Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Характеристика пространственной организации домена ?-глобиновых генов кур

Диссертация: Характеристика пространственной организации домена ?-глобиновых генов кур
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Еще одна группа исследований, ведущихся вот уже более 40 лет с момента обнаружения «гиганских» транскриптов домена а-глобиновых генов кур (Scherrer et al., 1966), способствовала выяснению роли межгенной транскрипции (Gribnau et al., 2000; Razin et al, 2004). Наконец, домены аи р-глобиновых доменов явились моделями для изучения механизмов контроля времени репликации ДНК у эукариот (Simon et al… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • I. Обзор литературы
    • 1. 1. Структурно-функциональная организация генома в клеточном ядре
      • 1. 1. 1. Ядерные белковые тельца
      • 1. 1. 2. Хроматиновые домены
      • 1. 1. 3. Транскрипционные фабрики
      • 1. 1. 4. Организация хромосом в интерфазном ядре
      • 1. 1. 5. Локализация генов внутри хромосомных территорий
      • 1. 1. 6. Модификации хроматина
      • 1. 1. 7. Подвижность и перемещение генетических локусов
      • 1. 1. 8. Ассоциация генов с ядерной периферией и ядерными порами
      • 1. 1. 9. Изменение внутриядерной локализации генов в течение клеточной дифференцировки
      • 1. 1. 10. Межхромосомные взаимодействия
        • 1. 1. 10. 1. Гомологичные межхромосомные взаимодействия
        • 1. 1. 10. 2. Негомологичные межхромосомные взаимодействия
    • 1. 2. Регуляция экспрессии генов с помощью LCR
      • 1. 2. 1. LCR как сложный энхансер
      • 1. 2. 2. LCR и «открывание» хроматина
        • 1. 2. 2. 1. Домен Р-глобиновых генов
        • 1. 2. 2. 2. Домен гена гормона роста
      • 1. 2. 3. LCR и петли хроматина
        • 1. 2. 3. 1. Домен /3-глобиновых генов
        • 1. 2. 3. 2. Локус Th
      • 1. 2. 4. LCR и межгенная транскрипция
      • 1. 2. 5. Границы геномных доменов
      • 1. 2. 6. Другие функции LCR
  • III. Структурно-функциональная организация домена а-глобиновых генов кур
    • 1. 3. 1. Функциональные элементы домена
    • 1. 3. 2. Структурные элементы домена
    • 1. 3. 3. Межгенная транскрипция
  • II. Материалы и методы
  • ПЛ. Работа с куриными клетками
  • II. 1.1. Ведение клеточных культур
  • II. 1.2. Индукция дифференцировки клеток HD3 по эритроидному пути
  • II. 1.3. Определение количества мертвых клеток
  • II. 1.4. Выявление гемоглобина в клетках
  • II. 1.5. Выделение эмбриональных эритроцитов
    • II. 2. Работа с ДНК и РНК
      • 11. 2. 1. Выделение геномной ДНК из культивируемых клеток
      • 11. 2. 2. Электрофорез ДНК в агарозном геле
      • 11. 2. 3. Выделение тотальной РНК из культивируемых клеток
      • 11. 2. 4. Электрофорез РНК в агарозном геле
      • 11. 2. 5. Полимеразная цепная реакция
      • 11. 2. 6. Приготовление радиоактивных ДНК-зондов для нозерн-блот-гибридизации
  • II. 2.7. Нозерн-блот-гибридизация РНК
  • И.2.8. Выделение бакмидной ДНК из клеток E. col
  • II. 2.9. Спектрофотометрическое определение концентрации нуклеиновых кислот
    • 11. 3. ЗС-анализ
  • И.3.1. Фиксация клеток и изоляция ядер
    • 11. 3. 2. Рестрикция и лигирование ДНК
    • 11. 3. 3. Очистка продуктов лигирования
    • 11. 3. 4. ПЦР в реальном времени с TaqMan-пробами
    • 11. 3. 5. Приготовление эквимолярной смеси продуктов лигирования
    • 11. 4. Програмное обеспечение
  • III. Результаты исследований
    • 111. 1. Клеточная модель для сравнительного ЗС-анализа домена а-глобиновых генов кур
    • 111. 2. Количественный ЗС-анализ домена а-глобиновых генов кур: принцип метода и контрольные эксперименты
      • 111. 2. 1. Основы метода ЗС
      • 111. 2. 2. Подбор рестриктаз, праймеров и TaqMan-проб
      • 111. 2. 3. Количественный ПЦР-анализ продуктов лигирования
      • 111. 2. 4. Контроль специфичности ПЦР-амплификации
      • 111. 2. 5. Оценка эффективности рестрикции
      • 111. 2. 6. Контроль качества и количества ДНК в ЗС-образцах
      • 111. 2. 7. Отрицательные контроли
    • 111. 3. Сравнение пространственной организации домена а-глобиновых генов в неэритроидных клетках кур и трансформированных эритроидных клетках кур до и после начала транскрипции глобиновых генов
    • 111. 4. Анализ пространственной организации домена а-глобиновых генов в нормальных эмбриональных эритроцитах кур
  • IV. Обсуждение результатов
  • Выводы

