Характеристика новых генов Schizosaccharomyces pombe dds20+ и rlp1+, участвующих в клеточном ответе на повреждения ДНК

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Показано, что Rlpl имеет высокую степень гомологии с Rad51 паралогом человека, белком Хгсс2. Однако отсутствие чувствительности rlpl мутанта к митомицину С не позволяет считать его непосредственным функциональным гомологом Хгсс2. Идентификация Rlpl и анализ свойств делеционного мутанта демонстрирует функциональное разнообразие и специализацию RecA-подобных белков в ряду от дрожжей до позвоночных… Читать ещё >

Содержание

ГЛАВА 1. ВВЕДЕНИЕ
ГЛАВА 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 2. 1. Делящиеся дрожжи Schizosaccharomyces pombe как модельный объект в молекулярно- генетических исследованиях
- 2. 2. Рекомбинационная репарация как основной механизм исправления двуцепочечных разрывов ДНК в эукариотических клетках
- 2. 3. Характеристика генов, участвующих в механизме рекомбинационной репарации
ГЛАВА 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
- 3. 1. Штаммы, использованные в работе
- 3. 2. Ростовые среды
- 3. 3. Генетические скрещивания
- 3. 4. Выделение плазмидной ДНК из клеток E. col
- 3. 5. Электрофорез ДНК в агарозном геле
- 3. 6. Трансформация клеток штамма E. coli DH5a
- 3. 7. Трансформация клеток S. pombe
- 3. 8. Выделение ДНК из агарозного геля
- 3. 9. Тесты на клеточный ответ на генотоксический стресс
- 3. 10. Полимеразная цепная реакция
- 3. 11. Конструирование делеционного мутанта dds20: arg3+
- 3. 12. Выделение белка Dds20 из клеток S. pombe
- 3. 13. Электрофорез белков в полиакриламидном геле
- 3. 14. Тест на эффективность мейотической внутригенной рекомбинации
- 3. 15. Тест на эффективность мейотической межгенной рекомбинации
- 3. 16. Определение выживаемости спор
- 3. 17. Определение эффективности споруляции
- 3. 18. Тесты на белок-белковые взаимодействия
- 3. 19. Манипуляции с ДНК
- 3. 20. Иммунофлуоресцентная микроскопия
ГЛАВА 4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИСЛЕДОВАНИЯ
- 4. 1. Dds20 — высококопийный супрессор нарушения репарации клеток, лишенных
- S. pombe Rad51 паралогов Rhp55 (Rad55Sp) и Rhp57 (Rad57Sp)
  - 4. 2. Конструирование делеционного мутанта dds20: arg3+
  - 4. 3. Чувствительность мутантных клеток dds20A к генотоксическому стрессу
  - 4. 4. dds20+ эпистатичен radl8 и rad60, и является высококопийным супрессором репликационных и репарационных дефектов мутанта rad
  - 4. 5. Dds20 не играет существенной роли в возобновлении остановленной репликации и в переключении типа спаривания
  - 4. 6. Dds20 участвует в Cdsl-независимом механизме толерантности УФ повреждений ДНК
  - 4. 7. Уровень потери хромосомы и митотической рекомбинации не изменен в мутанте dds
  - 4. 8. Мейотическая рекомбинация снижена в мутанте dds20A
  - 4. 9. Dds20 является ядерным белком, взаимодействующим с Rhp51 (Rad51Sp)
  - 4. 10. Повторы PDA необходимы для функции белка Dds
  - 4. 11. Ген rlpl+ кодирует новый RecA-подобный белок S. pombe с высокой гомологией к белку человека XRCC
  - 4. 12. Конструирование делеционного штамма rlpl
- 4. ЛЗ. rlpl+ является ДНК репарационным геном, действующим в одном пути репарации с rhp51+, rhp54+ и rhp55+
  - 4. 14. Rlplp не играет существенной роли в репарации повреждений ДНК, вызванных действием УФ света и в клеточном ответе при повреждениях репликационных вилок
  - 4. 15. Спонтанная митотическая внутрихромосомная рекомбинация в мутанте rlpl
  - 4. 16. Мейоз и переключение типа спаривания в мутанте rlpl
  - 4. 17. Дрожжевой двугибридный анализ взаимодействия Rlpl с другими белками рекомбинационной репарации
ГЛАВА 5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
- 5. 1. Rad51 -зависимые механизмы рекомбинационной репарации
- 5. 2. Dds20 и толерантность к повреждений ДНК, вызванных действием УФ света
- 5. 3. Повторы PDA и возможная роль белка Dds20 в репарации двуцепочечных разрывов ДНК
- 5. 4. Rlpl является новым паралогом Rad51 в делящихся дрожжах
ВЫВОДЫ

