Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Изучение регуляторной функции С-концевого сегмента рековерина

Диссертация: Изучение регуляторной функции С-концевого сегмента рековерина
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Са2±связывающих центров, а также гидрофобного кармана, который, как считается, образует основной и единственный структурный мотив, отвечающий за связывание ИКС с их мишенями. Этим наблюдениям противоречит тот факт, что каждый НКС способен реагировать на изменение концентрации внутриклеточного кальция в своем узком диапазоне и в ответ на это с высокой специфичностью распознавать и эффективно… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. Роль кальциевых сигналов в нейронах
  • 2. Общая характеристика нейрональных Са2±связывающих белков
  • 3. Кальмодулин
  • 4. Нейрональные кальциевые сенсоры (НКС)
    • 4. 1. Тканевая и клеточная локализация НКС
    • 4. 2. Первичная структура и посттрансляционное модифицирование НКС
    • 4. 3. Са -связывающие центры НКС
    • 4. 4. Пространственная структура НКС
      • 4. 4. 1. Структура бескальциевых форм НКС
      • 044. 4. 2. Механизм Са -миристоильного переключателя НКС
      • 4. 4. 3. Структура Са2±связанных форм НКС
    • 4. 5. Особенности функционирования НКС
      • 4. 5. 1. Чувствительность НКС к Са2+и1У2+
      • 4. 5. 2. Взаимодействие НКС с мембранами и их внутриклеточная локализация
      • 4. 5. 3. НКС: участие во внутриклеточных процессах и белки-мишени
      • 4. 5. 4. Структурные аспекты взаимодействия НКС с их мишенями
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
  • 1. Получение С-концевых делеционных мутантов рековерина
  • 2. Исследование термостабильности С-концевых делеционных мутантов рековерина
  • 3. Исследование Са2±зависимых свойств С-концевых делеционных мутантов рековерина
  • 4. Исследование способности С-концевых делеционных мутантов рековерина взаимодействовать с родопсинкиназой
  • 5. Исследование способности С-концевых делеционных мутантов рековерина ингибировать активность родопсинкиназы
  • 6. Исследование способности С-концевых делеционных мутантов рековерина экспонировать гидрофобный карман
  • 7. Химерный белок рековерина и GCAP2: получение, термостабильность и способность ингибировать родопсинкиназу
  • 8. Молекулярное моделирование комплекса рековерина с N-концевым доменом родопсинкиназы
  • 9. С-концевые точечные мутанты рековерина: получение и функциональные свойства
  • 10. Регуляция функционирования рековерина и других НКС с участием Сконцевого сегмента: возможные механизмы
  • МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • 1. Материалы и реактивы
  • 2. Получение мутантов рековерина и N-концевого домена родопсинкиназы
    • 2. 1. Получение генетических конструкций, кодирующих мутанты рековерина и N-концевого домена родопсинкиназы
    • 2. 2. Экспрессия генов рековерина дикого типа и его мутантных форм, выделение и очистка рекомбинантных белков
    • 2. 3. Определение содержания примеси немиристоилированной формы в препаратах рековерина дикого типа и его мутантных форм
    • 2. 4. Экспрессия генов GST, GST-N-RK и GST-N-RKF3A, очистка и выделение рекомбинантных белков
    • 2. 5. Экспрессия гена GCAP2, выделение и очистка рекомбинантного белка
  • 3. Определение температурных зависимостей параметров собственной флуоресценции рековерина дикого типа и его мутантных форм
  • 4. Определение количества кальция, связанного с рековерином дикого типа и его мутантными формами
  • 5. Связывание рековерина дикого типа и его мутантных форм с фоторецепторными мембранами
    • 5. 1. Выделение наружных сегментов палочек сетчатки
    • 5. 2. Получение отмытых мочевиной фоторецепторных мембран
    • 5. 3. Приготовление кальциевых буферов
    • 5. 4. Связывание различных форм рековерина с отмытыми мочевиной фоторецепторными мембранами
  • 6. Связывание рековерина дикого типа и его мутантных форм с GST-N-RK и GST-N-RKF3A
    • 6. 1. Аффинное соосаждение рековерина дикого типа и его мутантных форм с GST-N-RK
    • 6. 2. Спектроскопия поверхностного плазмонного резонанса
      • 6. 2. 1. Иммобилизация GST-N-RK и GST-N-RK на поверхности сенсорного чипа
      • 6. 2. 2. Определение констант диссоциации комплексов рековерина дикого типа и его мутантных форм с GST-N-RK и GST-N-RKF3A.Ill
  • 8. Ингибирование родопсинкиназы под действием рековерина дикого типа и его мутантных форм
    • 8. 1. Очистка родопсинкиназы из НСП
    • 8. 2. Измерение активности родопсинкиназы в присутствии рековерина дикого типа или его мутантных форм
  • 9. Взаимодействие рековерина дикого типа и его мутантных форм с фенилсефарозой
  • 10. Молекулярное моделирование комплексов рековерина дикого типа или его мутантных форм с N-концевым 16-звенным пептидом родопсинкиназы
  • 11. Аналитические процедуры
    • 11. 1. Электрофорез ДНК в агарозном геле
    • 11. 2. Электрофорез в ПААГ
    • 11. 3. Иммуноблоттинг
    • 11. 4. Определение концентрации белков
  • ВЫВОДЫ

Изучение регуляторной функции С-концевого сегмента рековерина (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Ключевые аспекты функционирования нейронов регулируются за счет изменений концентрации внутриклеточного кальция, которые в зависимости от своей интенсивности и продолжительности активируют различные сигнальные каскады, приводящие к конкретным физиологическим эффектам. Разнообразие этих эффектов является результатом действия белков семейства нейрональных кальциевых сенсоров (НКС), способных распознавать сигналы кальция и преобразовывать их в широкий спектр клеточных ответов. За счет этой способности ИКС вовлечены в сигнальные механизмы, обеспечивающие нормальную жизнедеятельность нейронов, начиная от роста и выживаемости, и заканчивая сенсорной функцией, нейротрансмиссией и всеми этапами синаптической пластичности. Более того, нарушение экспрессии и (или) функционирования НКС приводит к активации патогенетических сигнальных механизмов, ассоциированных с целым рядом заболеваний центральной нервной системы.

