М. НтЙ (31,7%) и М. МЬо1С (29,0%).

Показать весь текст

Список литературы

BstKTI новый, dam-чувствительный неошизомер эндонуклеазы рестрикции Mbol, способный гидролизовать полуметилированный субстрат / A. IL Надсев и др. // Биотехнол. 2006. 2. С. 5−10.
Белавин H.A., Дедков B.C., Дегтярев С. Х. Метод определения эндонуклеаз рестрикции в колониях бактерий: // Прикл. биохим. микробиол. 1988. Т. 24. С. 121−1241
Бурьянов Я.И., Кирьянов Т. И. Структурно-функциональные основы энзимагического метилирования ДНК / Итоги науки и техники- Сер. мол. биол. М., ВНИТИ, 1987. 23. 220 с.
Буткус В! В-, Пятрушите М: Н-, Янулайтис A.A. Определение субстратной специфичности эндонуклеаз рестрикции Есо471 и Есо521 / Биоорг. химия. 1985. 11.7. С. 987−988.
Гааль Э., Медьеши Г., Верецкей Л. Электрофорез в разделении биологических молекул. М, Мир: 1982.446 с.
Гончар Д.А., Акишев А. Г., Дегтярев С. Х. ВЫ- и Glal- ПЦР анализ? новый .метод исследования!, метилированных участков ДНК7/ Вестник- биотехнол. физ.-хим. биол. им. Ю. А. Овчинникова: 2010. 6. 1. Р: 5−12.
Гончар Д-А.,. Акишев А. Г., Дегтярев С. Х. Способ определения гиперметилированных CpG островков в области генов-супрессоров опухолевого роста в ДНК человека. // Патент на изобретение RU 2 413 773 С. 2011. •, ^
Громова Е.С., Хорошаев A.Bv Прокариотические ДНК-метилтрансферазы: структура и механизм взаимодействия с ДНК // Мол: биол. 2003. 37. 2. С. 300 314.
Дедков B.C. Определение специфичности ДНК-метилтрансферазы M.Bsc41 в клеточном лизате- при помощи блокирования эндонуклеаз рестрикции: и компьютерного моделирования//Мол. генетика, микробиол. вирусол. 2009. 3.1. С. 3−8.
ДНК-метилтрансфераза FauIA, модифицирующая второй остаток цитозина в непалиндромной последовательности 5'-CCCGC-3' (выделение и свойства) / В .А. Чернухин и др. // Биохимия. 2005. 70. 6. С. 829−837.
Забаровский Е. Р, Алликметс PJL Векторы для конструирования представительных геномных библиотек // Мол. биол. 1989. 23. С. 1494'-1515.
Изучение специфичности новых рестриктаз и метилаз. Необычная модификация, цитозина по 4-му положению / A.A. Янулайтис и др. // Мол. биол. 1984. 18. С. 115−129.
Корниш-Боуден Э. Основы ферментативной кинетики. М., Мир: 1979. 280 с.
МаниатисТ., ФричЭ., СэмбрукДж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование: пер. с англ. М.: Мир, 1984. 480 с.15- Методы клонирования в бациллах / К. Г. Харди // Клонирование ДНК. Методы / под ред. Д. Гловера. М.: Мир, 1988. С. 230−249.
Методы трансформации E. coli / Д. Ханаан // Клонирование ДНК. Методы / под ред. Д. Гловера. М.: Мир, 1988. С. 140−173.
Новая сайт-специфическая эндонуклеаза BspACI ra Bacillus psychrodurans АС узнает последовательность 54-CACGC-373,-GGCAG-57 M.B. Тарасова и др. // Вестник биотехнол. физ.-хим. биол. им. Ю. А. Овчинникова. 2009. 5. 1. С. 16−24.
Поляновский O.JI., Носиков В. В. Рестрикционные эндонуклеазы в генетической инженерии / Итоги науки и техники. Сер. мол. биол. М., ВНИТИ, 1978. 190 с.
Рекомбинантная ДНК-метилтрансфераза Ml. BspACI из Bacillus psychrodurans
АС: получение и свойства / M.B. Тарасова и др. //Биохимия. 2010. 75. 12. С. 1712−1719.
Траиспозирующиеся элементы бактерий" / Б. Льюин // Гены: пер. с англ. / Б. Лыоин М.: Мир, 1987. С. 460.
Установление специфичности эндонуклеазы рестрикции Vne I / С. Х. Дегтярев: и др.//Биоорг. хим. 1987. 13. С. 420−421.
ФерштЭ. Структураимехшшзм действия, ферментов. М., Мир: 1980. 432 с.
Штамм бактерии Kocuria rosea продуцент сайт-специфической эндонуклеазы Krol / В. А. Чернухин й др. // Патент на изобретение RU 2 394 099 С1: 2010.
Штамм бактерии Paracoccus carotinifaciens ЗК продуцент сайт-специфической эндонуклеазы Pes I / В. А. Чернухин и, др. // Патент на изобретение RU 2 377 294 С1. 2009.
A model for DNA binding and enzyme action derived from crystallographic studies of the Taql N6-adenine-methyltransferase7 G. Schluckcbier et al. // Gene. 1995.157. 1−2. P. 131−134.
A nomenclature for restriction enzymes, DNA methyltransferases, homing endonucleases and their genes / R.J. Roberts et al. // Nucleic Acids Res. 2003. 31. 7. P. 1805−18 012.
A nucleotide-flipping mechanism from- the structure of human uracil-DNA glycosylase bound to DNA / G. Slupphaug et al. // Nature. 1996. 384. 6604. P. 87−92.
A unique family of Mrr-like modification-dependent restriction endonucleases / Y. Zheng et al. //Nucleic Acids Res. 2010: 38. P. 5527−5534.
Adams G.M., Blumenthal R.M. The Pvull DNA (cytosine-N4)-methyltransferase comprises two trypsin-defmed domains, each of which binds a molecule of S-adenosyl-L-methionine // Biochemistry. 1997. 36. 27. P: 8284−8292.