Характеристика новых генов Schizosaccharomyces pombe dds20+ и rlp1+, участвующих в клеточном ответе на повреждения ДНК (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Целостность генетической информации клетки постоянно подвергается воздействию экзогенных химических и физических факторов, которые могут вызывать широкий спектр повреждении ДНК. В дополнение к индуцированным повреждениям значительный уровень спонтанных повреждений ДНК может возникать в результате клеточного метаболизма [Friedberg, 1995]. Двуцепочечные разрывы ДНК, возникающие спонтанно пли при действии ряда химических и физических факторов, например, таких как алкнлирующий агент метилметансульфонат и ионизирующая радиация, являются наиболее тяжелыми повреждениями ДНК, препятствующими процессам транскрипции и репликации ДНК. Не репарированпые или неправильно репарированные двуцепочечные разрывы ДНК могут приводить к хромосомным перестройкам, мутагенезу, канцерогенезу и клеточной смерти. Существенной потребностью для всех организмов является поддержание целостности генома н противодействие накоплению повреждений ДНК. Живые организмы выработали специальные системы для исправления таких повреждений ДНК [Detloff et.al., 1991] среди которых наиболее существенньши механизмами исправления повреждений ДНК являются фотореактивация УФ повреждений, эксцизионная нуклеотидная и рекомбинационная репарации. Двуцепочечные разрывы ДНК репарируются в клетках дрожжей преимущественно с помощью системы рекомбипационной репарации. Рекомбинационная репарация представляет собой безошибочный способ исправления ошибок ДНК, поскольку она использует информацию другого гомолога или сестринской хроматиды для репарации повреждения ДНК. Клетками используются также другие механизмы репарации двуцепочечных разрывов ДНК, основанные на отжиге одноцепочечных участков или негомологичном соединении концов ДНК в месте разрыва [Paques and Haber, 1999]. Однако в отличие от рекомбипационной репарации два последних механизма репарацщ! двуцепочечных разрывов ДНК являются потенциально мутагенными, поскольку они сопровождаются делениями ДНК в местах разрывов. В ответ на повреждение ДНК происходит остановка клеточного цикла, индуцируется транскрипция репарационных генов, и включаются различные пут репарации ДНК. Эти процессы контролируются механизмами контроля клеточного цикла, предотвращая вхождение клетки в S-фазу или митоз, до тех пор, пока повреждение ДНК не будет репарировано. Механизмы контроля клеточного цикла являются одной из составляющих клеточного ответа на повреждения ДНК, и они обеспечивают выживание клетки и стабильность ее генома. Так как ионизирующая радиация может использоваться в качестве игютрумента в медицинских диагностических целях и терапии рака, необходимо более полное понимание клеточных ответов на возможные повреждения ДНК. Более того, радиационная устойчивость раковых клеток создает ряд проблем с противораковой терапией. Как следствие, радиационная устойчивость может вызывать повышенную репарационную способность раковых клеток [Lavin and Shiloh, 1997]. Повышенные уровни рекомбинации, наблюдаемые у людей с такими синдромами с предрасположешюстью к раку как синдромы Блюма или Вернера, первично вызывают геномную нестабильность в клетках пациентов [Ellis and Geiger, 1995; Scully, 1997]. Наличие прямой связи между предрасположенностью к раковым заболеваниям груди и яичника и репарационными процессами было недавно продеюнстрировано обнаружением взаимодействия между белками Brcal и Вгса2 с ключевым белком рекомбннационной репарации RadSl [Sharan et.al., 1997; George et.al., 1975]. Таким образом, понимание и изучение молекулярных механизмов эукариотнческой реко. мбинационной репарации является важным с точки зрения молекулярной патологии болезней человека и их медицинской терапии. Эволюционно консервативный механизм рекомбинационной репарации в ряду от низшей организации генома к организмам более высоко организованным играет определяющую роль в выживаемости клеток и сохранении целостности генома. Однако механизм рекомбинационной репарации остается не достаточно изученным. Этот процесс наиболее хорошо исследован у бактерий, недостаточно полно у дрожжей и мало изучен у млекопитающих и человека. Представленная работа направлена на решение фундаментальной задачи нониманне механизмов рекомбинационной репарации в эукариотическнх организмах. Проведенные исследования могут послужить основой для изучения этих механизмов в клетках человека с выходом на генетические заболевания. Они также важны и для понимания процессов гомологичной рекомбинации при генных манипуляциях с клетками высших организлюв (трансгенезис и генотерапия).