Примером сигнального каскада с участием НКС является передача зрительного сигнала в фоторецепторной клетке (фототрансдукция). Центральным элементом Са2+ -зависимой регуляции фототрансдукции является НКС рековерин, функция которого заключается в придании процессу де-сенситизации зрительного рецептора родопсина чувствительности к ионам кальция. При высокой концентрации кальция, характерной для темнового состояния фоторецепторной клетки, рековерин ингибирует фосфорилиро-вание родопсина, катализируемое родопсинкиназой. В ответ на световой стимул происходит снижение концентрации кальция в цитоплазме фоторецепторной клетки, рековерин теряет способность ингибировать родопсин-киназу, в результате чего происходит фосфорилирование родопсина, инициирующее быстрое выключение фотовозбужденного рецептора.

Белки семейства НКС, включая рековерин, обладают высокой степенью структурного сходства. Гомология распространяется на структуру их.

Са2±связывающих центров, а также гидрофобного кармана, который, как считается, образует основной и единственный структурный мотив, отвечающий за связывание ИКС с их мишенями. Этим наблюдениям противоречит тот факт, что каждый НКС способен реагировать на изменение концентрации внутриклеточного кальция в своем узком диапазоне и в ответ на это с высокой специфичностью распознавать и эффективно модулировать активность разных сигнальных партнеров. Несмотря на интенсивные исследования НКС, проводимые в последнее время, взаимосвязь между структурной организацией этих белков и специфичностью их регулятор-ной активности до сих пор остается неустановленной. Кроме того, обнаружение новых мишеней для НКС усложняет решение этой проблемы. В связи с этим актуальной задачей является поиск регуляторных элементов в структуре НКС, которые могли бы обеспечивать уникальность функциональных свойств каждого из этих белков. Мы предположили, что одним из таких элементов может быть С-концевой сегмент — последовательность, которая среди НКС отличается вариабельностью структуры всех уровней. В настоящей работе исследована роль С-концевого сегмента в обеспечении эффективности и специфичности Сазависимого функционирования НКС рековерина.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

НЕЙРОНАЛЬНЫЕ КАЛЬЦИЕВЫЕ СЕНСОРЫ" .

выводы.

1. Удаление участка С-концевого сегмента рековерина, состоящего из 14-ти С-концевых аминокислотных остатков, не приводит к нарушению целостности структуры белка.

2. Аминокислотные остатки 191(ЗКУКЕК196 в С-концевом сегменте рековерина принимают участие в настройке его чувствительности к ионам кальция и, как следствие, в регуляции Са2±миристоильного переключателя белка.

3. Образование контактов между С-концевым сегментом рековерина и 14-концевым 15-звенным участком родопсинкиназы, включая катион-тс взаимодействие К192кс-Р3кк, стабилизирует связывание родопсинкиназы с гидрофобным карманом рековерина, тем самым обеспечивая эффективное ингибирование фермента.

4. Замена С-концевого сегмента рековерина на соответствующую последовательность другого нейронального кальциевого сенсора, вСАР2, ослабляет ингибирование родопсинкиназы рековерином.

Показать весь текст

Список литературы

  1. McCue, H.V., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2010) The Diversity of Calcium Sensor Proteins in the Regulation of Neuronal Function. Cold Spring Harb Perspect. Biol 2(8), a004085.
  2. Braunewell, K.-H. (2005) The darker side of Ca2+ signaling by neuronal Ca2±sensor proteins: From Alzheimer’s disease to cancer. Trends Pharmacol. Sci. 26, 345−351.
  3. , M.J. (2010) Calcium hypothesis of Alzheimer’s disease. Pflugers Arch. 459, 44149.
  4. Seaton, G., Hogg, E.L., Jo, J., Whitcomb, D.J. and Cho, K. (2011) Sensing change: the emerging role of calcium sensors in neuronal disease. Seminars in Cell andDecelopmental biology 22, 530−535.
  5. , R.D. (2007) Neuronal calcium sensor proteins: generating diversity in neuronal Ca signalling. Nat. Rev. Neurosci. 8(3), 182−193.
  6. Augustine, G.J., Santamaria, F. and Tanaka, K. (2003) Local calcium signaling in neurons. Neuron 40, 331−346.
  7. , M.J. (2009) Inositol trisphosphate and calcium signalling mechanisms. Biochim Biophys Acta 1793(6), 933−40.
  8. Sabatini, B.L. and Regehr, W.G. (1996) Timing of neurotransmission at fast synapses in the mammalian brain. Nature 384, 170−172.
  9. Catterall, W.A. and Few, A.P. (2008) Calcium channel regulation and presynaptic plasticity. Neuron 59, 882−901.
  10. Yang, S.N., Tang, Y.G. and Zucker, R.S. (1999) Selective induction of LTP and LTD by postsynaptic Ca2+.? elevation. J. Neurophysiol. 81, 781−787.
  11. Bito, H., Deisseroth, K. and Tsien, R.W. (1997) Ca2±dependent regulation in neuronal gene expression. Curr. Opin. Neurobiol. 7, 419−429.
  12. Hara, M.R. and Snyder, S.H. (2006) Cell signaling and neuronal death. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 47, 117−141.
  13. Ikura, M. and Ames, J.B. (2006) Genetic polymorphism and protein conformational plasticity in the calmodulin superfamily: two ways to promote multifunctionality. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103, 1159−1164.
  14. Yanez, M., Gil-Longo, J. and Campos-Toimil, M. (2012) Calcium binding proteins. Adv. Exp. Med. Biol. 740, 461−482.
  15. Rizo, J. and Sudhof, T.C. (1998) C2-domains, structure and function of a universal Ca2±binding domain. J. Biol. Chem. 273 (26), 15 879−15 882.
