Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Изучение адаптивных реакций клеток эпителия кишечника при культивировании в условиях микробиореактора

Диссертация: Изучение адаптивных реакций клеток эпителия кишечника при культивировании в условиях микробиореактора
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Полногеномный анализ экспрессии показал, что при дифференцировке клеток Сасо-2 достоверно изменяется экспрессия белков, связанных с энергетическим гомеостазом клетки: транспортом пуриновых нуклеозидов (SLC29A1, SLC29A4) и их производных (SLC5A12, SLC2A9, PDZK1, SLC23A1). Экспрессия гена транспортера пуриновых нуклеозидов и оснований SLC29A1 снижается в 1.5 раза, в то время как экспрессия SLC29A4… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК ОСНОВНЫХ ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ
  • Актуальность темы исследования
  • Научная новизна
  • Теоретическая и практическая значимость работы
  • Положения, выносимые на защиту
  • Структура и объем диссертации
  • ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР
    • 1. 1. Клеточная линия Сасо-2 как модель эпителия тонкого кишечника
    • 1. 2. Анализ данных микрочипов
    • 1. 3. Механизмы транспорта веществ через эпителий кишечника
    • 1. 4. Культивирование клеток на проницаемых мембранных фильтрах
    • 1. 5. Референсные гены в изучении процесса дифференцировки клеток линии Сасо
    • 1. 6. Воздействие на клетки кишечника
    • 1. 7. Микробиореакторы
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Реактивы
    • 2. 2. Культивирование клеточной линии Сасо
      • 2. 2. 1. Получение дифференцированной культуры клеток Сасо
    • 2. 3. ПЦР с детекцией продуктов в режиме реального времени
    • 2. 4. Методы оценки стабильности экспрессии генов
    • 2. 5. Полногеномный транскриптомный анализ
      • 2. 5. 2. Приготовление Second-strand Master Mix
      • 2. 5. 3. In vitro транскрипция кРНК
      • 2. 5. 4. Очистка кРНК
      • 2. 5. 5. Синтез 2nd-cycle кДНК
      • 2. 5. 6. Гидролиз с RNAse Н
      • 2. 5. 7. Очистка 2nd-Cycle кДНК
    • 2. 6. Изучение транспорта веществ через монослой клеток Сасо
    • 2. 7. Обращенно-фазовая ВЭЖХ
    • 2. 8. Статистическая обработка результатов исследования
  • ГЛАВА 3. ФОРМИРОВАНИЕ МОНОСЛОЯ ДИФФЕРЕНЦИРОВАННЫХ КЛЕТОК ЛИНИИ САСО
    • 3. 1. Изучение генетических особенностей клеток Сасо-2 до и после дифференцировки
      • 3. 1. 1. Оценка стабильности экспрессии потенциальных референсных генов
    • 3. 2. Оценка изменения экспрессии специфических генов клеток Сасо
    • 3. 3. Оценка степени конфлюэнтности монослоя
    • 3. 4. Влияние дифференцировки клеток линии Сасо-2 на белки активного транспорта (по данным полногеномного анализа экспрессии)
  • ГЛАВА 4. КУЛЬТИВИРОВАНИЕ В МИКРОБИОРЕАКТОРЕ
    • 4. 1. Преимущества культивирования в микрофлюидных системах
    • 4. 2. Влияние условий культивирования в микробиореакторе на функциональный статус клеток Сасо
    • 4. 3. Полярность монослоя дифференцированных клеток Сасо

Изучение адаптивных реакций клеток эпителия кишечника при культивировании в условиях микробиореактора (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность темы

исследования.

Основная функция эпителия тонкого кишечника заключается в формировании гистогематического барьера, отделяющего соединительную ткань кишечника от потенциально вредных соединений, присутствующих в просвете кишки, а также препятствующего попаданию этих веществ в кровоток. Плотные контакты, образующиеся в апикальной области эпителия между соседними клетками, формируют структурный и функциональный барьер, который препятствует парацеллюлярному транспорту веществ из кишечника. Нарушение плотных контактов с одной стороны, наблюдается при ряде воспалительных заболеваний, а с другой — является причиной различных воспалительных заболеваний кишечника и некротического энтероколита.

Помимо барьерной функции, эпителиальные клетки кишечника выполняют транспортную. В тонком кишечнике осуществляется всасывание большинства жизненно-важных для организма веществ и перорально принимаемых лекарственных средств. Транспорт осуществляется пассивно, активно и путем пиноцитоза.

Клетки эпителия кишечника используются в качестве объекта исследований, направленных на изучение процессов всасывания биологически активных молекул и ксенобиотиков в тонком кишечнике человека, а также влияния различных физиологических факторов на барьерную функцию кишечного эпителия.