Adler S .P., Nathans D. Studies of SV40 DNA. V. Conversion of circular to -linear SV40 DNA by restriction endonuclease from Escherichia coli B // Biochim. Biophys. Acta. 1973. 299. P. 177−188.
Ahmad I., Rao D.N. Functional analysis of conserved motifs in Eco?5l DNA, methyltransferase // J. Mol. Biol. 1996. 259. 2. P. 229−240.
An improved PCR method for walking in uncloned genomic DNA / P.D. Siebert et al. //Nucleic Acids Res. 1995. 23. 6. P. 1087−1088.
Arber W. DNA modification and’restriction // Prog. Nucleic Acids Res. Mol. Biol. 1974. 14. P. 1−37.
Arber W. Genetic variation: molecular mechanisms and impact on microbial evolution // FEMS Microbiol. Rev. 2000. 24. P. 1−7.
Archaeal adaptation to higher temperatures revealed by genomic sequence of Thermoplasma volcanium / T. Kawashima et al. II Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2000. 97. (26). P. 14 257−14 262.
Atomic model of a pyrimidine dimer specific excision repair enzyme complexed with a DNA substrate: structural basis for damaged DNA recognition /
D.G. Vassylyev et al. // Cell. 1995. 83. 5. P. 773−782.
Bacteriophage T4 Dam DNA-(N6-adenine)-methyltransferase. Processivity and orientation to the methylation target / V.V. Zinoviev et al. // J. Biol. Chem. 2003. 278. P. 7829−7833.
Ban C., Yang W. Structural basis for MutH activation in E. coli mismatch repair and relationship of MutH to restriction endonucleases // EMBO J: 1998. 17. P. 1526−1534.
BandaruB., Gopal J., BhagwatA.S. Overproduction of DNA cytosine methyltransferases causes methylation"and С —> T mutations at non-canonical sites //J. Biol. Chem. 1996. 271. 13. P. 7851−7859.
Barcus V.A., Murray N.E. Barriers to recombination: restriction // Population Genetics of Bacteria / S. Baumberg et al. (eds). Cambridge: Cambridge University Press, 1995. P. 31−58.'
BergeratA., Guschlbauer W. The double role of methyl donor and allosteric effector of S-adenosyl-methionine for Dam methylase of E. coli II Nucleic Acids Res. 1990. 18. 15. P. 4369−4375.
Bewley C.A., Holland N.D., Faulkner D.J. Two classes of metabolites from Theonella swinhoei are localized in distinct populations of bacterial symbionts II. Experientia. 1996. 52. P. 716−722.
Bhattacharya S.K., DubeyA.K. Kinetic mechanism of cytosine DNA methyltransferase Mspl И J. Biol. Chem. 1999. 274. 21. P. 14 743−14 749.
Bheemanaik S., Reddy Y.V., Rao D.N. Structure, function and mechanism of exocyclic DNA methyltransferases // Biochem. J. 2006. 399. P. 177−190.
Bickle T.A., Kruger D.H. Biology of DNA restriction // Microbiol. Rev. 1993. 57. P. 434−450.
Biological sequence alignment editor for Win95/98/NT/2K/XP. Цитировано 11 апреля 2011. Доступно с сайта: http://www.mbio.ncsu.edu/BioEdit/bioedit.html
Blumental М., Cheng X. Restriction-modification systems // Modern microbialgenetics, second edition / U.N. Streips, R.E. Yasbin (eds). New York, Wiley-Liss Inc., 2002. P. 177−225.
Blumenthal R.M., Cheng X. A Taq attack displaces bases // Nat. Struct. Biol. 2001. 8. P. 101−103.
Boye E., Marinus M.G., Lobner-Olesen A. Quantitation of Dam methyltransferase in Escherichia coli// J. Bacteriol. 1992. 174. 5. P. 1682−1685.
Brown N.L., Smith M. Cleavage specificity of the restriction endonucleases isolated from Haemophilus gallinarum (Hgal) // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1977. 74. P. 3213−3216:
BstF5I, an unusual isoschizomer of FokL/ M.A. Abdurashitov et al. // Gene. 1996. 172. P. 49−51.
Btrl- a novel restriction endonuclease, recognises the nonpalindromic sequence 5'-CACGTC (-3/-3)-3' / S.K. Degtyarev et al. //Nucleic Acids Res. 2000. 28. P. 56.
BujnickiJ., RadlinskaM. Molecular evolution of DNA-(cytosine-N4) methyltransferases: evidence for their polyphyletic origin // Nucleic Acids Res. 1999.27. 22. P. 4501−4509.
BujnickiJ.M. Sequence permutations in the molecular evolution of DNA methyltransferases // BMC. Evol. Biol. 2002. 2. P. 3.
Cal S., Connolly B.A. The Eco RV modification methylase causes considerable bending of DNA upon binding to its recognition sequence GATATC // J. Biol. Chem. 1996. 271. 2. P. 1008−1015.
Campbell A.M. Cryptic Prophages // Escherichia coli and Salmonella: Cellular and Molecular Biology / F.C. Neidhardt et al. (eds). Washington, DC: ASM Press, 1996. P. 2041−2046.
Can phage defense maintain colicin plasmids in Escherichia coli? / M. Feldgarden et al. // Microbiology. 1995. 141. P. 2977−2984.
Cantoni G.L. Biological methylation: selected aspects // Annu. Rev. Biochem. 1975.44. P. 435−451.
Carlson K., Kosturko L.D. Endonuclease II of coliphage T4: A recombinase disguised as a restriction endonuclease? // Mol. Microbiol. 1998. 27. P. 671−676.
Cellular origin of chlorinated diketopiperazines in the dictyoceratid sponge Dysidea herbacea (Keller) / A.E. Flowers et al. // Cell Tissue Res. 1998. 292. P. 597−607.
Chang A.C.Y., Cohen S.N. Construction and characterization of amplifiable multicopy DNA cloning vehicles derived from the pl5A cryptic miniplasmid // J. Bacteriol. 1978. 134. P. 1141−1156.