  16. Lewit-Bentley, A. and Rety, S. (2000) EF-hand calcium-binding proteins. Curr. Opin. Struct. Biol. 10, 637−643.
  17. Shao, X., Fernandez, I., Sudhof, T.C. and Rizo, J. (1998) Solution structures of the Ca2±free and Ca2±bound C2A domain of synaptotagmin I: Does Ca2+ induce a conformational change? Biochem. 37, 16 106−16 115.
  18. , E.R. (2008) How does synaptotagmin trigger neurotransmitter release? Annu. Rev. Biochem. 77, 615−641.
  19. Uversry, V.N. and Narizhneva, N.V. (1998) Biochemistry (Moscow) 63, 420−433.
  20. Wingard, J.N., Chan, J., Bosanac, I., Haeseleer, F., Palczewski, K., Ikura, M. and Ames, J.B. (2005) Structural analysis of Mg2+ and Ca2+ binding to CaBPl, a neuron-specific regulator of calcium channels. J. Biol. Chem. 280(45), 3 746 137 470.
  21. Li, C., Pan, W., Braunewell, K.H. and Ames, J.B. (2011) Structural analysis of Mg2+ and Ca2+ binding, myristoylation and dimerization of the neuronal calcium sensor and visinin-like protein 1 (VILIP-1). J. Biol. Chem. 286(8), 63 546 366.
  22. Falke, J.J., Drake, S.K., Hazard, A.L. and Peersen, O.B. (1994) Molecular tuning of ion binding to calcium signaling proteins. Quart. Rev. Biophys. 27, 219−290.
  23. Ames, J.B., Porumb, T., Tanaka, T., Ikura, M. and Stryer, L. (1995) Amino-terminal myristoylation induces Cooperative calcium binding to recoverin. J. Biol. Chem. 270 (9), 4526−4533.
  24. Haeseleer, F., Imanishi, Y., Sokal, I., Filipek, S. and Palczewski, K. (2002) Calcium-binding proteins: intracellular sensors from the calmodulin superfami-ly. Biochem. Biophys. Res. Comm. 290, 615−623.
  25. Burgoyne, R.D., O’Callaghan, D.W., Hasdemir, B., Haynes, L.P. and Tepikin, A.V. (2004) Neuronal calcium sensor proteins: multitalented regulators of neuronal function. Trends Neurosci. 27, 203−209.
  26. Chattopadhyaya, R., Meador, W.E., Means, A.R. and Quiocho, F.A. (1992). Calmodulin structure refined at 1.7 A resolution. J. Mol. Biol. 228, 1177−1192.
  27. Tadross, M.R., Dick, I.E. and Yue, D.T. (2008) Mechanism of local and4. OAglobal Ca sensing by calmodulin in complex with a Ca channel. Cell 133, 1228−1240.
  28. Shifman, J.M., Choi, M.H., Mihalas, S., Mayo, S.L. and Kennedy, M.B. (2006) Ca27calmodulin-dependent protein kinase II (CaMKII) is activated by calmodulin with two bound calciums. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103, 1 396 813 973.
  29. Johnson, J.D., Snyder, C., Walsch, M. and Flynn, M. (1996) Effects of myosin light chain kinase and peptides in Ca2±exchange with the N- and C-terminal Ca -binding sites of calmodulin. J.Biol. Chem. 271, 761−767.
  30. Fallon, J.L., Hailing, D.B., Hamilton, S.L. and Quiocho, F.A. (2005) Structure of calmodulin bound to the hydrophobic IQ domain of the cardiac Ca (v)1.2 calcium channel. Structure 13, 1881−1886.
  31. Persechini, A. and Cronk, B. (1999) The relationship between the free concentrations of Ca2+ and Ca2±calmodulin in intact cells. J. Biol Chem. 274, 6827−6830.
  32. Lisman, J., Schulman, H. and Cline, H. (2002) The molecular basis of CaMKII function in synaptic and behavioural memory. Nature Rev. Neurosci. 3, 175−190.
  33. Ehlers, M.D., Zhang, S., Bernhardt, J.P. and Huganir, R.L. (1996) Inactiva-tion of NMD A receptors by direct interaction of calmodulin with the NR1 subunit. Cell 84, 745−755.
  34. Hogan, P.G., Chen, L., Nardone, J. and Rao, A. (2003) Transcriptional regulation by calcium, calcineurin, and NFAT. Genes 17, 2205−2232.
  35. Hilfiker, S., Pieribone, V.A., Czernik, A.J., Kao, H.T., Augustine, G.J. and Greengard, P. (1999) Synapsins as regulators of neurotransmitter release. Philos. Trans. R. Soc. London (Biol.) 354, 269−279.
  36. Zuhlke, R.D., Pitt, G.S., Deisseroth, K., Tsien, R.Y. and Reuter, H. (1999) Calmodulin supports both inactivation and facilitation of L-type calcium channels. Nature (London) 399, 159−162.
  37. Burgoyne, R.D. and Haynes, L.P. (2012) Understanding the physiological roles of the neuronal calcium sensor proteins. Molecular brain 5, 2.
  38. , A.M., Некрасова, Э.Н. и Филиппов, П.П. (1991) Новый специфичный для фоторецепторных клеток белок с молекулярной массой 26 кДа, способный связываться с иммобилизованным делипидизированным родопсином. Биохимия 56, 225−229.
  39. , P. (2004) Expression analysis of members of the neuronal calcium sensors protein family: combining bioinformatics and Western blot analysis. Biochem. Biophys. Res. Comm. 323, 38−43.
  40. Pruunsild, P. and Timmusk, T. (2005) Structure, alternative splicing, and expression of the human and mouse KCHIP gene family. Genomics 86, 581−593.
  41. Dizhoor, A.M., Ray, S., Kumar, S., Niemi, G., Spencer, M., Brolley, D., Walsh, K.A., Philipov, P.P., Hurley, J.B. and Stryer, L. (1991) Recoverin: a calcium sensitive activator of retinal rod guanylate cyclase. Science 251, 915−918.