Основной целью диссертационной работы является выяснение молекулярных механизмов рекомбинационной репарации ДНК в эукариотах, используя делящиеся дрожжи Schizosaccharomyces pombe в качестве модельной системы, через изучение двух открытых налш новых генов, dds20* и г/р/" ,^ и кодируемых ими белков генетическилп!, молекулярно биологическими и биохимическими методами. В настоящем исследовании бьши поставлены следующие задачи: 1. Поиск новых генов, участвующих в рекомбинационной репарации делящихся дрожжей, методами: а) скрининга геномной библиотеки S. pombe для выявления супрессоров метилметансульфонат — чувствительного фенотипа клеток с делецией S. pombe, гена rhp55'^, б) компьютерного поиска в базе данных S. pombe новых RecAподобных белков с использованием TBLASTN 1.4.11 [Altschul et.al., 1990]. 2. Обнаружение генетических взаимодействий открытых нами новых генов S. pombe dds20^ и rlpl*, а также анализ фенотипов мутантов по этим генам. Стратегия экспериментов включала конструирование од1нючных, двойных и тройных мутантов, а также эпистатическии анализ по клеточной выживаемости мутаптных клеток при действии улучей, метилметансульфоната и УФ света.3. Изучение возможных взаимодействий белков Dds20 и Rlpl с другими белками рекомбинационной репарации, с использованием методов двугнбридпого анализа в дрожжевой системе S. cerevisiae и иммунопреципитации белков.4. Изучение потенциальных мейотических дефектов в мутантах S. ротЬе dds20 и rlpl с использованием количественной оценки эффективности споруляции, жизнеспособности спор и частоты менотической внутригеиной и межгенной рекомбинации.5. Определение роли S. ротЬе dds20^ и rlpl" ^ в митотической рекомбинации при измерении частоты потери хромосомы S. ротЬе и рекомбинации между голюлогичнымн хромосомами с помощью флуктуационного теста [Hartsuiker et.al., 2001], а также частоты рекомбинации сестринских хроматид в мутаитных клетках dds20 и rlpl [Schuchert et. al., 1988]. В результате проделанной работы мы показали, что dds20^ является новым геном рекомбинациоппой репарации. Наши данные свидетельствуют, что в делящихся дрожжах действуют два различных RadSl-зависимых пути репарации двуцепочечных разрывов ДНК. Мы обнаружили, что ген dds20^ определяет новый путь сборки Кас151-ДНК филамента в делящихся дрожжах, функционирующий параллельно пути, опосредованному Rad51 паралогами, белка"1 Rhp55 и Rhp57. В настоящее время нет свидетельств наличия такого пути репарации в почкующихся дрожжах, что не исключает его существования в других эукариотических организмах. В подтверждение генетических данных о наличии второго Rad51-зависимого пути у S. ротЬе мы показали, что белок Dds20 непосредственно взаимодействует с RadSl^''. Это позволяет предположить, что Dds20 может играть медиаторную роль в образовании Rad51-ДHK филамента, параллельную роли Rad51 паралогов. Так же в этой работе мы охарактеризовали другой ген rlpl^, идентифицированный в делящихся дрожжах. Этот ген кодирует белок структурно схожий белкам RecA семейства, и таким образом, он является третьим паралогом Rad51 в S. ротЬе, помимо белков Rhp55 и Rhp57. Настоящая работа выполнена в лаборатории Молекулярной генетики репарации ДНК Института биологии гена РАН. Автор выражает благодарность своим научным руководителям Башкирову Владимиру Ивановичу и Хасанову Фуату Каримовичу за профессиональное руководство, Паршенковой Ольге Анатольевне за техническую помощь и всем сотрудникам лаборатории Молекулярной генетики репарации ДНК за помощь в выполнении этой работы.