Characterization of Bcgl, a new kind of restriction-modification system / H. Kong et al. // J. Biol. Chem. 1994. 269. 1. P. 683−690.
Chen L., MacMillan A.M., Verdine G.L. Mutational separation of DNA binding from catalysis in DNA cytosine methyltransferase // J: Am. Chem. Soc. 1993. 115. P. 5318−5319.
Cheng X. Structure and function of DNA methyltransferases // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1995. 24. P: 293−318.
Cheng X., Blumenthal R.M. Finding a basis for flipping bases // Structure. 1996. 4'. P. 639−645.
Cheng X., Roberts RJ. AdoMet-dependent methylation, DNA methyltransferases and base flipping //Nucl. Acids Res. 2001. 29. P. 3784−3795.
Circular permutation of DNA cytosine-N4 methyltransferases: in vivo coexistence in the Bail' system and in vitro probing by hybrid formation / G. Vilkaitis et al. // Nucleic Acids Res. 2002. 30. 7. P. 1547−1557.
Cloning and-analysis of-the four genes coding for BpulOI restriction-modification enzymes /K. Stankevicius et al. //Nucl. Acids Res. 1998. 26. P. 1084−1091.
Cloning and analysis of the HaeIII and HaeII methyltransferase genes / B.E. Slatko et al. I I Gene. 1988. 74. 1. P. 45−50.
Cloning and sequence analysis of the genes coding for Eco57I type IV restriction-modification enzymes / A. Janulaitis et al. // Nucleic Acids Res. 1992. 20. P. 6051−6056.
Cloning and sequence analysis of the StsI restriction-modification gen^: Presen of homology to Fokl restriction-modification enzymes / K. Kita et al J ^ Nuclei Acids Res. 1992. 20. P. 4167−4172.restriction
Cloning, characterization and heterologous expression of the Smal 117 23. Pmodification system / S. Heidmann et al. // Nucleic Acids Res. 19 899 783−9796.restriction
Cloning, expression, and purification of a thermostable nonhomodimeri^ x enzyme, BslI / P.-C. Hsieh et al. // J. Bacteriol. 2000. 182. P. 949−955.
Cohen H.M., TawfikD.S., Griffiths A.D. Promiscuous methylatiou-canonical DNA sites by Haelll methyltransferase // Nucleic Acids Res-17. P. 3880−3885.
Comparative analysis of the genomes of the bacteria Mycoplasma pneui*3of non-2002. 30. oniaeand
Mycoplasma genitalium / R. Himmelreich et al. // Nucleic Acids Res 701−712.x 997. 25. P. str^ MC58 '
Complete genome sequence of Neisseria meningitidis serogroup B H. Tettelin et al. // Science. 2000. 287. P. 1809−1815.e cloning
Construction and characterization of new cloning vehicles. A multipurpC^ system / F. Bolivar et al. // Gene. 1977. 2. P. 95.
Crystal structure of the DpnM DNA adenine methyltransferase from restriction system of Streptococcus pneumoniae bound to S-adenosylnx¹ P.H. Tran et al. // Structure. 1998. 6. 12. P. 1563−1575.
Crystal structure of the Hhal DNA methyltransferase complexed with S-' L-methionine / X. Cheng et al. // Cell. 1993. 74. 2. P. 299
Dam methylase from Escherichia coli: kinetic studies using modified? z^^^023. 18. hemimethylated substrates / S. Marzabal et al. II Nucleic Acids Res. 19^=^ P. 3648−3655.-fled DNA
Dam methyltransferase from Escherichia coli: Kinetic studies using raoa3^"^-m- 1997. oligomers: nonmethylated substrates / V. Thielking et al. // Biol. CIx"*2^-ttie DpnlI-thionine /-adenosyl378. 5. P. 407−415.
De Backer O., Colson C. Two-step cloning and expression in Escherichia coli of the DNA restriction-modification system SVyLTI of Salmonella typhimurium II J. Bacteriol. 1991. 173. 3. P. 1321−1327.
Developmentally regulated protein synthesis during intraperiplasmic growth of Bdellovibrio bacteriovorus 109J7 M.P. McCann et al. // Can. J. Microbiol. 1998. 44. P. 50−55.
Differential binding of S-adenosylmethionine, S-adenosylhomocysteine and sinefungin to the adenine-specific DNA methyltransferase M. Taql I G. Schluckebier et al. Il J. Mol. Biol. 1997. 265. 1. P. 56−67.
Differential methylation kinetics of individual target site strands by T4Dam DNA methyltransferase / V.V. Zinoviev et al. // J. Biol Chem. 2007. 388. 11. P. 11 991 207.
Direct identification of the active-site nucleophile in a DNA (cytosine-5)-methyltransferase / L. Chen et al. // Biochemistry. 1991. 30. 46. P. 11 018−11 025.
Discovery of natural nicking endonucleases Nb. BsrDI and Nb. BtsI and engineering of top-strand nicking variants from BsrDI and BtsI / S.Y. Xu et al. // Nucleic Acids Res. 2007. 35. P. 4608−4618.
DNA bending by EcoRi DNA methyltransferase accelerates base flipping but compromises specificity / B.W. Allan et al. II J. Biol. Chem. 1999. 274. 27. P. 19 269−19 275.
DNA methyltransferases of the cyanobacterium Anabaena PCC 7120 / A.V. Matveyev et al. //Nucleic Acids Res. 2001. 29. 7. P. 1491−1506.
DNA-(N4-cytosine)-methyltransferase from Bacillus amyloliquefaciens kineticand substrate-binding properties / E.G. Malygin et al. // Mol. Biol. (Mosk). 2001. 35. l.P. 35−44.
Dryden D.T., Murray N.E., Rao D.N. Nucleoside triphosphate-dependent restriction enzymes //Nucleic Acids Res. 2001. 29. 18. P. 3728−3741.