При этом наиболее распространенным подходом является культивирование клеток кишечника в виде монокультуры. Недостатком такого подхода является значительное упрощение модели по сравнению с нормальной стенкой кишечника, так как практически не удается воссоздать физиологичный ток питательной среды под базальной мембраной, что в значительной мере влияет на процессы активного или пассивного транспорта тех или иных веществ через эпителий тонкого кишечника. Распространенным подходом к решению данной проблемы является использование микробиореакторов, позволяющих моделировать и поддерживать ток питательной среды.

В настоящее время существуют варианты микробиореакторов, позволяющие культивировать различные модели органов [Biffi, 2012; Young, 2010]. Однако до сих пор остаётся невыясненным, как культивирование клеток эпителия кишечника в микробиореакторе влияет на их функцию: остается ли она в пределах нормы, имеет ли место стрессирование клеток, в какой мере клетки, культивируемые в таких условиях, могут быть использованы как модель нормальной стенки кишечника.

В этой связи целью исследования было изучение молекулярно-генетических особенностей функционального статуса клеток эпителия кишечника человека при их культивировании в условиях микробиореактора.

Для решения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Разработка микробиореактора для культивирования клеточной модели ткани эпителия кишечника;

2. Изучение процесса диффузии маркерных молекул при микроциркуляции среды в условиях микробиореактора;

3. Получение стабильного монослоя дифференцированных клеток линии Сасо-2;

4. Экспериментальное обоснование выбора референсных генов для оценки изменения экспрессии генов в процессе дифференцировки клеток линии Сасо-2;

5. Исследование экспрессии генов белков-транспортеров в дифференцированных клетках линии Сасо-2;

6. Сравнение уровня экспрессии генов белков теплового шока. Оценка при культивировании клеток Сасо-2 в условиях микробиореактора и в планшете;

7. Характеристика апикально-базальной поляризации клеток линии Сасо-2 при культивировании в условиях микробиореактора.

Научная новизна.

Научная новизна исследования заключается в том, что разработан новый прибор, позволяющий проводить культивирование клеточной модели эпителия тонкого кишечника в условиях непрерывной циркуляции питательной среды. В отличие от литературных данных, показано, что при дифференцировке клеток Сасо-2 гены SF3A1, SDHA и ТВР характеризуются наиболее стабильным уровнем экспрессии.

Культивирование клеток линии Сасо-2 в условиях микробиореактора не приводит к изменению экспрессии белков теплового шока. Клетки линии Сасо-2, культивируемые в микробиореакторе, имеют апикально-базальную поляризацию характерную для клеток эпителия тонкого кишечника in vivo в норме.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Практическая значимость исследования заключается в том, что разработан микробиореактор, позволяющий культивировать клеточные модели тканей млекопитающих. Выбраны референсные гены, которые позволяют более точно оценивать экспрессию целевых генов при дифференцировке клеток Сасо-2, по сравнению с описанными в литературе. Показана возможность культивирования клеток линии Сасо-2 в условиях микробиореактора и потенциальная применимость клеток Сасо-2, культивируемых в микробиореакторе в качестве эффективной модели для исследования in vitro процессов активного и пассивного транспорта биологически активных веществ и ксенобиотиков через стенку тонкого кишечника.

Положения, выносимые на защиту.

1) Микробиореактор позволяет поддерживать непрерывный ток среды под базальной поверхностью клеток, обеспечивая наличие градиента концентраций веществ между апикальной и базолатеральной сторонами эпителия кишечника.

2) Гены SF3A1, SDHA и ТВР характеризуются более стабильным уровнем экспрессии при дифференцировке клеток Сасо-2, чем обычно упоминаемые в литературе.

3) Культивирование клеточной линии Сасо-2 в микробиореакторе не приводит к стрессированию клеток.

4) Клетки линии Сасо-2, культивируемые в микробиореакторе, имеют апикально-базальную поляризацию характерную для клеток эпителия тонкого кишечника in vivo в норме.

Структура и объем диссертации

.

Диссертация написана по традиционному типу, содержит 137 страниц машинописного текста. Состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, 3 глав результатов собственных исследований, заключения, выводов и практических рекомендаций.

Список литературы

включает в себя 204 источника. Работа иллюстрирована 14 таблицами и 16 рисунками.

112 ВЫВОДЫ.

1) Разработан микробиореактор, позволяющий проводить культивирование клеточной модели эпителия тонкого кишечника в условиях непрерывной циркуляции питательной среды.

2) Микробиореактор позволяет поддерживать заданную скорость циркуляции среды в пределах от 0,2 до 20 мкл/мин, в результате чего возможно воссоздание непрерывного тока среды под базальной мембраной клеток, характерного для условия in vivo.