выводы.

1. Идентифицированы два новых гена делящихся дрожжей Schizosaccharomyces pombe: dds20* и rlpl*, участвующие в механизме репарации двуцепочечных разрывов ДНК.

2. Показано, что ген dds20* является высококопийным супрессором чувствительности к у лучам, метилметансульфонату и УФ лучам мутантных клеток с делениями в генах rhp55* и г hp 57*, кодирующих паралоги ключевого белка рекомбинационной репарации Rad51.

3. Установлено, что мутант dds20A проявляет уникальный фенотипхолодочувствительность в репарации УФ и ММС-индуцированных повреждений ДНК, свидетельствующий о вероятной роли белка Dds20 в образовании и/или стабилизации мультипротеинового комплекса, участвующего в механизме рекомбинационной репарации.

4. Обнаружен новый Rhp51 -зависимый механизм рекомбинационной репарации, контролируемый белком Dds20 и действующий параллельно пути контролируемом Rad51 паралогами.

5. Установлено, что Dds20 взаимодействует in vivo с белком Rhp51, образующим Rhp51 -ДНК нуклеопротеиновый филамент.

6. Показано, что белок Dds20 функционирует в новом Cdslp-независимом пути толерантности к повреждениям ДНК, вызванным действием УФ света.

7. Обнаружен новый тип белковых повторов (повторы PDA), который может представлять собой структурный модуль, опосредующий взаимодействие между белками. Нарушение репарационной способности белка Dds20 введением мутаций в PDA повторы с помощью сайт-направленного мутагенеза показывает, что PDA повторы являются важной функциональной частью белка Dds20.

8. Выдвинута гипотеза о медиаторной роли белка Dds20 в сборке Rhp51 нуклеопротеинового филамента вне S-фазы клеточного цикла.

9. Обнаружен новый RecA-подобный ген rlpl+, кодирующий третий Rad51 паралог Schizosaccharomyces pombe. С помощью эпистатического анализа установлено, что rlpl+ принадлежит к RAD52 группе генов рекомбинационной репарации ДНК. Делеция гена rlpl* приводит к чувствительности клеток к метилметансульфонату и у лучам.

10. Rlpl не играет существенной роли в репарации повреждений ДНК, вызванных действием УФ света и в клеточном ответе при повреждениях репликационных вилок. Не обнаружено существенной роли Rlpl в переключении типа спаривания и мейозе.

11. Показано, что Rlpl имеет высокую степень гомологии с Rad51 паралогом человека, белком Хгсс2. Однако отсутствие чувствительности rlpl мутанта к митомицину С не позволяет считать его непосредственным функциональным гомологом Хгсс2. Идентификация Rlpl и анализ свойств делеционного мутанта демонстрирует функциональное разнообразие и специализацию RecA-подобных белков в ряду от дрожжей до позвоночных.