Dubey A.K., Bhattacharya S.K. Angle and locus of the bend induced by the Mspl DNA-methyltransferase in a sequence-specific complex with DNA // Nucleic Acids Res. 1997. 25. 10. P. 2025−2029.
Dubey A.K., Roberts R.J. Sequence specific DNA binding by the Mspl DNA methyltransferase //Nucleic Acids Res. 1992. 20. 12. P. 3167−3173.
DybvigK., SitaramanR., French C.T. A family of phase-variable restriction enzymes with differing specificities generated by high-frequency gene rearrangements // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. 95. P. 13 923−13 928.
Earampamoorthy S., Koff R.S. Health hazards of bivalve-mollusk ingestion // Ann. Intern. Med. 1975. 83. P. 107−110.
EskinB., Linn S. The deoxyribonucleic acid modification and’restriction enzymes-of Escherichia coli B. III. Studies of the restriction adenosine triphosphatase // J. Biol. Chem. 1972. 247. 19. P. 6192−6196.
Evolutionary relationships among diverse bacteriophages and prophages: All the world’s a phage / R.W. Hendrix et al. // Proc. Natl.Acad. Sci. USA. 1999. 96. P. 2192−2197.
Exact size and organization of DNA target-recognizing domains of multispecific DNA-(cytosine-C5)-methyltransferases / T.A. Trautner et al. // EMBO J. 1996. 15. P. 1434−1442.
Friedman S., AnsariN. Binding of the ZscoRII methyltransferase to 5fluorocytosine containing DNA. Isolation of a bound peptide 11 Nucleic Acids Res. 1992. 20. 12. P. 3241−3248.
Fuller-Pace F.V., Murray N.E. Two DNA recognition domains of the specificity polypeptides of a family of type I restriction enzymes // Proc. Natl- Acad. Sci. USA. 1986. 83. 24. P. 9368−9372.
Fuller-Pace F.V., Cowan G.M., Murray N.E. EcoA and EcoE: Alterr^tives t0 the EcoK family of type I restriction and modification systems ofEscheri^ia • '
Mol. Biol. 1985. 186. P. 65−75.
GabbaraS., SheluhoD., BhagwatA.S. Cytosine methyltransf^^ fr°m Escherichia coli in which active site cysteine is replaced with serineactive // Biochemistry. 1995. 34. 27. P. 8914−8923.
Garcia R.A., Bustamante/C.J., Reich N.O. Sequence-specific rЬУ cytosine C5 and adenine N6 DNA methyltransferases requir^^ different deformations of DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. 93. 15. P. 7<5 18−7622.
Gehrig П., SchusslerA., KlugeM. Geosiphon pyriforme, a fun^*^ formmgfoer of theendocytobiosis with Nostoc (cyanobacteria), is an ancestral mettx-*-*
Glomales: Evidence by SSU rRNA analysis // J. Mol. Evol. 1996. 43. «718Lс сайта:
GenBank Overview. Цитировано 11 апреля 2011. Доступно* http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank/
Gingeras T.R., MilazzoJ.P., Roberts RJ. A computer assisted metfcn-J°a1978 5determination of restriction enzyme recognition sites // Nucleic Acids P. 4105−4127.
Heitman J. On the origins, structures and functions of restriction-modification enzymes // Genet. Eng. 1993. V. 15. P. 57−108.
Heitman J., Ivaneko T., Kiss A. DNA nicks inflicted by restriction endonucleases are repaired by a RecA- and RecB-dependent pathway in Escherichia coli // Mol. Microbiol. 1999. 33. P. 1141−1151,
Heitman J-, Zinder N.D., Model P. Repair of the Escherichia coli? chromosome after in vivo scission by the EcoRI endonuclease // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1989. 86. P.2281−2285.
Herman J.G., Modrich P. Escherichia coli- dam methylase. Physical- and catalytic properties of the homogeneous enzyme // J. Biol. Chem. 1982. 257. 5. P. 26 052 612.
Hermann A., Goyal R., Jeltsch A. The Dnmtl DNA-(cytosine-C5)-methyltransferase methylates DNA processively with high preference for hemimethylatedtarget sites// J^ Biol- Chem- 2004- 279i48C Pr350−359: .
Hhal and Hpall DNA methyltransferases bind DNA mismatches, methylate uracil and block DNA repair / A.S. Yang et al. // Nucleic Acids Res. 1995. 23. 8. P- 1380−1387-
Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix / S. Klimasauskas et al. // Cell. 1994. 76. P. 357−369.
Homeologous recombination and mismatch repair during transformation in Streptococcus pneumoniae', saturation of the Hex mismatch repair system / 0. Humbert et al. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1995. 92. 20. P. 9052−9056.
How does a DNA interacting enzyme change its specificity during molecular evolution? A site-directed mutagenesis study at the DNA binding site of the DNA-(adenine-N6)-methyltransferase EcoRV / C. Beck et al. // Biochem. 2001. 40. 37. P. 10 956−10 965.
HsiaR.C., TingL.M., Bavoil P.M. Microvirus of Chlamydia psittaci strain guinea pig inclusion conjunctivitis: isolation and molecular characterization // Microbiology. 2000. 146. P. 1651−1660.
In vitro specificity of EcoRI DNA methyltransferase / N.O. Reich et al. // J. Biol. Chem. 1992. 267. 22. P. 15 802−15 807.
Inhibition of the type I restriction-modification enzymes EcoB and EcoK by the gene 0.3 protein of bacteriophage T7 / P.K. Bandyopadhyay et al. // J. Mol. Biol. 1985. 182. P. 567−578.
Interaction of the phage T4 DNA-N6-adenine.-(Dam)methyltransferase with oligonucleotides containing native or modified (defective) recognition sites / E.G. Malygin [et al.] // Nucleic Acids Res. 1997. 25. 21. P. 4393−4399.
JeltschA., Friedrich T., Roth M. Kinetics of methylation and binding of DNA by the jEcoRV adenine-N6 methyltransferase // J. Mol. Biol. 1998. 275. 5. P. 747−758.