3) В процессе дифференцировки клеток линии Сасо-2 экспрессия генов АСТВ и GAPDH характеризуется значением стабильности на уровне 1.9 и 2.0 относительных единиц соответственно. Экспрессия генов SF3A1, SDHA и ТВР обладает более высокой стабильностью на уровне 1.7, 1.8 и 1.8 относительных единиц соответственно.

4) Полногеномный анализ экспрессии показал, что при дифференцировке клеток Сасо-2 достоверно изменяется экспрессия белков, связанных с энергетическим гомеостазом клетки: транспортом пуриновых нуклеозидов (SLC29A1, SLC29A4) и их производных (SLC5A12, SLC2A9, PDZK1, SLC23A1). Экспрессия гена транспортера пуриновых нуклеозидов и оснований SLC29A1 снижается в 1.5 раза, в то время как экспрессия SLC29A4 (транспортера аденозина и пиримидиновых нуклеозидов) повышается в 1.6 раза. Для экспрессии генов, связанных с транспортом мочевой кислоты, были получены следующие результаты: SLC5A12 -повышение в 16.5 раз, SLC22A9 — повышение в 2.9 раз, ABCG2 — снижение в 2.4 раза, PDZK1 — повышение в 1.7 раз.

5) Дифференцированные клетки Сасо-2, культивируемые в условиях микробиореактора функционируют в пределах физиологической нормы: культивирование дифференцированных клеток Сасо-2 в микробиореакторе не приводит к изменению уровня экспрессии генов белков теплового шока и белков, характерных для эпителия тонкого кишечникаклетки линии Сасо-2, культивируемые в микробиореакторе, имеют апикально-базальную поляризацию характерную для клеток эпителия тонкого кишечника in vivo в норме.

6) Клетки Сасо-2, культивируемые в условиях микробиореактора, могут быть использованы в качестве эффективной модели для исследования in vitro процессов активного и пассивного транспорта биологически активных веществ и ксенобиотиков через стенку тонкого кишечника.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ.

1. Микробиореактор может быть использован в секторе медико-биологических исследований для моделирования микроциркуляции крови in vivo при культивирования клеточных моделей тканей.

2. Для изучения процессов транспорта в эпителии тонкого кишечника в норме и под воздействием различных патологических факторов целесообразно использовать монослой дифференцированных клеток Сасо-2, демонстрирующих основные функции энтероцитов человека.