  42. Lambrecht, H.G. and Koch, K.W. (1991) Light-dependent phosphorylation a 26 kd calcium binding protein from bovine rod outer segments. FEBS Lett. 317, 45−48.
  43. Korf, H.W., White, B.H., Schaad, N.C. and Klein, D.C. (1992) Recoverin in pineal organs and retinae of various vertebrate species including man. Brain Research 595, 57−66.
  44. Milam, A.H., Dacey, D.M. and Dizhoor, A. (1993) Recoverin immunoreactivity in mammalian cone bipolar cells. Vis. Neurosci 10, 1−12.
  45. McGinnis, J.F., Stepanik, P.L., Jariangprasert, S. and Lerious, V. (1997) Functional significance of recoverin localization in multiple retina cell types. J. Neurosci. Res. 50, 487−495.
  46. Dalil-Thiney, N., Bastianelli, E., Pochet, R., Reperant, J. and Versaux-Botteri, C. (1998) Recoverin and hippocalcin distribution in the lamprey (Lampreta fluviatilis) retina. Neurosci. Lett. 247, 163−166.
  47. Sampath, A., Strissel, K, J., Elias, R., Arshavsky, V.Y., McGinnis, J.F., Chen, J., Kawamura, S., Rieke, F. and Hurley, J.B. (2005) Recoverin improves rod-mediated vision by enhancing signal transmission in the mouse retina. Neuron 46,413−420.
  48. Strissel, K.J., Lishko, P.V., Trieu L.H., Kennedy, M.J., Hurley, J.B. and Arshavsky, V.Y. (2005) Recoverin undergoes light-dependent intracellular translocation in rod photoreceptors. J.Biol. Chem. 280, 29 520−29 255.
  49. Dizhoor, A.M. and Hurley, J.B. (1999) Regulation of photoreceptor membrane guanylyl cyclases by guanylyl cyclase activator proteins. Methods 19, 521−53.
  50. Imanishi, Y., Li, N., Sowa, M.E., Lichtarge, O., Wensel, T.G., Saperstein, D.A., Baehr, W. and Palczewski, K. (2002) Characterisation of retinal guanylate cyclase-activating protein 3 (GCAP3) from zebrafish to man. Eur. J. Neurosci. 15, 63−78.
  51. Braunewell, K.H. and Gundelfinger, E.D. (1999) Intracellular neuronal calcium sensor proteins: a family of EF-hand calcium-binding proteins in search of a function. Cell. Tissue Res. 295, 1−12.
  52. Kobayashi, M., Takamatsu, K., Saitoh, S., Miura, M. and Noguchi, T. (1992) Molecular cloning of hippocalcin, a novel-calcium binding protein of recoverin family exclusively expressed in hippocampus. Biochem. Byophys. Res. Commun. 189, 511−517
  53. Saitoh, S., Takamatsu, K., Kobayashi, M. and Noguchi, T. (1993) Distribution of hippocalcin mRNA and immunoreactivity in rat brain. Neurosci. Lett. 157, 107−10.
  54. McFerran, B.W., Graham, M.E. and Burgoyne, R.D. (1998) Neuronal Ca2+ sensor 1, the mammalian homologue of frequenin, is expressed in chromaffin and PC 12 cells and regulates neurosecretion from dense-core granules. J. Biol. Chem. 273, 205−216.
  55. Kapp, Y., Melnikov, S., Schefler, A, Jeromin, A. and Sagi, R. (2003) NCS-1 and phosphatidilinosetol 4-kinase regulate IgE receptor-triggered exocytosis in cultured mast cell. J. Immunol. 171, 5320−5327.
  56. An, W.F., Bowlby, M.R., Betty, M., Cao, J., Ling, H.P., Mendoza, G., Hin-son, J.W., Mattsson, K.I., Strassle, B.W., Trimmer, J.S. and Rhodes, K.J. (2000) Modulation of A-type potassium channels by a family of calcium sensors. Nature 403, 553−556.
  57. Paterlini, M., Revilla, V., Grant, A.L. and Wisden, W. (2000) Expression of the neuronal calcium sensor protein family in the rat brain. Neurosci. 99, 205 216.
  58. Permyakov, S.E., Nazipova, A.A., Denesyuk, A. L, Bakunts, A.G., Zinchenko, D.V., Lipkin, V.M., Uversky, V.M. and Permyakov, E.A. (2007) Recoverin as redox-sensitive protein. J. ofProt. Res. 6, 1855−1863.
  59. Zhou, W., Qian, Y., Kunjilwar, K., Pfaffinger, P. J. and Choe, S. (2004) Structural insights into the functional interaction of KChlPl withShal-type K+ channels. Neuron 41, 573−586.
  60. Hwang, J. Y., Schlesinger, R. and Koch, K. W. (2004) Irregular dimerization of guanylate cyclase-activating protein 1 mutants causes loss of target activation. Eur. J. Biochem., 271, 3785−3793.
  61. Takimoto, K, Yang, E.K. and Conforti, L. (2002) Palmitoylation of KChIP splicing variants is required for efficient cell surface expression of Kv4.3 channels. J. Biol. Chem. 277, 26 904−26 911.
  62. Ray, S., Zozulya, S., Niemi, G.A., Flaherty, K.M., Brolley, D., Dizhoor, A.M., McKay, D.B., Hurley, J.B. and Stryer, L. (1992) Cloning, expression, and crystallization of recoverin, a calcium sensor in vision. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 89, 5705−5709.
  63. Okazaki, K., Watanabe, M., Ando, Y., Hagiwara, M., Terasawa, M. and Hidaka, H. (1992). Full sequence of neurocalcin, a novel calcium-binding protein abundant in central nervous system. Biochem. Biophys. Res. Commun. 185, 147−153.
  64. Kumar, S.V. and Kumar, V.D. (1999) Crystal structure of recombinant neurocalcin. Nature Struct. Biol 6, 80−88.
  65. Bourne, Y., Dannenberg, J., Pollmanni, V., Marchot, P. and Pongsi, O. (2001) Immunocytochemical localization and crystal structure of human frequenin (neuronal calcium sensor 1). J. Biol Chem. 276, 11 949−11 955.