Jeltsh A. Beyond Watson and Crick: DNA methylation and molecular enzymology of DNA methyltranferases // Chembiochem. 2002. 3. P. 274−293.
Karreman C., deWaardA. Agmenellum quadruplicatum M. AquI, a novel modification methylase // J. Bacteriol. 1990. 172. P. 266−272.
Kelleher J.E., Raleigh E.A. Response to UV damage by four Escherichia coli K-12 restriction systems // J. Bacteriol. 1994. 176. 19. P. 5888−5896.
Kinetic characterization of the Ecal methyltransferase / L. Szilak et al. // Eur. J. Biochem. 1993. 218. 2. P. 727−733.
Klimasauskas S., Nelson J.L., Roberts R.J. The sequence specificity d cytosine-C5 methylases//Nucleic Acids Res. 1991. 19. P. 6183−6190.
Klimasauskas S., Roberts R.J. M. Hhal binds tightly to substrates с mismatches at the target base // Nucleic Acids Res. 1995. 23. 8. P. 1388−13
Kobayashi I. Behavior of restriction-modification systems as selfistx elements and their impact on genome evolution // Nucleic Acids Res. 20О 3742−3756.
Kobayashi I. Selfishness and death: raison d’etre of restriction, recombin^^ mitochondria // Trends Genet. 1998. 14. P. 368−374.
Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. Comparative studies of the and T4 DNA (N6-adenine)methyltransferases: amino acid changes th.^ catalytic activity//J. Bacteriol. 1997. 179. 10. P. 3239−3243.
Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S. Function of Pro-185 in the Рзг=-conserved motif IV in the iscoRII cytosine-C5.-DNA methyltransferase Lett. 1995.370. 1−2. P. 75−77.mobile. 29. P.-ion and1. V FEBS
Kossykh V.G., Schlagman S.L., Hattman S.M. Phage T4 DNA N6-a^ methyltransferase. Overexpression, purification and characterization // — Chem. 1995. 270. 24. P. 14 389−14 393.
Krishnamurthy V., Rao D.N. Interaction of EcoPl modification methylasejenine.-Biol.adenosyl-L-methionine: a UV-crosslinking study // Biochem. Mol. Biol. Iiri^ 32. P. 623−632.
Kruger D.H., Bickle T.A. Bacteriophage survival: multiple mechanist avoiding the deoxyribonucleic acid restriction systems of their hosts // Mi-^ Rev. 1983. 47. P. 345−360.
Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the bacteriofhage T4//Nature. 1970. 227. P. 680−685.
Lange C., Wild C., Trautner T.A. Altered sequence recognition specificity o--DNA methyltransferase carrying a chimeric «target recognizing domain» />«vvith S1. Z3L- 1994'ead of1995. 157. P. 127−128.
Large electrostatic differences in the binding thermodynamics of a cationic peptide to oligomeric and polymeric DNA / W. Zhang et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. 93. 6. P. 2511−2516.
LeeK.-F., LiawY.-C., ShawP.-C. Overproduction, purification^ and' characterization of M. EcoHK31I- a- bacterial methyltransferase with two> polypeptides // Biochem. J. 1996. 314. P. 321−326.
Lindstrom W.M., Flynn J., Reich N.O. Reconciling structure and’function in Hhal DNA cytosine-C-5 methyltransferase // J. Biol. Chem. 2000. 275. 7. P. 4912−4919.
Linn S., Arber W. Host specificity of DNA produced by Escherichia, coli, X. In vitro restriction-of phage fd replicative form // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1968. 59. P. 1300−1306.
Loenen W.A., Murray N.E. Modification enhancement by the restriction-alleviation protein (Ral)"ofbacteriophage lambda//J. Mol. Biol. 1986. 190. P. 11−22.
M.Fokl methylates adenine in both1 strands «of its asymmetric recognition sequence / D. Landry et al. // Gene. 1989. 77. P. 1−10.
MaloneT., Blumenthal R.M., Cheng X. Structure-guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyltransferases, and-suggests a catalytic mechanism-for these enzymes // J. Mol. Biol. 1995. 253. 4. P. 618−632.
Master S.S., Blumenthal R.M. A genetic and functional analysis of the unusually large variable region in the M. AluF DNA-(cytosine C5)-methyltransferase // MoU Gen. Genet. 1997. 257. P. 14−22.
Maxam A.M., Gilbert W. A new method for sequencing DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. 74! (2). P. 560−564.
Maxam A.M., Gilbert W. Sequencing end-labeled DNA with base-specific chemical cleavages //Methods Enzymol. 1980. 65. (1). P. 499−560.
McBrideM.J., Zusman D.R. Behavioral analysis of single cells of Myxococcus xanthus in response to prey cells of Escherichia coli // FEMS Microbiol. Lett. 1996.137. P. 227−231.
McCarthy M.D., Hedges J.I., BennerR. Major bacterial contribution to marine dissolved organic nitrogen // Science. 1998. 281. P. 231−234.
Methylation by a mutant T2 DNA N (6)-adenine. methyltransferase expands the usage of RecA-assisted endonuclease (RARE) cleavage /1. Minko [et ah] H Nucleic Acids Res. 2001: 29. 7. P. 1484−1490.
MivS., Roberts R. J'. How M. Msp I- and M Hp all decide which base to-methylate // Nucleic Acids Res. 19 921 20. 18. PI 4811−4816.
Milkman R. Gene transfer in Escherichia-coli // Organizations of the Prokaryotic Genome / R.L. Charlebois (ed). Washington, DC: ASM Press, 1999. P. 291−309.
Molecular characterization of a bacteriophage (Ghp2) from Chlamydia psittaci / B.L. Liu et al. // J. Virol. 2000. 74. P.' 3464−3469.
Molecular evolution of the Escherichia coli chromosome: V. Recombination! patterns among strains of diverse origin / R. Milkman et al. // Genetics. 1999. 153. P: 539−554.