3. В качестве референсных генов для изучения клеток Сасо-2 рекомендуется использовать гены SF3A1, SDHA и ТВР.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Н.М. и др. Культура клеток Сасо2 как модель кишечного эпителия для изучения транспорта гексоз // Цитология. 2012. Т. 54. № 4. С. 318−323.
  2. Е.М. и др. Клетки аденокарциномы толстого отдела кишечника человека сасо-2 в процессе культивирования // Цитология. 2006. Т. 48. № 4. С. 315−320.
  3. H.A. и др. Оценка потенциальных референсных генов для нормализации данных ПЦР-РВ в экспериментах с клетками линии HeLa//Биотехнология. 2013. Т. 1. С. 42−50.
  4. Д.В. и др. Влияние физической нагрузки на экспрессию генов HSPBP1, PGLYRP1 и HSPA1A в лейкоцитах человека // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2012. Т. 153. № 6. С. 846−849.
  5. С.Т. Физиологические механизмы всасывания в кишечнике // Российский журнал гастроэнтерологии, гепатологии, колопроктологии. 2009. Т. 19. № 3. С. 51−56.
  6. Г. Е. и др. Роль интегрина альфаУ бетта 3 в субстрат-зависимом апоптозе клеток карциномы кишечника человека // Биохимия. 2003. Т. 68. № 4. С. 514−523.
  7. И.Н. и др. Разработка двухстадийного метода определения концентрации ШР70-связывающего белка // Биотехнология. 2012. Т. 3. С. 69−74.
  8. Н.В., Левина А. А., Мамукова Ю. И. Основы регуляции обмена железа // Клиническая Онкогематология. 2010. Т. 3. № 3. С. 278−284.
  9. Л.М., Пыхтеева Е. Г., Шитко Е. С. Система транспорта железа в клетках: физиология и токсикология поглощения из пищи энтероцитами кишечника // Современные проблемы токсикологии. 2012. № 2. С. 5−16.
  10. И.Е. и др. П рименение биологической модели для оценки кишечной проницаемости in vitro монослоя эпителиальных клеток сасо-2 // Биомедицина. 2012. Т. 3. С. 91−97.
  11. S. и др. Interdigitated array of Pt electrodes for electrical stimulation and engineering of aligned muscle tissue. // Lab on a chip. 2012. T. 12. № 18. C. 3491−503.
  12. Anderle P. hp. Messenger RNA expression of transporter and ion channel genes in undifferentiated and differentiated Caco-2 cells compared to human intestines. // Pharmaceutical research. 2003. T. 20. № l.C. 3−15.
  13. Angelow S., Ahlstrom R., Yu A.S.L. Biology of claudins. // American journal of physiology. Renal physiology. 2008. T. 295. № 4. C. F867−76. Anzai N., Endou H. Urate transporters: an evolving field. // Seminars in Nephrology. 2011. T. 31. № 5. C. 400−9.
  14. Arredondo M. h, zjp. DMT1, a physiologically relevant apical Cul-i-transporter of intestinal cells. // American journal of physiology. Cell physiology. 2003. T. 284. № 6. C. CI525−30.
  15. Arrieta M.C. hp. Reducing small intestinal permeability attenuates colitis in the IL10 gene-deficient mouse. // Gut. 2009. T. 58. № 1. C. 418.
  16. Artursson P., Palm K., Luthman K. Caco-2 monolayers in experimental and theoretical predictions of drug transport. // Advanced drug delivery reviews. 2001. T. 46. № 1−3. C. 27−43.
  17. Artursson P., Palm K., Luthman K. Caco-2 monolayers in experimental and theoretical predictions of drug transport // Advanced Drug Delivery Reviews. 2012. T. 64. № null. C. 280−289.
  18. Ashraf M.W., Tayyaba S., Afzulpurkar N. Micro Electromechanical Systems (MEMS) Based Microfluidic Devices for Biomedical Applications. // International journal of molecular sciences. 2011. T. 12. № 6. C. 3648−704.
  19. Aungst B.J. Intestinal permeation enhancers. // Journal of pharmaceutical sciences. 2000. T. 89. № 4. C. 429−42.
  20. Bailey C.A., Bryla P., Malick A.W. The use of the intestinal epithelial cell culture model, Caco-2, in pharmaceutical development // Advanced Drug Delivery Reviews. 1996. T. 22. № 1. C. 19.
  21. Biffi E. h AP- A microfluidic platform for controlled biochemical stimulation of twin neuronal networks. // Biomicrofluidics. 2012. T. 6. № 2. C. 24 106−2 410 610.
  22. Bishop D.J. h flp. The Lucent LambdaRouter: MEMS Technology of the Future Here Today // 2002. № March. C. 75−79.
  23. Boza J.J. h ap. Role of glutamine on the de novo purine nucleotide synthesis in Caco-2 cells. // European Journal of Nutrition. 2000. T. 39. № l.C. 38−46.
  24. Caballero A.A., Yen K.K. The Use of Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) in the Construction Industry // Florida International University Miami, Florida, USA. C. 161−165.
  25. Cereijido M. h pp. Polarized monolayers formed by epithelial cells on a permeable and translucent support. // The Journal of cell biology. 1978. T. 77. № 3. C. 853−80.
  26. Christensen J. h ap. Defining new criteria for selection of cell-based intestinal models using publicly available databases. // BMC genomics. 2012. T. 13. C. 274.