Показать весь текст

Список литературы

Хасанов Ф.К., Башкиров В. И. Рекомбинационная репарация в Schizosaccharomyces pombe: Роль в поддержании целостности генома. 35 (2001) 1−14.
Abe Н., Wada М., Kohno К., Kuwano М. 1994. Altered drug sensitivities to anticancer agents in radiation-sensitive DNA repair deficient yeast mutants. Anticancer Res. 14:1807−1810.
Ajimura M., Leem S.H., Ogawa H. 1992. Identification of new genes required for meiotic recombination in Saccharomyces cerevisiae. Genetics. 133:51−66.
Akamatsu Y., Dziadkowiec D., Ikeguchi M., Shinagawa H., Iwasaki H. 2003. Two different Swi5-containing protein complexes are involved in mating-type switching and recombination repair in fission yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100:15 770−15 775.
Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. 1990. Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol. 215: 403−410.
Arcangioli B. 1998. A site- and strand-specific DNA breaks confers asymmetric switching potential in fission yeast. EMBO J. 17:4503−4510.
Arcangioli В., de Lahondes R. 2000. Fission yeast switches mating type by a replication-recombination coupled process, EMBO J. 19:1389−1396.
Auble D.T., Wang D., Post K.W., Hahn S. 1997. Molecular analysis of the SNF2/SWI2 protein family member MOT 1, an ATP-driven enzyme that dissociates TATA-binding protein from DNA. Mol. Cell. Biol. 17:4842−4851.
Baroni E., Viscardi V., Cartagena-Lorola H., Lucchini G., Pia Longhese M. 2004. The functions of budding yeast Sae2 in DNA damage response require Mecl- and Tell-dependent phosphorylation. Mol. Cell. Biol. 24:4151−4165.
Bashkirov V.I., King J.S., Bashkirova E.V., Schmuckli-Maurer J., Heyer W.D. 2000. DNA repair protein Rad55 is a terminal substrate of the DNA damage checkpoints. Mol. Cell. Biol., 20:4393−4404.
Beach D.H. 1983. Cell type switching by DNA transposition in fission yeast. Nature. 305:682 687.
Benson F.E., Baumann P., West S.C. 1998. Synergistic actions of Rad51 and Rad52 in recombination and DNA repair. Nature. 391:401−404.
Bianco P.R., Tracy R.B., Kowalczykovski S.C. 1998. DNA strand exchange proteins: a biochemical and physical comparison. Bioessays. 3:1−56.
Boddy M. N., Lopez-Girona A., Shanahan P., Interthal H., Heyer W. D" and Russell P. 2000. Damage tolerance protein Mus81 associates with the FHA1 domain of checkpoint kinase Cdsl. Mol. Cell. Biol. 20:8758−8766.
Braybrooke J.P., Spink K.G., Thacker J., Hickson I.D. 2000. The RAD51 family member, RAD51L3, is a DNA-stimulated ATPase that forms a complex with XRCC2. J. Biol. Chem. 275:29 100−29 106.
Cartwright R., Tambini C.E., Simpson P.J., Thacker J. 1998. The XRCC2 DNA repair gene from human and mouse encodes a novel member of the recA/RAD51 family. Nucleic Acids Res. 26:3084−3089.
Caspari Т., Murray J. M., Carr A. M. 2002. Cdc2-cyclin В kinase activity links Crb2 and Rqhl-topoisomerase 1П. Genes Dev. 16:1195−1208.
Cao Y., Kogoma T. 1995. The mechanism of recA polA lethality: Suppression by RecA-independent recombination repair activated by the lexA (Def) mutation in Escherichia coli. Genetics. 139:1483−1494.
Cervantes M.D., Farah J.A., Smith G.R. 2000. Meiotic DNA breaks associated with recombination in S. pombe. Mol. Cell. 5:883−888.
Chlebowiecz E., Jachymczyk W.J. 1979. Repair of MMS-induced DNA double-strand breaks in haploid cells of Saccharomyces cerevisiae, which requires the rpesence of a duplicate genome, Mol. Gen. Genet. 167:279−286.
Cromie G. A, Leach DR 2001. Recombinational repair of chromosomal DNA double-strand breaks generated by a restriction endonuclease. Mol Biol. Cell. 41:873−883.
Detloff P., Sieber J., Petes T.D. 1991. Repair of specific base pair mismatches formed during meiotic recombination in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol. l 1:737−45.
Doe C.L., Ahn J.S., Dixon J., Whitby M.C. 2002. Mus81-Emel and Rqhl involvement in processing stalled and collapsed forks. J. Biol. Chem. 277:32 753−32 759.
Doe CL, Osman F, Dixon J, Whitby MC. 2004. DNA repair by a Rad22-Mus81 -dependent pathway that is independent of Rhp51. Nucleic Acids Res. 32:5570−81.
Dong Z., Zhong Q., Chen P.L. 1999. The Nijmegen breakage syndrome protein is essential for Mrel 1 phosphorylation upon DNA damage. J. Biol. Chem. 274:19 513−19 516.
Dronkert M.L.G., Kanaar R. 2001. Repair of DNA interstrand cross-links. DNA Repair 486:217 247.
Dudas A, Chovanec M. 2004. DNA double-strand break repair by homologous recombination. MutatRes. 566:131−167.