Nakayama Y., Kobayashi I. Restriction-modification gene complexes as selfish gene entities: roles of a regulatory system in their establishment, maintenance, and apoptotic mutual exclusion // Proc. Natl'. Acad. Sci. USA. 1998. 95. P: 6442−6447.
Nardone G., George J., Chirikjian J.G. Differences in the kinetic properties of BamHl endonuclease and* methylase with linear DNA substrates // J. Biol. Chem. 1986. 261. 26. P. 12 128−12 133.
Neidhardt F.C., Ingraham J.L., SchaechterM: Physiology of the bacterial’cell: a molecular approach. // Sinauer Associates Inc. Mass., 1990. 506 pp.
New England Biolabs. Catalog and>Technical Reference 2002−03.
OchmanH., Lawrence J.G., GroismanE.A. Lateral gene transfer and-the nature of bacterial innovation //Nature. 2000. 405. P. 299−304.
OhkumaM., Kudo T. Phylogenetic diversity of the intestinal bacterial- community in the termite Reticulitermes speratus // Appl. Environ. Microbiol. 1996. 62. P. 461
On the mechanism of DNA adenine methylase / A.L. Pogolotti et al. // J. Biol. Chem. 1988. 263. 16. P. 7461−7464.
On the substrate specificity of DNA methyltransferases / A. Jeltsch et al. // J. Biol. Chem. 1999. 274. 28. P. 19 538−19 544.
Organization of multispecific DNA methyltransferases encoded by temperate Bacillus subtilis phages / B. Behrens et al. // EMBO J. 1987. 6. 4. P. 1137−1142.
Origin 7. Цитировано 11 апреля 2011. Доступно с сайта: http://www.microcal.com/products/software-accessories/origin.asp
Palmer B.R., Marinus M.G. The dam and dem strains of Escherichia coli—a review //Gene. 1994. 143. l.P. 1−12.
Phage T4 DNA N6-adenine. methyltransferase: kinetic studies using oligonucleotides containing native or modified recognition sites / V.V. Zinoviev [et al.] //Biol. Chem. 1998. 379. 4−5. P. 481−488.
Piekarowicz A. Preferential cleavage by restriction endonuclease Hinffll // Acta Biochim. Pol. 1984. 31. 4. P. 453−464.
Pingoud A., Jeltsh A. Structure and function of type II restriction endonucleases // Nucleic Acids Res. 2001. 29. P. 3705−3727.
Posfai G., Szybalski W. A simple method for locating methylated bases in DNA, as applied to detect asymmetric methylation by M. FoklA II Gene. 1988. 69. (1). P. 147−151.
Posfai J., Bhagwat A.S., Roberts R.J. Sequence motifs specific for cytosine methyltransferases // Gene. 1988. 74. P. 261−265.
Pradhan S., Roberts R.J. Hybrid mouse-prokaryotic DNA (cytosine-5) methyltransferases retain the specificity of the parental C-terminal domain // EMBO J. 2000. 19. 9. P. 2103−2114.
Predictive motifs derived from cytosine methyltransferases / J. Posfai et al. // Nucleic Acids Res. 1989. 17. 7. P. 2421−2435.
Price C., Bickle T.A. A possible role for DNA restriction in bacterial evolution // Microbiol. Sci. 1986. 3. P. 296−299.
Purification and properties of the Eco511 restriction endonuclease and methylase— Prototypes of a new class (type IV) / A. Janulaitis et al. // Nucleic Acids Res. 1992. 20. P. 6043−6049.
RadlinskaM., Bujnicki J.M. Cloning of enterohemorrhagic Escherichia coli phage VT-2 dam methyltransferase // Acta Microbiol. Pol. 2001. 50. 2. P. 161−167.
Raleigh E.A., Brooks J.E. Restriction modification systems: where they are and what they do // Bacterial Genomes / F.J. De Bruijn, J.R. Lupski, G.M. Weinstock (eds). New York: Chapman and Hall, 1998. P. 78−92.
Rao D.N., Saha S., Krishnamurthy V. s ATP-dependent restriction enzymes // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2000. 64. P. 1−63.
Recombination of constant and variable modules alters DNA sequence recognition by type IC restriction-modification enzymes / M. Gubler et al. // EMBO J. 1992. 11. l.P. 233−240.
Reddy Y.V., Rao D.N. Binding of Eco?5l DNA methyltransferase to DNA reveals a large structural distortion within the recognition sequence // J. Mol. Biol. 2000. 298. 4. P. 597−610.
Reich N.O., Danzitz M J J. Non-additivity of sequence-specific enzyme-DNA interactions in the EcoRl DNA methyltransferase // Nucleic Acids Res. 1991. 19. 23. P. 6587−6594.
Renbaum P., RazinA. Interaction of M.^fasl and M. Hhal with single-base mismatched oligodeoxynucleotide duplexes// Gene. 1995. 157. 1−2. P. 177−179.
RinaM., Bouriotis V. Cloning, purification and characterization of the BseCl DNAmethyltransferase from Bacillus stearothermophilus // Gene. 1993. 133. 1. P- 9194.
Roberts R.J. On base flipping // Cell. 1995. 82. 1. P. 9−12.
Roberts R.J., Cheng X. Base flipping // Annu. Rev. Biochem. 1998. 67. P. 181−198.
Rodriguez-Zaragoza S. Ecology of free-living amoebae // Crit. Rev. .ylicrobiol. 1994. 20. P. 225−241.
Role and mechanism of action of C. Pvull, a regulatory protein conserved among restriction-modification systems / R.Kl. Vijesurier et al. // J. Bacteriol. 2000. 182. 2. p. 477−487.
Roth M., JeltschA. Changing the target base specificity of the ЕсоЯУ DNA methyltransferase by rational de novo protein-design // Nucleic Acids F-eS* 2001. 29. 15. P. 3137−3144.
Ruby E.G., McFall-Ngai M.J. Oxygen-utilizing reactions and symbiotic colonization of the squid light organ by Vibrio fischeri // Trends Microbial- 1999. 7. P. 414−420.