  66. Hendricks, K. B, Wang, B.Q., Schnitders, E.A. and Thorner, J. (1999) Yeast homologue of neuronal frequenin is a regulator of phosphatidylinositol-4-OH kinase. Nat. Cell Biol 1,234−241.
  67. Lee, L., Chen, K.C. and Chang, L.S. (2009) Protein Functional roles of EF-hands in human potassium channel-interacting protein 2. Pept. Lett. 16(9), 10 811 087.
  68. Ames, J.B., Ishima, R., Tanaka, T., Gordon, J.I., Stryer, L. and Ikura, M. (1997) Molecular mechanics of calcium-myristoyl switches. Nature 389, 198— 202.
  69. Flaherty, K.M., Zozulya, S., Stryer, L. and McKay, D.B. (1993) Three-dimensional structure of recoverin, a calcium sensor in vision. Cell 75, 709−716.
  70. Weiergraber, O.H., Senin, I.I., Philippov, P.P., Granzin, J., and Koch, K.W. (2003) Impact of N-terminal myristoylation on the Ca -dependent conformational transition in recoverin. J.Biol.Chem. 278, 22 972−22 979.
  71. Tanaka, T., Ames, J.B., Harvey, T.S., Stryer, L. and Ikura, M. (1995) Sequestration of the membrane-targeting myristoyl group of recoverin in the calcium-free state. Nature 376, 444−447.
  72. Ames J.B., Hendricks K.B., Strahl T, Huttner I.G., Hamasaki N. and Thorner J. (2000) Structure and calcium-binding properties of Frql, a novel calcium sensor in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Biochemistry 39(40), 12 149−12 161.
  73. Lim, S., Strahl, T., Thorner, J. and Ames, J. B. (2011). Structure of a Ca2±myristoyl switch protein that controls activation of a phosphatidylinositol 4-kinase in fission yeast. J. Biol. Chem. 286, 12 565−12 577.
  74. Ames, J.B., Dizhoor, A.M., Ikura, M., Palczewski, K. and Stryer L. (1999) Three-dimensional structure of guanylyl cyclase activating protein-2, a calcium-sensitive modulator of photoreceptor guanylyl cyclases. J. Biol. Chem. 274(27), 19 329−19 337.
  75. Liang, P., Wang, H., Chen, H., Cui, Y., Gu, L., Chai, J. and Wang, K. (2009) Structural Insights into KChIP4a Modulation of Kv4.3 Inactivation. J. Biol. Chem. 284(8), 4960−4967.
  76. Stephen, R., Palezewski, K. and Sousa, M.C. (2006) The Crystal Structure of GCAP3 Suggests Molecular Mechanism of GCAP-linked Cone Dystrophies. J. ofMol. Biology 359 (2), 266−275.
  77. Stephen, R., Bereta, G., Golczak, M., Palezewski, K. and Sousa, M.C. (2007) Stabilizing function for myristoyl group revealed by the crystal structure of a neuronal calcium sensor, guanylate cyclase-activating protein 1. Structure 15, 1392−1402.
  78. Hughes, R.E., Brzovic, P. S., Dizhoor, A.M., Klevit, R.E. and Hurley, J.B. (1998) Ca -dependent conformational changes in bovine GCAP2. Protein Sci. 7, 2675−2680.
  79. O’Callaghan, D.W., Tepikin, A.V. and Burgoyne, R. D. (2003) Dynamics and calcium-sensitivity of the Ca -myristoyl switch protein hippocalcin in living cells. J. Cell Biol. 163, 715−721.
  80. Beven, L., Adenier, H., Kichenama, R., Homand, J., Redeker, V., Le Caer, J.P., Ladant, D. and Chopineau J. (2001) Ca -myristoyl switch and membrane binding of chemically acylated neurocalcins. Biochemistry 40(27), 8152−60.
  81. Hughes, R.E., Brzovic, P. S., Klevit, R.E. and Hurley, J.B. (1995) Calcium-dependent solvation of the myristoyl group of recoverin. Biochemistry 34, 11 410−11 416.
  82. Ames, J.B., Lim, S. and Ikura M. (2012) Molecular structure and target recognition of neuronal calcium sensor proteins. Front. Mol. Neurosci. 5,10.
  83. Zozulya, S. and Stryer, L. (1992) Calcium-myristoyl protein switch. Proc. Natl. Acad. Set U.S.A. 89, 11 569−11 573.
  84. Ames, J.B., Hamasaki, N. and Molchanova, T. (2002) Structure and calcium-binding studies of a recoverin mutant (E85Q) in an allosteric intermediate state. Biochemistry 41, 5776−5787.
  85. Senin, I.I., Fischer, T., Komolov, K.E., Zinchenko, D.V., Philippov, P.P., and Koch, K.W. (2002) Ca -myristoyl switchin the neuronal calcium sensor04recoverin requires different functions of Ca -binding sites. J. Biol. Chem. 277(52), 50 365−50 372.
  86. , D. (1995) Calcium and membrane binding properties of bovine neurocalcin delta expressed in Escherichia coli. J. Biol. Chem. 270, 3179−3185.
  87. Ames, J.B., Levay, K., Wingard, J.N., Lusin J.D. and Slepak, V.Z. (2006) Structural basis for calcium-induced inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. J. Biol. Chem. 281 (48), 37 237−37 245.
  88. Zhou, W., Qian, Y., Kunjilwar, K., Pfaffinger, P.J. and Choe, S. (2004) Structural insights into the functional interaction of KChlPl with Shal-type K+ channels. Neuron, 41(4), 573−86.
  89. Pioletti, M., Findeisen, F., Hura, G.L. and Minor, D.L. (2006) Three-dimensional structure of the KChIPl-Kv4. 3 T1 complex reveals a cross-shaped octamer. Nature Struct. Mol. Biol. 13, 987−995.