Egel R., Beach D.H., Klar A.J. 1984. Genes required for initiation and resolution steps of mating-type switching in fission yeast. Proc Natl. Acad. Sci. USA 81:3481−3485.
Egel R. 1989. Mating-type genes, meiosis, and sporulation. In: A. Nasim, P. Young and B.F. Johnson (Eds.), Molecular biology of fission yeast, Academic Press, San Diego. 671−691.
Ellis J. Geiger K. 1995. Real-time description of parton-hadron conversion and confinement dynamics. Phys Rev D Part Fields 52:1500−1526.
Fleck O., Heim L., Gutz H. 1990. A mutated svi4 gene causes duplications in the mating-type region of Schizosaccharomyces pombe. Curr. Genet. 18:501−509.
Fousteri M. I., Lehmann A.R. 2000. A novel SMC protein complex in Schizosaccharomyces pombe contains the Radl8 DNA repair protein. EMBO J. 19:1691−1702.
French C.A., Masson J.Y., Griffin C.S., O’Regan P., West C.S., Thacker J. 2002. Role of mammalian RAD51L2 (RAD51C) in recombination and genetic stability. J. Biol. Chem. 277:19 322−19 330.
Friedberg E.C., Walker G.C., Siede W. 1995. DNA Repair and Mutagenesis, ASM Press, Washington, DC.
Fukushima K., Tanaka Y., Nabeshima K., Yoneki Т., Tougan Т., Tanaka S., Nojima H. 2000. Dmcl of Schizosaccharomyces pombe plays a role in meiotic recombination, Nucleic Acids Res. 28:2709−2716.
George J., Castellazzi M., Buttin G. 1975. Prophase induction and cell division in E.coli. III. Mutations sfiA and sfiB restore division in tif and Ion strains and permit the expression of mutator properties of tif. Mol.Gen.Genet. 140:309−332.
Grishchuk A. L, Kohli J. 2003. Five RecA-like proteins of Schizosaccharomyces pombe are involved in meiotic recombination. Genetics. 165:1031−43.
Gutz H., Heslot H., Leupold U., Loprieno N. 1974. Schizosaccharomyces pombe. In R. C. King (ed.), Handbook of genetics, vol. 1. Plenum Press, New York, NY. 395−446.
Gyuris J., Golemis E., Chertkov H., Brent R. 1993. Cdil, a human G1-phase and S-phase protein phosphatase that associates with Cdk2. Cell 75:791−803.
Haber J.E. 1998. The many interfaces oSMrell. Cell 95:583−586.
Hagan I. M., Hyams J.S. 1988. The use of cell division cycle mutants to investigate the control of microtubule distribution in the fission yeast Schizosaccharomyces pombe. J. Cell Sci. 89:343 357.
Hays S.L., Firmenich A.A., Berg P. 1995. Complex formation in yeast double-strand break repair participation of Rad51, Rad52, Rad55, and Rad57 proteins. Proc Natl. Acad. Sci. USA. 92:6925−6929.
Johnson R.D., Symington L.S. 1995. Functional differences and interactions among the putative RecA homologs RAD51, RAD55, and RAD57. Mol. Cell. Biol. 15:4843−4850.
Jones N.J., Cox R., Thacker J. 1987. Isolation and cross-sensitivity of X-ray-sensitive mutants of V79−4 hamster cells. Mutation Res. 183:279−286.
Kai M, Wang TS. 2003. Checkpoint responses to replication stalling: inducing tolerance and preventing mutagenesis. Mutation Res. 222:59−73.
Kaykov A., Holmes A.M., Arcangioli B. 2004. Formation, maintenance and consequences of the imprint at the mating-type locus in fission yeast. EMBO J. 23:930−938.
Khasanov F.K., Savchenko G.V., Bashkirova E.V., Korolev V.G., Heyer W.-D., Bashkirov V.I. 1999. A new recombinational DNA repair gene from Schizosaccharomyces pombe with homology to E. coli RecA, Genetics 152:1557−1572.
Kojic M., Kostrub C.F., Buchman A.R., Holloman W.K. 2002. BRCA2 homolog required for proficiency in DNA repair, recombination, and genome stability in Ustilago maydis. Mol. Cell 10:683−691.
Kojic M., Yang H., Kostrub C.F., Pavletich N.P. 2003. The BRCA2-interacting protein DSS1 is vital for DNA repair, recombination, and genome stability in Ustilago maydis. Mol. Cell 12:1043−1049.
Maniatis T, Fritsch E.E., Sambrook J. Molecular cloning. 1982. A laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory.
Masson J.Y., Tarsounas M.C., Stasiak A.Z., Stasiak A., Shah R., Mcllwraith M.J. Benson F.E., West S.C. 2001. Identification and purification of two distinct complexes containing the five RAD51 paralogs. Genes Dev. 15:3296−3307.
Mata J., Lyne R., Burns G., Bahler J. 2002. The transcriptional program of meiosis and sporulation in fission yeast. Nat Genet. 32:143−7.
Mazin, A., Alexeev A., Kowalczykowski S. C. 2003. A novel presynaptic function of Rad54 protein: Stabilization of the Rad51 nucleoprotein filament. J. Biol. Chem. Опубликование online как M212779200
Mazin A.V., Bornarth C.J., Solinger J.A., Heyer W.D., Kowalczykowski S.C. 2000. Rad54 protein is targeted to pairing loci by the Rad51 nucleoprotein filament. Mol. Cell. 6:583−592.