  27. Ciana A. h ap. A dynamic ratio of the alpha+ and alpha- isoforms of the tight junction protein ZO-1 is characteristic of Caco-2 cells and correlates with their degree of differentiation. // Cell biology international. 2010. T. 34. № 6. C. 669−78.
  28. Citi S. Protein kinase inhibitors prevent junction dissociation induced by low extracellular calcium in MDCK epithelial cells. // The Journal of cell biology. 1992. T. 117. № 1. C. 169−78.
  29. Clark J.A. h ap. Intestinal barrier failure during experimental necrotizing enterocolitis: protective effect of EGF treatment. // American journal of physiology. Gastrointestinal and liver physiology. 2006. T. 291. № 5. C. G938−49.
  30. Dalmasso G. h pp. MicroRNAs determine human intestinal epithelial cell fate. // Differentiation- research in biological diversity. 2009. T. 80. № 23. C. 147−54.
  31. Daniel H. Function and molecular structure of brush border membrane peptide/H+ symporters. // The Journal of membrane biology. 1996. T. 154. № 3. C. 197−203.
  32. Dantzig A.H. h ap. Association of intestinal peptide transport with a protein related to the cadherin superfamily. // Science (New York, N.Y.). 1994. T. 264. № 5157. C. 430−3.
  33. Esch M.B., King T.L., Shuler M.L. The role of body-on-a-chip devices in drug and toxicity studies. // Annual review of biomedical engineering. 2011. T. 13. C. 55−72.
  34. Feder M.E., Hofmann G.E. Heat-shock proteins, molecular chaperones, and the stress response: evolutionary and ecological physiology. // Annual review of physiology. 1999. T. 61. C. 243−82.
  35. Ferrec E. Le hp. In vitro models of the intestinal barrier. The report and recommendations of ECVAM Workshop 46. European Centre for the Validation of Alternative methods. // Alternatives to laboratory animals: ATLA. 2001. T. 29. № 6. C. 649−68.
  36. Fisher J.M. h Midazolam metabolism by modified Caco-2monolayers: effects of extracellular protein binding. // The Journal of pharmacology and experimental therapeutics. 1999. T. 289. № 2. C. 1143−50.
  37. Fogh J., Wright W.C., Loveless J.D. Absence of HeLa cell contamination in 169 cell lines derived from human tumors. // Journal of the National Cancer Institute. 1977. T. 58. № 2. C. 209−14.
  38. Ford J.M., Hait W.N. Pharmacology of drugs that alter multidrug resistance in cancer. 11 Pharmacological reviews. 1990. T. 42. № 3. C. 155−99.
  39. Foroni C. h flp. Epithelial-mesenchymal transition and breast cancer: role, molecular mechanisms and clinical impact. // Cancer treatment reviews. 2012. T. 38. № 6. C. 689−97.
  40. Griffith L.G., Swartz M. a. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. // Nature reviews. Molecular cell biology. 2006. T. 7. № 3. C. 21 124.
  41. GROBSTEIN C. Morphogenetic interaction between embryonic mouse tissues separated by a membrane filter. // Nature. 1953. T. 172. № 4384. C. 869−70.
  42. He Y., Sanderson I.R., Walker W.A. Uptake, transport and metabolism of exogenous nucleosides in intestinal epithelial cell cultures. // The Journal of nutrition. 1994. T. 124. № 10. C. 1942−1949.
  43. Hellemans J. h /jp. qBase relative quantification framework and software for management and automated analysis of real-time quantitative PCR data. // Genome biology. 2007. T. 8. № 2. C. R19.
  44. Hermiston M.L., Gordon J.I. Inflammatory bowel disease and adenomas in mice expressing a dominant negative N-cadherin. // Science (New York, N.Y.). 1995. T. 270. № 5239. C. 1203−7.
  45. Heyman M. h flp. Quantification of protein transcytosis in the human colon carcinoma cell line CaCo-2. // Journal of cellular physiology. 1990. T. 143. № 2. C. 391−5.
  46. Hidalgo I.J., Li J. Carrier-mediated transport and efflux mechanisms in Caco-2 cells // Advanced Drug Delivery Reviews. 1996. T. 22. № 1−2. C. 53−66.
  47. Himmel H.M. h jip. Field and action potential recordings in heart slices: correlation with established in vitro and in vivo models. // British journal of pharmacology. 2012. T. 166. № 1. C. 276−96.
  48. Hu M. h #p. Transport and metabolic characterization of Caco-2 cells expressing CYP3A4 and CYP3A4 plus oxidoreductase. // Pharmaceutical research. 1999. T. 16. № 9. C. 1352−9.
  49. Hubatsch I., Ragnarsson E.G.E., Artursson P. Determination of drug permeability and prediction of drug absorption in Caco-2 monolayers. // Nature protocols. 2007. T. 2. № 9. C. 2111−9.
  50. Huh D. h? p. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. // Science. 2010. T. 328. № 5986. C. 1662−1668.