  90. Wang, H., Yan, Y., Liu, Q., Huang, Y., Shen, Y., Chen, L., Chen, Y., Yang, Q., Hao, Q., Wang, K. and Chai, J. (2007) Structural basis for modulation of Kv4 K+ channels by auxiliary KChIP subunits. Nature Neurosci. 10, 32−39.
  91. Strahl, T., Huttner, I.G., Lusin, J.D., Osawa, M., King, D., Thorner, J. and Ames, J.B. (2007) Structural insights into activation of phosphatidylinositol 4-kinase (Pikl) by yeast frequenin (Frql). J. Biol. Chem., 282(42), 30 949−59.
  92. Berridge, M.J., Lipp, P. and Bootman, M.D. (2000) The versatility and universality of calcium signalling. Nature Rev. Mol. Cell Biol. 1, 11−21.
  93. Woodruf, M.L., Sampath, A.P., Matthews, H.R., Krasnoperova, N.V., Lem, J. and Fain, G.L. (2002) Measurement of cytoplasmic calcium concentration in the rods of wild type and transducin knock-out mice. J. Physiol. 542, 843−854.
  94. Dell’Orco, D., Sulmann, S., Linse, S. and Koch K.-W. (2012) Dynamics of Conformational Ca2±Switches in Signaling Networks Detected by a Planar Plasmonic Device. Anal. Chem. 84 (6), 2982−2989.
  95. Peshenko, I.V. and Dizhoor, A.M. (2004) Guanylyl cyclase-activating proteins (GCAPs) are Ca2+/Mg2+ sensors: implications for photoreceptor guanylyl cyclase (RetGC) regulation in mammalian photoreceptors. J. Biol. Chem. 279, 16 903−16 906.
  96. Peshenko, I.V. and Dizhoor, A.M. (2006) Ca2+ and Mg2+ binding properties of GCAP-1. Evidence that Mg2±bound form is the physiological activator of photoreceptor guanylyl cyclase. J. Biol. Chem. 281, 23 830−23 841.
  97. Dizhoor, A.M., Olshevskaya, E. V and Peshenko, I.V. (2010) Mg2+/Ca2+ cation binding cycle of guanylyl cyclase activating proteins (GCAPs): role in regulation of photoreceptor guanylylcyclase. Mol. Cell. Biochem. 334(1−2), 117−124.
  98. Chen, C., Nakatani, K. and Koutalos, Y. (2003) Free magnesium concentration in salamander photoreceptor outer segment. J Physiol. 553, 125−135.
  99. Peshenko, I.V. and Dizhoor, A.M. (2004) Guanylyl cyclase-activating proteins (GCAPs) are Ca2+/Mg2+ sensors. J. Biol. Chem. 279, 16 903−16 906.
  100. O’Callaghan, D.W., Ivings, L., Weiss, J.L., Ashby, M.C., Tepikin, A.V. and
  101. , R.D. (2002) Differential use of myristoyl groups on neuronal calcium2+sensor proteins as a determinant of spatio-temporal aspects of Ca -signal transduction./. Biol.Chem. Ill, 14 227−14 237.
  102. Valentine, K.G., Mesleh, M.F., Opella, S.J., Ikura, M. and Ames, J.B. (2003) Structure, topology, and dynamics of myristoylated recoverin bound to phospholipid bilayers. Biochemistry 42(21), 6333−40.
  103. Handley, M.T., Lian, L.Y., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2010) Structural and functional deficits in a Neuronal Calcium Sensor-1 mutant identified in a case of Autistic Spectrum Disorder. PLoS ONE 5, 10 534−10 541.
  104. Hwang, J.-Y. and Koch, K.-W. (2002) Calcium- and Myristoyl-Dependent Properties of Guanylate Cyclase-Activating Protein-1 and Protein-2. Biochemistry 41 (43), 13 021−13 028.
  105. O’Callaghan, D.W., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2005) High-affinity interaction of the N-terminal myristoylation motif of the neuronal calcium sensor protein hippocalcin with phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate. Biochem. J. 391, 231−238.
  106. Senin, I.I., Churumova, V.A., Philippov, P.P. and Koch, K.-W. (2007) Membrane binding of the neuronal calcium sensor recoverin modulatory role of the charged carboxy-terminus. BMC Biochem. 22(8), 24.
  107. Fliesler, S.J., Anderson, R.E. (1983) Chemistry and metabolism of lipids in the vertebrate retina. Prog. Lipid. Res. 22, 79−131.
  108. Makino, C.L., Dodd, R.L., Chen J., Burns, M.E., Roca, A., Simon, M.I. and Baylor, D.A. (2004) Recoverin regulates light-dependent phosphodiesterase activity in retinal rods. J. Gen. Physiol. 123, 729−741.
  109. Sakurai, K., Chen, J. and Kefalov, V.J. (2011) Role of guanylyl cyclase modulation in mouse cone phototransduction. J. Neurosci. 31 (22) 7991−8000.
  110. , П.П., Аршавский, В.Ю. и Дижур, A.M. (1987) Биохимия зрительной рецепции. Итоги науки и техники. ВИНИТИ 26.
  111. , Р. (2000) Phototransduction and calcium. Membr. Cell. Biol. 13, 195−206.
  112. Chen, C.K., Inglese, J., Lefkowitz, R.J. and Hurley, J.B. (1995) Ca2±dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 270, 18 060−18 066.
  113. Kawamura, S., Hisatomi, O., Kayada, S., Tokunaga, F. and Kuo, C.H. (1993) Recoverin has S-modulin activity in frog rods. J. Biol. Chem. 268, 14 579−14 582.
  114. Gorodovikova, E.N., Senin, I.I. and Philippov, P.P. (1994) Calcium-sensitive control of rhodopsin phosphorylation in the reconstituted system consisting of photoreceptor membranes, rhodopsin kinase and recoverin. FEBS Lett. 353, 171−172.