Santi D.V., NormentA., Garrett C.E. Covalent bond formation between a DNA-cytosine methyltransferase and DNA containing 5-azacytosine // Proc. Na/Cl* Acad. Sci. USA. 1984. 81. 22. P. 6993−6997
Sequence motifs characteristic of DNA cytosine-N4. methylases: Similarlty to adenine and cytosine-C5 DNA-methylases / S. Klimasauskas [et al.] //
Acids Res. 1989. 17. P. 9823−9832.
Shaping the genome restriction-modification systems as mobile genetic elements /1. Kobayashi et al. // Curr. Opin. Genet. Dev. 1999. 9. P. 649−656.
Shishido K., Berg P. Restriction endonucleases from Haemophilus g^ll^narum (Hgal) cleaves polyoma DNA at four locations // J. Virol. 1976. 18. P. 793-^798'
SibEnzyme. Цитировано 15.06.2011. Доступно с сайта: www. sibenzyrx^e.com
Smith D.W., Crowder S.W., Reich N. O: In vivo specificity of Eco&^l E>NA methyltransferase // Nucleic Acids Res. 1992. 20. 22. P. 6091−6096.
Smith C.L., Klco S.R., Cantor C.R. Pulsed Field Gel Electrophoresis and the Technology of Large DNA Molecules // Genome Analysis: A Practical Approach / K. Davies (ed). New York: IRL Press Oxford, 1988. P. 41−72.
Smith H.O., Nathans-D. A suggested nomenclature for bacterial host modification and restriction systems and their enzymes // J. Mol. Biol. 1973. 81. P. 419−423.
Specificity of DNA binding and methylation by the M. Fokl DNA methyltransferase / T. Friedrich et al. // Biochim. Biophys. Acta. 2000. 1480. 1−2. P. 145−159.
Spoerel N., Herrlich P., Bickle T.A. A novel bacteriophage defence mechanism: the anti-restriction protein//Nature. 1979. 278. P. 30−34.
Stereochemical studies of the C-methylation of deoxycytidine catalyzed by Hhal methylase and the N-methylation of deoxyadenosine catalyzed by EcoRl methylase /D.K. Ho et al. //Arch. Biochem. Biophys. 1991. 284. 2. P. 264−269.
Structure and substrate recognition of the Escherichia coli DNA adeninr methyltransferase / J.R. Horton et al. // J. Mol. Biol. 2006. 358. P. 559−570.
Structure of Fokl has implications for DNA cleavage / D.A. Wah et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. 95. P. 10 564−10 569.
Structure of Pvull DNA-(cytosine N4) methyltransferase, an example of domain permutation and protein fold assignment / W. Gong et al. // Nucleic Acids Res. 1997. 25. 14. P. 2702−2715.
Structure of Rsrl methyltransferase, a member of the N6-adenine beta class of DNA methyltransferases / R.D. Scavetta et al. // Nucleic Acids Res. 2000. 28. 20. P. 3950−3961.
Structure of the Bacillus sphaericus R modification methylase gene / G. Posfai et al. //Mol. Biol. 1983. 170. P.597−610.
Structure of the-DNA repair enzyme endonuclease IV and its DNA complex: double-nucleotide flipping at abasic sites and three-metal-ion catalysis / D.J. Hosfield et al. // Cell. 1999. 98. 3. P. 397−408.
Structure of the N6-adenine DNA methyltransferase M. TaqI in complex with DNAand a cofactor analog / K. Goedecke et al. // Nat. Struct. Biol. 2001. 8. P. 121 125.
Sugisaki H., Kanasawa S. New restriction endonucleases from Flavobacterium okeanokoites (Fokl) and Micrococcus luteus (Mlul) // Gene. 1981. 16. P. 73−78.
Sugisaki H., Kita K., Takanami M. The Fokl restriction-modification system. II. Presence of two domains, in Fokl methylase responsible for modification of different DNA strands // J. Biol. Chem. 1989. 264. P. 5757−5761.
Surby M.A., Reich N.O. Contribution of facilitated diffusion and processive catalysis to enzyme efficiency: implications for the iscoRI restriction-modification system // Biochemistry. 1996. 35. 7. P. 2201−2208.
Szczelkun M.D., Connolly B.A. Sequence-specific binding of DNA by the EcoRN restriction and modification enzymes with nucleic acid and cofactor analogues // Biochemistry. 1995. 34. 34. P. 10 724−10 733.V
Szegedi S.S., Gumport R.I. DNA binding properties in vivo and target recognition domain sequence alignment analyses of wild-type and mutant Rsrl N6-adenine. DNA methyltransferases //Nucleic Acids Res. 2000. 28. 20. P. 3972−3981.
Tao T., Bourne J.C., Blumenthal R.M. A family of regulatory genes associated with type II restriction- modification systems // J. Bacteriol. 1991. 173. 4. P. 1367−1375.
Tarasova G.V., Nayakshina T.N., Degtyarev S. Kh. Substrate specificity of new methyl-directed DNA endonuclease Glal// BMC Mol. Biol. 2008. 9. P. 7.
The Bacillus subtilis regulator SinR inhibits spoIIG promoter transcription in vitro / M.A. Cervin et al. //Nucleic Acids Res. 1998. 26. P. 3806−3812.
The CfrlOI restriction’enzyme is functional as a tetramer / V. Siksnys et al. //J. Mol. Biol. 1999. 291. P. 1105−1118.
The crystal structure of HaeIII methyltransferase convalently complexed to DNA: an extrahelical cytosine and rearranged base pairing / K.M. Reinisch et al. // Cell. 1995.82. l.P. 143−153.
The DNA (cytosine-5) methyltransferases / S. Kumar et al. // Nucleic Acids Res.1994. 22. l.P. 1−10.
The Flavobacterium okeanokoites adenine-N6-specific DNA-methyltransferase M. Fokl is a tandem enzyme of two independent domains with very different kinetic properties / O. Leismann et al. // Eur. J. Biochem. 1998. 251. 3. P. 899−906.