  51. Huh D., Hamilton G. a, Ingber D.E. From 3D cell culture to organs-on-chips. // Trends in cell biology. 2011. T. 21. № 12. C. 745−54.
  52. Hunter J. h flp. Functional expression of P-glycoprotein in apical membranes of human intestinal Caco-2 cells. Kinetics of vinblastine secretion and interaction with modulators. // The Journal of biological chemistry. 1993. T. 268. № 20. C. 14 991−7.
  53. Imura Y., Sato K., Yoshimura E. Micro total bioassay system for ingested substances: assessment of intestinal absorption, hepatic metabolism, and bioactivity. // Analytical chemistry. 2010. T. 82. № 24. C. 9983−8.
  54. Itallie C.M. Van h The density of small tight junction pores varies among cell types and is increased by expression of claudin-2. // Journal of cell science. 2008. T. 121. № Pt 3. C. 298−305.
  55. Itallie C.M. Van, Anderson J.M. The molecular physiology of tight junction pores. // Physiology (Bethesda, Md.). 2004. T. 19. C. 331−8.
  56. Itallie C.M. Van, Anderson J.M. Claudins and epithelial paracellular transport. // Annual review of physiology. 2006. T. 68. C. 403−29.
  57. Jumarie C., Malo C. Caco-2 cells cultured in serum-free medium as a model for the study of enterocytic differentiation in vitro. // Journal of cellular physiology. 1991. T. 149. № 1. C. 24−33.
  58. Karlsson J. hp. Transport of celiprolol across human intestinal epithelial (Caco-2) cells: mediation of secretion by multiple transporters including P-glycoprotein. // British journal of pharmacology. 1993. T. 110. № 3. C. 1009−16.
  59. Kim J.-S. h a p. The suitability of an in situ perfusion model for permeability determinations: utility for BCS class I biowaiver requests. // Molecular pharmaceutics. 2006. T. 3. № 6. C. 686−94.
  60. Kola I., Landis J. Can the pharmaceutical industry reduce attrition rates? // Nature reviews. Drug discovery. 2004. T. 3. № 8. C. 711−5.
  61. Ma T.Y. h? p. Ethanol modulation of intestinal epithelial tight junction barrier. // The American journal of physiology. 1999. T. 276. № 4 Pt 1. C. G965−74.
  62. Madara J.L., Dharmsathaphorn K. Occluding junction structure-function relationships in a cultured epithelial monolayer. // The Journal of cell biology. 1985. T. 101. № 6. C. 2124−33.
  63. Madara J.L., Stafford J. Interferon-gamma directly affects barrier function of cultured intestinal epithelial monolayers. // The Journal of clinical investigation. 1989. T. 83. № 2. C. 724−7.
  64. Martinez-Palomo A. hp. Experimental modulation of occluding junctions in a cultured transporting epithelium. // The Journal of cell biology. 1980. T. 87. № 3 Pt 1. C. 7365.
  65. Mathieu F. h aP- Influence of different calcic antagonists on the Caco-2 cell monolayer integrity or «TEER, a measurement of toxicity?». // European journal of drug metabolism and pharmacokinetics. 2005. T. 30. № 1−2. C. 85−90.
  66. McRoberts J.A., Riley N.E. Regulation of T84 cell monolayer permeability by insulin-like growth factors. // The American journal of physiology. 1992. T. 262. № 1 Pt 1. C. C207−13.
  67. Mohrmann I. h AP- Sodium-dependent transport of Pi by an established intestinal epithelial cell line (CaCo-2). // The American journal of physiology. 1986. T. 250. № 3 Pt 1. C. G323−30.
  68. Muendoerfer M. h ap- Online monitoring of transepithelial electrical resistance (TEER) in an apparatus for combined dissolution and permeation testing. // International journal of pharmaceutics. 2010. T. 392. № 1−2. C. 134−40.
  69. Mullin J.M., McGinn M.T. Effects of diacylglycerols on LLC-PK1 renal epithelia: similarity to phorbol ester tumor promoters. // Journal of cellular physiology. 1988. T. 134. № 3. C. 357−66.
  70. Mullin J.M., O’Brien T.G. Effects of tumor promoters on LLC-PK1 renal epithelial tight junctions and transepithelial fluxes. // The American journal of physiology. 1986. T. 251. № 4 Pt 1. C. C597−602.
  71. Muranishi S. Absorption enhancers. // Critical reviews in therapeutic drug carrier systems. 1990. T. 7. № 1. C. 1−33.
  72. Natoli M. h pjp. Mechanisms of defence from Fe (II) toxicity in human intestinal Caco-2 cells. // Toxicology in vitro: an international journal published in association with BIBRA. 2009. T. 23. № 8. C. 1510−5.
  73. Natoli M. h flp. Cell growing density affects the structural and functional properties of Caco-2 differentiated monolayer. // Journal of cellular physiology. 2011. T. 226. № 6. C. 1531−43.
  74. Nelson C.M., Gleghorn J.P. Sculpting organs: mechanical regulation of tissue development. // Annual review of biomedical engineering. 2012. T. 14. C. 129−54.