  115. Gorodovikova, E.N., Gimelbrant, A.A., Senin, I.I. and Philippov, P.P. (1994) Recoverin mediates the calcium effect upon rhodopsin phosphorylation and cGMP hydrolysis in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 349, 187−190.
  116. Klenchin, V.A., Calvert, P.D. and Bownds, M.D. (1995) Inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction. J. Biol. Chem. 270, 16 147−16 152.
  117. Komolov, K.E., Senin, I.I., Kovaleva, N.A., Christoph, M.P., Churumova, V.A., Grigoriev, I.I., Akhtar, M., Philippov, P.P., and Koch, K.W. (2009) Mechanism of rhodopsin kinase regulation by recoverin. J. Neurochem. 110, 72−79.
  118. Chen, C.K., Woodruff, M.L., Chen, F.C., Chen, D. and Fain, G.L. (2010) Background light produces a recoverin-dependent modulation of activated-rhodopsin lifetime in mouse rods. J. Neurosci. 30 (4), 1213−1220.
  119. Fries, R., Reddy, P.P., Mikhaylova, M., Haverkamp, S., Wei, T., Miiller, M., Kreutz, M.R. and Koch, K.W. (2010) Dynamic cellular translocation of caldendrin is facilitated by the Ca -myristoyl switch of recoverin. J. Neurochem. 113(5):1150−62.
  120. Palczewski, K., Sokal, I. and Baehr, W. (2004) Guanylate-cyclase-activating proteins: structure, function and diversity. Biochem. Biophys. Res. Comm. 322, 1123−1130.
  121. Faurobert, E., Chen, C.K., Hurley, J.B. and Teng, D.H. (1997) Drosophila neurocalcin, a fatty acylated, Ca -binding protein that associates with 5 membranes and inhibits in vitro phosphorylation of bovine rhodopsin. J. Biol. Chem. 271, 10 256−10 262.
  122. Palmer, C.L., Lim, W., Hastie, P.G., Toward, M., Korolchuk, V.I., Bur-bidge, S.A., Banting, G., Collingridge, G.L., Isaac, J.T. and Henley, J.M. (2005) Hippocalcin functions as a calcium sensor in hippocampal LTD. Neuron 47, 487−494.
  123. Lautermilch, N.J., Few, A.P., Scheuer, T. and Catterall, W.A. (2005) Modulation of Cav2.1 channels by the neuronal calcium-binding protein visinin-like protein-2. J. Neurosci. 25, 7062−7070.
  124. Schaad, N.C., De Castro, E., Nef, S., Hegi, S., Hinrichsen, R., Martone, M.E., Ellisman, M.H., Sikkink, R., Sygush, J., Nef, P. (1996). Direct modulation of calmodulin targets by the neuronal calcium sensor NCS-1. Proc. Natl. Acad. Sci. 93, 9253−9258.
  125. Tsujimoto, T., Jeromin, A., Satoh, N., Roder, J.C. and Takahashi, T. (2002) Neuronal calcium sensor 1 and activity-dependent facilitation of P/Q-type calcium channel currents at presynaptic nerve terminals. Science 295, 2276−2279.
  126. Saab, B.J., Georgiou, J., Nath, A., Lee, F.J., Wang, M., Michalon, A., Liu, F., Mansuy, I.M., Roder, J.C. (2009) NCS-1 in the dentategyrus promotes exploration, synaptic plasticity, and rapid acquisition of spatial memory. Neuron 63, 643−656.
  127. Haynes, L.P., Thomas, G.M. and Burgoyne, R.D. (2005) Interaction of neuronal calcium sensor-1 and ARF1 allows bidirectional control of PI (4) kinase and TGN-plasma membrane traffic. J. Biol. Chem. 280, 6047−6054.
  128. Dason, J.S., Romero-Pozuelo, J., Marin, L., Iyengar, B.G., Klose, M.K., Ferrus, A., Atwood, H.L. (2009) Frequenin/NCS-land the Ca2,0-channel {a} 1-subunit co-regulate synaptic transmission and nerve-terminal growth. J. Cell. Sci. 122, 4109—4121.
  129. Hui, H., McHugh, D., Hannan, M., Zeng, F., Xu, S.Z., Khan, S.U., Levenson, R., Beech, D.J. and Weiss, J.L. (2006) Calcium-sensing mechanism in TRPC5 channels contributing to retardation of neurite outgrowth. J. Physiol. 572, 165−172.
  130. Nakamura, T.Y., Jeromin, A., Smith, G., Kurushima, H., Koga, H., Nakabeppu, Y., Wakabayashi, S. and Nabekura, J. (2006) Novel role of neuronal Ca sensor-1 as a survival factor up-regulated in injured neurons. J. Cell Biol. 172, 1081−1091
  131. De Castro, E., Nef, S., Fiumelli, H., Lenz, S.E., Kawamura, S. and Nef, P. (1995) Regulation of rhodopsin phosphorylation by a family of neuronal calcium sensors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 216 (1), 133−140.
  132. An, W.F., Bowlby, M.R., Betty, M., Cao, J., Ling, H.P., Mendoza, G., Hin-son, J.W., Mattsson, K.I., Strassle, B.W., Trimmer, J.S. and Rhodes, K.J. (2000) Modulation of A-type potassium channels by a family of calcium sensors. Nature 403, 553−556.
  133. Hasdemir, B., Fitzgerald, D.J., Prior, I.A., Tepikin, A.V. and Burgoyne, R.D. (2005) Traffic of Kv4 K+ channels mediated by KChlPl is via a novel post-ER vesicular pathway. J. Cell Biol. 171, 459−469.
  134. Decher, N., Barth, A. S., Gonzalez, T., Steinmeyer, K. and Sanguinetti, M.C. (2004) Novel KChIP2 isoforms increase functional diversity of transient outward potassium currents. J. Physiol. 557, 761−772.
  135. Zaidi, N.F., Kuplast, K.G., Washicosky, K.J., Kajiwara, Y., Buxbaum, J.D. and Wasco, W. (2006) Calsenilin interacts with transcriptional co-repressor C-terminal binding protein (s). J. Neurochem. 98, 1290−1301.