The Fokl methyltransferase from Flavobacterium okeanokoites. Purification and characterization of the enzyme and its truncated derivatives / T. Kaczorowski et al. //Mol. Biotechnol. 1999. 13. 1. P. 1−15.
The length of a tetranucleotide repeat tract in Haemophilus influenzae determines the phase variation rate of a gene with homology to type III DNA methyltransferases / X. De Bolle et al. // Mol. Microbiol. 2000. 35. P. 211−222.
The M. AluI DNA-('cytosine C5)-methyltransferase has an unusually large, partially dispensable, variable region / B. Zhang et al. // Nucleic Acids Res. 1993. 21. P. 905−911.
The mechanism of DNA cytosine-5 methylation. Kinetic and mutational dissection of Hhal methyltransferase / G. Vilkaitis et al. II J. Biol. Chem. 2001. 276. 24. P. 20 924−20 934.
The methylation of DNA as the biochemical basis of host controlled modification of DNA in bacteria / H.W. Boyer et al. // FEES Symposium (1974). Budapest, Hungary. 1975. 34. P. 23−37.
The Pfam protein families database / A. Bateman et al. // Nucleic Acids Res. 2002. 30. P. 276−280.
The pMTLnic» cloning vectors. I. Improved pUC polylinker regions to facilitate the use of sonicated DNA for nucleotide sequencing / S.P. Chambers et al. // Gene. 1998. 68. P. 139−149.
The Restriction Enzyme Database. Цитировано 11 апреля 2011. Доступно с сайта: http://rebase.neb.com
The significance of distance and orientation of restriction endonuclease recognition sites in viral DNA genomes / D.H. Kruger et al. // FEMS Microbiol. Rev. 1995.17. P. 177−184.
The specificity and catalytic properties of Alul methylase / H. Yoon et al. // Korean Biochem. 2002. 18. 1985. P. 88−93.
Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting- position-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. 1994. 22. P. 4673−4680.
Three-dimensional structure of the adenine-specific DNA methyltransferase Wl. Taql in complex with the cofactor S- adenosylmethionine / J. Labahn et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. 91. 23. P. 10 957−10 961.
Timinskas A., Butkus V., Janulaitis A. Sequence motifs characteristic for DNA cytosine-N4. and DNA [adenine-N6] methyltransferases. Classification of all DNA methyltransferases // Gene. 1995. 157. 1−2. P. 3−11
Transition from nonspecific to specific DNA interactions along the substrate-recognition pathway of dam methyltransferase / J.R. Horton et al. // Cell. 2005. 121. P. 349−361.
Trautner T.A., Balganesh T.S., PawlekB. Chimeric multispecific DNA methyltransferases with novel combinations of target recognition // Nucleic Acids Res. 1988. 16. P. 6649−6658.
Type III DNA restriction and modification systems EcoPl and? c<9P15. Nucleotide sequence of the Eco? operon, the Eco?5 mod gene and some Eco? mod mutants / M. Humbelin et al. // J. Mol.-Biol. 1988. 200. 1. P. 23−29.
Universal catalytic domain structure of Ado-Met-dependent methyltransferases /
G. Schluckebier et al. // J .Mol. Biol. 1995. 247. P. 16−20.
Van Etten J.L., Meints R.H. Giant viruses infecting algae // Annu. Re v. Microbiol. 1999. 53. P. 447−494.
Varga G.A., KolverE.S. Microbial and animal limitations to fiber digestion and utilization // J. Nutr. 1997. 127. P. 819S-823S.
Verdine G.L. The flip side of DNA methylation // Cell. 1994. 76. 2. P- 197−200.
Walter J., Trautner T.A., Noyer-Weidner M. High plasticity of multispecific DNA methyltransferases in the region carrying DNA target recognizing Qn2^ytnC modules I IEMBO J. 1992. 11. P. 4445−4450.
Weraegreen J.J. Decoupling of genome size and sequencedivergence m asymbiotic bacterium // J. Bacteriol. 2000. 182. P. 3867−3869.
Whitehead P.R., Brown N.L. A simple and rapid method for screening bacteria ortype II restriction endonucleases: enzymes in Aphanothece halophy^^ca ^ Microbiol. 1985. 141. (1). P. 70−74.
Whitman W.B., Coleman D.C., Wiebe W.J. Prokaryotes: The unseed majority H Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. 95. P. 6578−6583.
Wilson G.G. Organization of restriction-modification systems // Nuclei0 1991. 19. 10. P. 2539−2566.
Wolcke J. University Dortmund, Germany. 1998.
Wommack K.E., Colwell R.R. Virioplankton: Viruses in aquatic ecosystems // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2000. 64. P. 69−114.
Woodbury C.P., Jr., Downey R.L., von Hippel P.H. DNA site recognition and overmethylation by the? coRI methylase // J. Biol. Chem. 1980. 255. 23. P. 1 152 611 533.
Woodbury C.P., Jr., Hagenbuchle O., von Hippel P.H. DNA site recognition and reduced specificity of the EcoBl endonuclease // J. Biol. Chem. 1980. 255. 23. P. 11 534−11 548.
Wu J.C., Santi D.V. Kinetic and catalytic mechanism of Hhal methyltransferase // J. Biol. Chem. 1987. 262. 10. P. 4778−4786.
Xu S.-Y., Maunus R., Benner J. A method for cloning and expression of BseRI restriction endonuclease and BseRI methylase in E. coli II US 6 593 122. US Patent Office 2003.
Xu Y., Lunnen K.D., Kong H. Engineering a nicking endonuclease N./i/wI by domain swapping // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. 98. P. 12 990−12 995.
Yanisch-Perron C., Vieira J., Messing J. Improved M13 phage cloning vectors and host strains: nucleotide sequences of the M13mpl8 and pUC19 vectors // Gene. 1985. 33. P. 103−119.

Заполнить форму текущей работой