Michel В., Ehrlich S.D., Uzest M. 1997. DNA double-strand breaks caused by replication arrest. EMBOJ. 16:430−438.
Muris D.F.R., Vreeken K., Carr A.M., Broughton B.C., Lehmann A.R., Lohman P.H.M., Pastink A. 1993. Cloning the RAD51 homologue of Schizosacchaomyces pombe. Nucleic Acids Res. 21:4586−4591.
Murray J. M., Lindsay H. D., Munday C. A., Carr A. M. 1997. Role of Schizosaccharomyces pombe RecQ homolog, recombination, and checkpoint genes in UV damage tolerance. Mol. Cell. Biol. 17:6868−6875.
New J.H., Sugiyama Т., Zaitseva E., Kowalczykowski S.C. 1998. Rad52 protein stimulates DNA strand exchange by Rad51 and replication protein A. Nature 391:407−410.
Ogawa T. Yu X, Shinohara A., Egelman E.H. 1993. Similarity of the yeast RAD51 filament to the bacterial RecA filament. Science 259:1896−1899.
O’Regan P., Wilson C" Townsend S., Thacker J. 2001. XRCC2 is a nuclear RAD51-like protein required for damage-dependent RAD51 focus formation without the need for ATP binding, J. Biol. Chem. 276:22 148−22 153.
Osman F., Adriance M., McCready S., Curr. 2000. The genetic control of spontaneous and UV-induced mitotic intrachromosomal recombination in the fission yeast Schizosaccharomyces pombe. Genet. 38:113−125.
Osman F., Bjoras M., Alseth I., Morland I., McCready S., Seeberg E., Tsaneva I. 2003. A new Schizosaccharomyces pombe base excision repair mutant, nthl, reveals overlapping pathways for repair of DNA base damage. Mol. Microbiol. 48:465−480.
Ostermann K., Lorentz A., Schmidt H. 1993. The fission yeast rad22 gene, having a function in mating-type switching and repair of DNA damages, encodes a protein homolog to Rad52 of Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res. 21:5940−5944.
Paques F., Haber J.E. 1999. Multiple pathways of recombination induced by double-strand breaks in Saccharomyces cerevisiae. Microbiol.Mol.Biol.Rev. 63:349−404.
Pastink A., Eeken J.C.J., Lohman P.H.M. 2001. Genomic integrity and the repair of double-strand DNA breaks. Mutation Research 480:37−50.
Pawson Т., Nash P. 2003. Assembly of cell regulatory systems through protein interaction domains. Science 300:445−452.
Pellegrini L., Yu D. S., Lo Т., Anand S., Lee M., Blundell T. L., Venkitaraman A. R. 2002. Insights into DNA recombination from the structure of a RAD51-BRCA2 complex. Nature 420:287−293.
Pellegrini L., Venkitaraman A. 2004. Emerging functions of BRCA2 in DNA recombination. Trends in Biochemical Sciences. 29:310−316.
Petukhova G., Stratton S., Sung P. 1998. Catalysis of homologous pairing by yeast Rad51 and Rad54 proteins. Nature. 393:91−94.
Petukhova G., Komen S.V., Vergano S., Klein H., Sung P. 1999. Yeast Rad54 Promotes Rad51-dependent Homologous DNA Pairing via ATP Hydrolysis-driven Change in DNA Double Helix conformation. J. Biol. Chem. 274:29 453−29 462.
Petukhova G., Sung P., Klein H. 2000. Promotion of Rad51-dependent D-loop formation by yeast recombination factor Rdh54/Tidl. Genes Dev. 14:2206−2215.
Pnnz S., Amon A., Klein F. 1997. Isolation of COM1, a new gene required to complete meiotic double-strand break-induced recombination in Saccharomyces cerevisiae. Genetics 146:781−795.
Scully C. 1997. Drug-induced oral mucosal hyperpigmentation. Prim Dent Care. 4:35−36.
Sharan S.K., Morimatsu M., Albrecht U., Lim D.S., Regel E., Dinh C., Sands A., Eichele G., Hasty P., Bradley A. 1997. Embryonic lethality and radiation hypersensitivity mediated by Rad51 in mice lacking Brca2. 386:804−10.
Sharpies G.J., Leach D.R. 1995. Structural and functional similarities between the SbcCD proteins of Escherichia coli and the RAD50 and MRE11 (RAD32) recombination and repair proteins of yeast. Mol. Microbiol. 17:1215−1217.
Shinohara A., Ogawa T. 1998. Stimulation by Rad52 of yeast Rad51-mediated recombination. Nature. 391:404−407.
Schuchert P., Kohli J. 1988. The ade6-M26 mutation of Schizosaccharomyces pombe increases the frequency of crossing over. Genetics. 119:507−515.
Shivji M. К. K., Venkitaraman A. R. 2004. DNA recombination, chromosomal stability and carcinogenesis: insights into the role of BRCA2. DNA Repair. 3:835−843.
Solinger J. A., Heyer W. D. 2001. Rad54 protein stimulates the postsynaptic phase of Rad51 protein-mediated DNA strand exchange. Proc. Natl. Acad. Scie. USA. 98:8447−8453.
Solinger J. A., Kiianitsa K., Heyer W. D. 2002. Rad54, a Swi2/Snf2-like recombinational repair protein, disassembles Rad51: dsDNA filaments. Mol. Cell. 10:1175−1188.