  136. Lilliehook, C., Chan, S., Choi, E.K., Zaidi, N.F., Wasco, W., Mattson, M.P. and Buxbaum, J.D. (2002) Calsenilin enhances apoptosis by altering endoplasmic reticulum calcium signalling. Mol. Cell. Neurosci. 19, 552−559.
  137. Dell’Orco, D., De Benedetti, P. G. and Fanelli, F. (2007) In silico screening of mutational effects on transmembrane helix dimerization: insights from rigid-body docking and molecular dynamics simulations. J. Phys. Chem. Ill, 9114— 9124.
  138. Dell’Orco, D. (2009) Fast predictions of thermodynamics and kinetics of protein-protein recognition from structures: from molecular design to systems biology. Mol. Biosyst. 5, 323−334.
  139. Peshenko, I.V., Olshevskaya, E.V. and Dizhoor, A.M. (2004) Ca2±dependent conformational changes in guanylyl cyclase-activating protein 2 (GCAP-2) revealed by site-specific phosphorylation and partial proteolysis. J. Biol Chem. 279(48), 50 342−9.
  140. Lian, L.Y., Pandalaneni, S.R., Patel, P., McCue, H.V., Haynes, L.P. and Burgoyne, R.D. (2011) Characterisation of the interaction of the C-terminus of the dopamine D2 receptor with neuronal calcium sensor-1. PLoS One. 2011, 6(11), 27 779
  141. Desmeules, P., Penney, S.E. and Salesse, C. (2006) Single-step purification of myristoylated and nonmyristoylated recoverin and substrate dependence of myristoylation level. Anal. Biochem. 349(1), 25−32.
  142. Helten, A. and Koch, K.-W. (2007) Calcium-dependent conformational changes in guanylate cyclase-activating protein 2 monitored by cysteine accessibility Biochem. Biophys. Res. Commun. 356, 687 692.
  143. Permyakov, S. E., Khokhlova, T. I., Uversky, V. N. and Permyakov, E. A. (2010) Analysis of Ca2+/Mg2+ selectivity in alpha-lactalbumin and Ca2±binding lysozyme reveals a distinct Mg2±specific site in lysozyme. Proteins 78, 26 092 624.
  144. Ames, J.B., Hendricks, K.B., Strahl, T., Huttner, I.G., Hamasaki, N., Thorner, J. (2000) Structure and calcium-binding properties of Frql, a novel calcium sensor in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Biochemistry 39(40), 12 149−61.
  145. , H. (1969) A rapid and sensitive method for measuring the binding of radioactive ligands to proteins. Anal. Biochem. 32(1), 91−100.
  146. Papermaster, D.S., and Dreyer, W.J. (1974) Rhodopsin content in the outer segment membranes of bovine and frog retinal rods. Biochemistry 13, 24 382 444.
  147. Shichi, H. and Somers, R.L. (1978) Light-dependent phosphorylation of rhodopsin. J. Biol. Chem. 253, 7040−7046.
  148. Lambrecht, H. G. and Koch, K. W. (1992) Recoverin, a novel calcium-binding protein from vertebrate photoreceptors. Biochim. Biophys. Acta 1160, 63−66
  149. Komolov, K. E., Senin, II, Philippov, P. P. and Koch, K. W. (2006) Surface plasmon resonance study of G protein/receptor coupling in a lipid bilayer-free system. Anal. Chem. 78, 1228−1234.
  150. Stenberg, E., Persson, B., Roos, H., Urbaniczky C. (1991) Quantitative determination of surface concentration of protein with surface plasmon resonance using radiolabeled proteins. J. Colloid and Interface Science 143, 513.
  151. Lange, C. and Koch, K. W. (1997) Calcium-dependent binding of recoverin to membranes monitored by surface plasmon resonance spectroscopy in real time. Biochemistry 36, 12 019−12 026.
  152. Palczewski, K., Buczylko, J., Van Hooser, P., Carr, S.A., Huddleston, M.J., and Crabb, J.W. (1992) Identification of the autophosphorylation sites in rhodopsin kinase. J. Biol. Chem. 267, 18 991−18 998.
  153. Weiergraber, O.H., Senin, I.I., Zernii, E.Y., Churumova, V.A., Kovaleva, N.A., Nazipova, A.A., Permyakov, S.E., Permyakov, E.A., Philippov, P.P., Granzin, J., and Koch, K.W. (2006) Tuning of a neuronal calcium sensor. J. Biol. Chem. 281, 37 594−37 602.
  154. , M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248−254.
  155. Zor, T. and Selinger, Z. (1996) Linearization of the Bradford protein assay increases its sensitivity: theoretical and experimental studies. Anal. Biochem. 236(2), 302−8.
  156. Dell’Orco, D. (2009) Fast predictions of thermodynamics and kinetics of protein-protein recognition from structures: from molecular design to systems biology. Mol. Biosyst. 5, 323−334.
  157. Dell’Orco, D., Seeber, M., De Benedetti, P. G. and Fanelli, F. (2005) Probing fragment complementation by rigid-body docking: in silico reconstitution of calbindin D9k. J. Chem. Inf. 45, 1429−1438.
  158. Chen, R. and Weng, Z. (2003) A novel shape complementarity scoring function for protein-protein docking. Proteins 51, 397−408.
  159. Dell’Orco, D., De Benedetti, P. G. and Fanelli, F. (2007) In silico screening of mutational effects on enzyme-proteic inhibitor affinity: a docking-based approach. BMC Struct. Biol. 7, 37.
  160. , U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680−685.
  161. Towbin H, Staehelin T, Gordon J. (1979) Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Nat. I Acad. Sci. USA., 76, 4350−4354.
  162. Johnson, W.C., Palczewski, K., Gorczyca, W.A., Riazance-Lawrence, J.H., Witkowska, D. and Polans, A.S. (1997) Calcium binding to recoverin: implications for secondary structure and membrane association. Biochim. Biophys. Acta 1342, 164−174.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!