Характеристика пространственной организации домена ?-глобиновых генов кур (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

История изучения глобиновых генов уходит своими корнями в ранние дни молекулярной биологии. Это не удивительно, поскольку глобины — одни из наиболее распространенных молекул крови, а кровь является удобным объектом исследования, поскольку это быстро регенерирующаяся ткань, легко извлекаемая из организма.

Глобиновая мРНК накапливается в эритроцитах в больших количествах, что позволило проводить исследования этой РНК еще до разработки технологии рекомбинантных ДНК.

Гемоглобинопатии — заболевания, связанные с дефектами в продукции глобинов, — это наиболее часто встречающиеся моногенные заболевания, распространенные повсеместно, и поэтому они традиционно служили предметом интенсивных исследований. История изучения глобинов насчитывает немало открытий, определивших представления о геноме, его функции, связи с болезнями. Более полувека назад Полинг обнаружил, что у людей, больных серповидно-клеточной анемией, молекулы глобина по строению отличаются от таковых у здоровых людей, тем самым впервые установив молекулярные основы болезни.

Pauling et al., 1949). Восьмью годами позже Ингрем выяснил, что серповидно-клеточная анемия вызывается мутациями в гене глобина, и это явилось первым примером заболевания, для которого была показана связь с генетическими нарушениями (Ingram et al., 1957). В 60-х годах в лаборатории Перуца завершаются исследования по расшифровке трехмерной структуры гемоглобина, начатые еще в конце 30-х годов (Bernal et al., 1938).

В начале 70-х годов глобиновые гены оказываются одними из первых эукариотических генов, для которых установлена первичная последовательность нуклеотидов (Marotta et al., 1974; Poon et al., 1974; Proudfoot and Brownlee, 1974) и которые клонированы в бактериальных векторах (Rougeon et al., 1975). На примере глобиновых генов было продемонстрировано существование интронов в эукариотических генах (Jeffreys and 8.

Flavell, 1977; Tilghman el al., 1978), а кроличий Р-глобиновый ген стал первым геном, транскрипция которого, под контролем его собственных c/s-регуляторных последовательностей, была осуществлена в экспериментах по трансфекции эукариотических клеток (Mantei el al., 1979). В 80-е годы исследования на трансгенных мышах с использованием генетических конструктов на основе локуса р-глобиновых генов человека привели к открытию так называемой области контроля локуса (locus control region, LCR) — позитивной регуляторной области ДНК, обеспечивающей тканеспецифичную экспрессию трансгена на том же уровне, что и в эндогенной позиции, вне зависимости от места интеграции в геном и в прямой зависимости от числа копий трансгена (Grosveld et al., 1987). Три года спустя LCR-подобный элемент был обнаружен и в домене а-глобиновых генов человека (Higgs et al., 1990). Интенсивные работы 90-х годов, сфокусированные на анализе экспрессии Р-глобиновых генов в трансгенных мышах и мышах с делегированной областью контроля локуса, содействовали решению вопросов, касающихся регуляции экспрессии генов в развитии, конкуренции генов за регуляторные элементы, функции дистальных регуляторных элементов (Hanscombe et al., 1991; Ellis et al., 1993; Milot et al., 1996; Epner et al., 1998). В последнее десятилетие были разработаны новые методы, позволяющие анализировать пространственную организацию хроматина в клеточном ядре, и вновь пионерские работы в этой области были сделаны на модели Р-глобиновых генов (Tolhuis et al, 2002; Carter et al., 2002). Предметом изучения стала и позиция домена Р-глобиновых генов в ядерном пространстве на разных стадиях развития эритроидных клеток (Ragozcy et al., 2006), а также пространственное взаимодействие доменов аи р-глобиновых генов (Brown et al., 2006). Ha примере этих же доменов были изучены свойства инсуляторов — особого класса генетических элементов, характеризующихся способностью препятствовать гетерохроматизации и блокировать активирующее воздействие энхансера на промотор при нахождении на цепи ДНК между энхансером и промотором (Bell et al., 1999; Recillas-targa et al., 1999; Valadez-Graham et al.,.

2004). Еще одна группа исследований, ведущихся вот уже более 40 лет с момента обнаружения «гиганских» транскриптов домена а-глобиновых генов кур (Scherrer et al., 1966), способствовала выяснению роли межгенной транскрипции (Gribnau et al., 2000; Razin et al, 2004). Наконец, домены аи р-глобиновых доменов явились моделями для изучения механизмов контроля времени репликации ДНК у эукариот (Simon et al., 2001).