Sugiyama Т., Zaitseva E.M., Kowalczykowski S.C. 1997. A single-stranded DNA-binding protein is needed for efficient presynaptic complex formation by the Saccharomyces cerevisiae Rad51 protein. J.Biol.Chem. 272:7940−7945.
Sung P. 1994. Catalysis of ATP-dependent homologous DNA pairing and strand exchange by yeast RAD51 protein. Science. 265:1241−1243.
Sung P. 1997. Yeast Rad55 and Rad57 proteins form a heterodimer that functions with replication protein A to promote DNA strand exchange by Rad51 recombinase. Genes Dev. 11:1111−1121.
Sung P., Robberson D. L 1995. DNA strand exchange mediated by a RAD51-ssDNA nucleoprotein filament with polarity opposite to that of Rec. Cell 82:453−461
Suto K., Nagata A., Murakami H., Okayama H. 1999. A Double-Strand Break Repair Component Is Essential for S Phase Completion in Fission Yeast Cell Cycling. Mol. Biol. Cell. 10:3331−3343.
Symington L.S. 1998. Homologous recombination is required for the viability of rad27 mutants. Nucleic Acids Res. 26:5589−5595.
Symington L. S. 2002. Role of RAD52 epistasis group genes in homologous recombination and double-strand break repair. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 66:630−670.
TakataM., Sasaki M. S., Tachiiri S., Fukushima Т., Sonoda E., Schild D., Thompson L. H., Takeda S. 2001. Chromosome instability and defective recombinational repair in knockout mutants of the five Rad51 paralogs. Mol. Cell. Biol. 21:2858−2866.
Takata M., Tachiiri S., Fujimori A., Thompson L. H., Miki Y., Hiraoka M., Takeda S., Yamazoe M. 2002. Conserved domains in the chicken homologue of BRCA2. Oncogene 21:1130−1134.
Tarsounas M., Davies D., West S. C. 2003. BRCA2-dependent and independent formation of RAD51 nuclear foci. Oncogene 22:1115−1123.
Tavassoli M., Shayeghi M., Nasim A., Watts F.Z. 1995. Cloning and characterisation of the Schizosaccharomyces pombe rad32 gene: A gene required for repair of double strand breaks and recombination. Nucleic Acids Res. 23:383−388.
Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Jeanmougin F., Higgins D.G. 1997. The Clustal X windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools, Nucleic Acids Res. 24:4876−4882.
Tsutsui Y., Khasanov F.K., Shinagawa H., Iwasaki H., Bashkirov V.I. 2001. Multiple interactions among the components of the recombinational DNA repair system in Schizosaccharomyces pombe. Genetics. 159:91 -105.
Ueno M., Nakazaki Т., Akamatsu Y., Watanabe K., Tomita K., Lindsay H.D., Shinagawa H., Iwasaki H. 2003. Molecular characterization of the Schizosaccharomyces pombe nbsl+ gene involved in DNA repair and telomere maintenance. Mol Cell. Biol. 23:6553−6563.
Usui Т., Ohta Т., Oshiumi H., Tomizawa J., Ogawa H., Ogawa T. 1998.Complex formation and functional versatility of Mrel 1 of budding yeast in recombination. Cell. 95:705−716.
Van Komen S., Petukhova G., Sigurdsson S., Stratton S., Sung P. 2000. Superhelicity-driven homologous DNA pairing by yeast recombination factors Rad51 and Rad54. Mol. Cell. 6:563 572.
Verkade H. M., Bugg S. J., Lindsay H. D., Carr A. M., O’Connell M. J. 1999. Radl8 is required for DNA repair and checkpoint responses in fission yeast. Mol. Biol. Cell. 10:2905−18.
Warren M., Smith A., Partridge N., Masabanda J., Griffin D., Ashworth A. 2002. Structural analysis of the chicken BRCA2 gene facilitates identification of functional domains and disease causing mutations. Hum. Mol. Genet. 11:841−851.
Wilson S., Tavassoli M., Watts F.Z. 1998. Schizosaccharomyces pombe rad32 protein: a phosphoprotein with an essential phosphoesterase motif required for repair of DNA double strand breaks. Nucl. Acids Res. 26:5261−5269.
Wilson S., Warr N., Taylor D.L., Watts F.Z. 1999. The role of Schizosaccharomyces pombe Rad32, the Mrell homologue, and other DNA damage response proteins in non-homologous end joining and telomere length maintenance. Nucl. Acids Res. 27:2655- 2661.
Wold M.S. 1997. Replication protein A: a heterotrimeric, single-stranded DNA-binding protein required for eukaryotic DNA metabolism. Annu. Rev. Biochem. 66:61−92.
Yang H. J., Jeffrey P. D., Miller J., Kinnucan E., Sun Y. Т., Thoma N. H" Zheng N. Chen P. L" Lee W. H., Pavletich N. P. 2002. BRCA2 function in DNA binding and recombination from a BRCA2-DSS1 -ssDNA structure. Science. 297:1837−1848.
Yasui A., McCready S.J. 1998. Alternative repair pathways for UV-induced DNA damage. Bioessays. 20:291−297.
Xiao W., Chow B.L., Rathgeber L. 1996. The repair of DNA methylation damage in Saccharomyces cerevisiae. Curr. Genet. 30:461−468.

Заполнить форму текущей работой