  75. Nguyen H.T.T. h, np. MicroRNA-7 modulates CD98 expression during intestinal epithelial cell differentiation. // The Journal of biological chemistry. 2010. T. 285. № 2. C. 1479−89.
  76. Noach A.B.J, h Cell-polarity dependent effect of chelation on the paracellular permeability of confluent caco-2 cell monolayers // International Journal of Pharmaceutics. 1993. T. 90. № 3. C. 229−237.
  77. Ootani A. np. Sustained in vitro intestinal epithelial culture within a Wnt- dependent stem cell niche // Nature medicine. 2010. T. 15. № 6. C. 701−706.
  78. Orlowski J., Grinstein S. Na+/H+ exchangers of mammalian cells. // The Journal of biological chemistry. 1997. T. 272. № 36. C. 22 373−6.
  79. Osypiw J.C. h ap. Acid-base transport systems in a polarized human intestinal cell monolayer: Caco-2. // Experimental physiology. 1994. T. 79. № 5. C. 723−39.
  80. Pappenheimer J.R., Reiss K.Z. Contribution of solvent drag through intercellular junctions to absorption of nutrients by the small intestine of the rat. // The Journal of membrane biology. 1987. T. 100. № 2. C. 123— 36.
  81. Pasternak A.S., Miller W.M. Measurement of trans-epithelial electrical resistance in perfusion: potential application for in vitro ocular toxicity testing. // Biotechnology and bioengineering. 1996. T. 50. № 5. C. 56 879.
  82. Press B., Grandi D. Di. Permeability for intestinal absorption: Caco-2 assay and related issues. // Current drug metabolism. 2008. T. 9. № 9. C. 893−900.
  83. Puntarulo S. Iron, oxidative stress and human health. // Molecular aspects of medicine. T. 26. № 4−5. C. 299−312.
  84. Raeissi S.D. h ap. Interplay between CYP3A-mediated metabolism and polarized efflux of terfenadine and its metabolites in intestinal epithelial Caco-2 (TC7) cell monolayers. // Pharmaceutical research. 1999. T. 16. № 5. C. 625−32.
  85. Ranaldi G. hp. The effect of chitosan and other polycations on tight junction permeability in the human intestinal Caco-2 cell line (l). // The Journal of nutritional biochemistry. 2002. T. 13. № 3. C. 157−167.
  86. Ranaldi G. hp. Effects of red wine on ochratoxin A toxicity in intestinal Caco-2/TC7 cells. // Toxicology in vitro: an international journal published in association with BIBRA. 2007. T. 21. № 2. C. 204−10.
  87. Rubas W. h pp. Flux measurements across Caco-2 monolayers may predict transport in human large intestinal tissue. // Journal of pharmaceutical sciences. 1996. T. 85. № 2. C. 165−9.
  88. S Ferruzza, Y Sambuy, G Rotilio, M R Ciriolo, M L Scarino. The effect of copper on tight junctional permeability in a human intestinal cell line (Caco-2). // Advances in experimental medicine and biology. 1999. T. 448. C. 215−22.
  89. Sakharov D.A. h .up. Passing the anaerobic threshold is associated with substantial changes in the gene expression profile in white blood cells. // European journal of applied physiology. 2012. T. 112. № 3. C. 963−72.
  90. Sambuy Y. h flp. The Caco-2 cell line as a model of the intestinal barrier: influence of cell and culture-related factors on Caco-2 cell functional characteristics. // Cell biology and toxicology. 2005. T. 21. № 1. C. 1−26.
  91. Schmiedlin-Ren P. h flp. Expression of enzymatically active CYP3A4 by Caco-2 cells grown on extracellular matrix-coated permeable supports in the presence of lalpha, 25-dihydroxyvitamin D3. // Molecular pharmacology. 1997. T. 51. № 5. C. 741−54.
  92. Schneeberger E.E., Lynch R.D. The tight junction: a multifunctional complex. // American journal of physiology. Cell physiology. 2004. T. 286. № 6. C. C1213−28.
  93. Schuetz E.G., Beck W.T., Schuetz J.D. Modulators and substrates of P-glycoprotein and cytochrome P4503A coordinately up-regulate these proteins in human colon carcinoma cells. // Molecular pharmacology. 1996. T. 49. № 2. C. 311−8.
  94. Sharp P., Srai S.-K. Molecular mechanisms involved in intestinal iron absorption. // World journal of gastroenterology: WJG. 2007. T. 13. № 35. C. 4716−24.
  95. Shen Y. h ap. SRC induces podoplanin expression to promote cell migration. // The Journal of biological chemistry. 2010. T. 285. № 13. C. 9649−56.
  96. Silver N. h ap- Selection of housekeeping genes for gene expression studies in human reticulocytes using real-time PCR. // BMC molecular biology. 2006. T. 7. C. 33.
  97. Song M.O., Freedman J.H. Expression of copper-responsive genes in HepG2 cells. // Molecular and cellular biochemistry. 2005. T. 279. № 1−2. C. 141−7.
  98. Sun H. h ap. The Caco-2 cell monolayer: usefulness and limitations. // Expert opinion on drug metabolism & toxicology. 2008. T. 4. № 4. C. 395−411.