Итак, локусы аи р-глобиновых генов представляют одни из наиболее изученных областей генома у высших эукариот. Однако с решением одних исследовательских задач неуклонно возникают новые вопросы. Так, до сих пор не установлены точные механизмы переключения транскрипции глобиновых генов с эмбрионального на взрослый тип, не раскрыты принципы работы сайленсеров и инсуляторов домена и не дано однозначного ответа относительно их функции, не выяснено, как в действительности функционирует LCR.

В домене a-глобиновых генов кур за многие годы его исследований были найдены и охарактеризованы группы позитивных и негативных регуляторных элементов, подробно изучена структура транскрипционных единиц, однако до сих пор четкой картины регуляции транкрипции в домене не получено. Целью настоящей работы явилось изучение механизмов активации транскрипции a-глобиновых генов у курицы. Для раскрытия этих механизмов мы решили выяснить, происходит ли пространственное взаимодействие каких-либо регуляторных элементов домена между собой и с промоторами a-глобиновых генов в условиях, когда домен неактивен, и изменяется ли пространственная конфигурация домена при активации транскрипции глобиновых генов. Для ответа на эти вопросы были поставлены следующие экспериментальные задачи: 1. Отработать систему искусственной дифференцировки культивируемых куриных пре-эритробластов в эритроциты.

2. Используя полученную систему, с помощью метода фиксации конформации хромосомы (ЗС) изучить пространственную организацию домена а-глобиновых генов в клетках до и после активации транскрипции глобиновых генов.

3. Сравнить пространственную организацию домена а-глобиновых генов в культивируемых эритроидных клетках с таковой в нормальных куриных эритроцитах и клетках неэритроидного происхождения.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

выводы.

1. Пространственная организация домена а-глобиновых генов кур различается в клетках с различным транскрипционным статусом глобиновых генов.

2. В лимфоидных клетках кур, в которых а-глобиновые гены неактивны, промотор гена а° взаимодейтсвует с CpG-островком домена.

3. В куриных пре-эритробластах, где а-глобиновые гены находятся в подготовленном для транскрипции состоянии, главный регуляторный элемента домена формирует комплекс с промотором гена aD и CpG-островком домена либо, альтернативно, с участком гиперчувствительности к ДНКазе I, расположенном девятью т.п.н. выше клатера a-глобиновых генов.

4. В дифференцированных эритроидных клетках кур, транскрибирующих «взрослые» глобиновые гены aD и aA, формируется блок регуляторных элементов, включающий в себя главный регуляторный элемент домена, промотор гена aD, CpG-островок домена, участок гиперчувствительности к ДНКазе I, расположенный девятью т.п.н. выше клатера a-глобиновых генов, и энхансер, локализованный за кластером а-глобиновых генов.

5. Траснкрипционно неактивный куриный эмбриональный a-глобиновый ген к не располагается в непосредственной близости с какими-либо регуляторными элементами домена a-глобиновых генов.