  99. Sung J.H., Shuler M.L. A micro cell culture analog (microCCA) with 3-D hydrogel culture of multiple cell lines to assess metabolism-dependent cytotoxicity of anti-cancer drugs. // Lab on a Chip. 2009. T. 9. № 10. C. 1385−1394.
  100. Sutton S.C. h flp. Simultaneous in vitro measurement of intestinal tissue permeability and transepithelial electrical resistance (TEER) using Sweetana-Grass diffusion cells. // Pharmaceutical research. 1992. T. 9. № 3. C. 316−9.
  101. Thwaites D.T. h flp. Transepithelial glycylsarcosine transport in intestinal Caco-2 cells mediated by expression of H (+)-coupled carriers at both apical and basal membranes. // The Journal of biological chemistry. 1993. T. 268. № 11. C. 7640−2.
  102. Thwaites D.T. hp. Angiotensin-Converting enzyme (ACE) inhibitor transport in human intestinal epithelial (Caco-2) cells. // British journal of pharmacology. 1995. T. 114. № 5. C. 981−6.
  103. Thwaites D.T. h ap. H (+)/solute-induced intracellular acidification leads to selective activation of apical Na (+)/H (+) exchange in human intestinal epithelial cells. // The Journal of clinical investigation. 1999. T. 104. № 5. C. 629−35.
  104. Tomita M., Hayashi M., Awazu S. Absorption-enhancing mechanism of sodium caprate and decanoylcarnitine in Caco-2 cells // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1995. T. 272. № 2. C. 739−743.
  105. Tran C.D.H. h zip. Investigation of the coordinated functional activities of cytochrome P450 3A4 and P-glycoprotein in limiting the absorption of xenobiotics in Caco-2 cells. // Journal of pharmaceutical sciences. 2002. T. 91. № l.C. 117−28.
  106. Turner J.R. Intestinal mucosal barrier function in health and disease. // Nature reviews. Immunology. 2009. T. 9. № 11. C. 799−809.
  107. Twiss I.M. h zip. Cytotoxic effects of Pamidronate on monolayers of human intestinal epithelial (Caco-2) cells and its epithelial transport. // Journal of pharmaceutical sciences. 1994. T. 83. № 5. C. 699−703.
  108. Vandesompele J. h AP- Accurate normalization of real-time quantitative RT-PCR data by geometric averaging of multiple internal control genes. // Genome biology. 2002. T. 3. № 7. C. 34.
  109. Verpoorte E., Rooij N.F. De. Microfluidics meets MEMS // Proceedings of the IEEE. 2003. T. 91. № 6. C. 930−953.
  110. Vetrano S. h ap. Unique role of junctional adhesion molecule-a in maintaining mucosal homeostasis in inflammatory bowel disease. // Gastroenterology. 2008. T. 135. № 1. C. 173−84.
  111. Wacher V.J., Wu C.Y., Benet L.Z. Overlapping substrate specificities andtissue distribution of cytochrome P450 3A and P-glycoprotein:implications for drug delivery and activity in cancer chemotherapy. //
  112. Molecular carcinogenesis. 1995. T. 13. № 3. C. 129−34.
  113. Walter E., Kissel T., Raddatz P. Transport of peptidomimetic renininhibitors across monolayers of a human intestinal cell line (Caco-2):evidence for self-enhancement of paracellular transport route. //
  114. Pharmaceutical research. 1995. T. 12. № 11. C. 1801−5.
  115. Wang F. h flp. Normalizing genes for real-time polymerase chain reactionin epithelial and nonepithelial cells of mouse small intestine. // Analyticalbiochemistry. 2010. T. 399. № 2. C. 211−7.
  116. Ward P.D., Ouyang H., Thakker D.R. Role of phospholipase C-beta in the modulation of epithelial tight junction permeability. // The Journal of pharmacology and experimental therapeutics. 2003. T. 304. № 2. C. 68 998.
  117. Watkins P.B. h flp. Identification of glucocorticoid-inducible cytochromes P-450 in the intestinal mucosa of rats and man. // The Journal of clinical investigation. 1987. T. 80. № 4. C. 1029−36.
  118. Welsh M.J., Shasby D.M., Husted R.M. Oxidants increase paracellular permeability in a cultured epithelial cell line. // The Journal of clinical investigation. 1985. T. 76. № 3. C. 1155−68.
  119. Wilson G. h flp. Transport and permeability properties of human Caco-2 cells: An in vitro model of the intestinal epithelial cell barrier // Journal of Controlled Release. 1990. T. 11. № 1−3. C. 250.
  120. Wood R.J. h flp. DNA microarray analysis of vitamin D-induced gene expression in a human colon carcinoma cell line. // Physiological genomics. 2004. T. 17. № 2. C. 122−9.
  121. Woodcook S. h flp. Isolation and characterisation of clones from the Caco-2 cell line displaying increased taurocholic acid transport. // Journal of cell science. 1991. T. 98 (Pt 3). C. 323−32.
  122. Zhang C. h ap. Towards a human-on-chip: culturing multiple cell types on a chip with compartmentalized microenvironments. // Lab on a Chip. 2009. T. 9. № 22. C. 3185−3192.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!