6. Куриный глобиновый ген аА не взаимодействует с расположенными перед кластером а-глобиновых генов регуляторными элементами, однако в эритроидных клетках, транскрибирующих гены aD и аА, может взаимодействовать с расположенным за геном энхансером.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Akhtar, A., and Gasser, S.M. (2007). The nuclear envelope and transcriptional control. Nat. Rev. Genet. 8: 507−517.
  2. Andrulis, E.D., Neiman, A.M., Zappulla, D.C., and Sternglanz, R. (1998). Perinuclear localization of chromatin facilitates transcriptional silencing. Nature 394: 592−595.
  3. Andrulis, E.D., Zappulla, D.C. Ansari, A., Perrod, S., Laiosa, C.V., Gartenberg, M.R., and Sternglanz, R. (2002). Escl, a nuclear periphery protein required for Sir4-based plasmid anchoring and partitioning. Mol Cell Biol 22: 8292−8301.
  4. Anguita, E., Johnson, C.A., Wood, W.G., Turner, B.M., and Higgs, D.R. (2001). Identification of a conserved erythroid specific domain of histone acetylation across the alpha-globin gene cluster. Proc. Natl Acad. Sci. USA 98: 12 114−12 119.
  5. Ansel, K.M., Lee, D.U., and Rao, A. (2003). An epigenetic view of helper T cell differentiation. Nat. Immunol. 4: 616−623.
  6. Ashe, H., Wijgerge, M., Fraser, P., and Proudfoot, N. (1997). Intergenic transcription and transinduction of the human beta-globin locus. Genes Dev. 11: 2494—2509.
  7. Azuara, V., Perry, P., Sauer, S., Spivakov, M., Jorgensen, H.F., John, R.M., Gouti, M., Casanova, M., Wames, G., Merkenschlager, M., et al. (2006). Chromatin signatures of pluripotent cell lines. Nat. Cell Biol 8: 532−538.
  8. Bacher, C.P., Guggiari, M., Brors, В., Augui, S., Clerc, P., Avner, P., Eils, R., and Heard, E. (2006). Transient colocalization of X-inactivation centres accompanies the initiation of X inactivation. Nat. Cell Biol 8: 293−299.
  9. Bannister, A.J. Schneider, R., Myers, F.A., Thorne, A.W., Crane-Robinson, C., and Kouzarides, T. (2005). Spatial distribution of di- and tri-methyl lysine 36 of histone H3 at active genes.J.Biol. Chem. 280: 17 732−17 736.
  10. Bannister. A.J. Zegerman, P., Partridge, J.F., Miska, E.A., Thomas, J.O., Allshire, R.C., and Kouzarides, T. (2001). Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the ИР1 chromo domain. Nature 410: 120−124.
  11. Bantignies, F., Grimaud, C., Lavrov, S., Gabut, M., and Cavalli, G. (2003). Inheritance of Polycomb-dependent chromosomal interactions in Drosophila. Genes Dev. 17: 2406−2420.
  12. Barski, A., Cuddapah, S., Cui, K., Roh, T.Y., Schones, D.E., Wang, Z., Wei, G., Chepelev, I., and Zhao, K. (2007). Highresolution profiling of histone methylations in the human genome. Cell 129: 823−837.
  13. Bartlett, J., Blagojevic, J., Carter, D., Eskiw, C., Fromaget, M., Job, C., Shamsher, M., Trindade, I.F., Xu, M., and Cook, P.R. (2006). Specialized transcription factories. Biochem. Soc. Symp. 2006: 67−75.
  14. Bassing, C.H., Swat, W., and Alt, F.W. (2002). The mechanism and regulation of chromosomal V (D)J recombination. Cell 109 (Suppl.): S45-S55.
  15. Bell, A.C., West, A.G., and Felscnfeld, G. (1999) The protein CTCF is required for the enhancer blocking activity of vertebrate insulators. Cell 98: 387−396.
  16. Bender, M.A., Bulger, M., Close, J., and Groudine, M. (2000). Beta-globin gene switching and DNase I sensitivity of the endogenous beta-globin locus in mice do not require the locus control region. Mol. Cell 5: 387—393.
  17. , S.L. (2002). Histone modifications in transcriptional regulation. Curr. Opin. Genet. Dev. 12: 142−148.
  18. Bernal, J.D., Fankuchen, I., and Perutz, M.F. (1938). X-ray study of chymotrypsin and hemoglobin. Nature 141: 523−524.
  19. Bernstein, B.E., Mikkelsen, T.S., Xie, X., Kamal, M., Huebert, D.J., Cuff, J., Fry, В., Meissner, A., Wemig, M., Plath, K., et al. (2006). A bivalent chromatin structure marks key developmental genes in embryonic stem cells. Cell 125: 315−326.
  20. , G. (1985). Gene gating: A hypothesis. Proc. Natl Acad. Sci. 82: 8527−8529.
  21. Boggs, B.A., Cheung, P., Heard, E., Spector, D.L., Chinault, A.C., and Allis, C.D. (2002). Differentially methylated forms of histone H3 show unique association patterns with inactive human X chromosomes. Nat. Genet. 30: 73−76.
  22. Boggs, B.A., Connors, В., Sobel, R.E., Chinault, A.C., and Allis, C.D. (1996). Reduced levels of histone H3 acetylation on the inactive X chromosome in human females. Chromosoma 105: 303−309.
  23. Boisvert, F.M., Cote, J., Boulanger, M.C., Cleroux, P., Bachand, F., Autexier, C., and Richard, S. (2002).Symmetrical dimethylarginine methylation is required for the localization of SMN in Cajal bodies and pre-mRNA splicing. J Cell Biol 159:957−969.
  24. Borden, J., and Manuelidis, L. (1988). Movement of the X chromosome in epilepsy. Science 242: 1687−1691.
  25. Boyle, S., Gilchrist. S., Bridger, J.M., Mahy, N.L., Ellis, J.A., and Bickmore, W.A. (2001). The spatial organization of human chromosomes within the nuclei of normal and emerin-mutant cells. Hum. Mol. Genet. 10: 211−219.
  26. Branco, M.R., and Pombo, A. (2006). Intermingling of chromosome territories in interphase suggests role in translocations and transcription-dependent associations. PLoS Biol. 4: el38. doi: 10.1371/journal.pbio.40 138.
  27. Bridger, J.M., Boyle, S., Kill, I.R., and Bickmore, W.A. (2000). Re-modelling of nuclear architecture in quiescent and senescent human fibroblasts. Curr. Biol. 10: 149−152.
  28. Brown, C.J., Lafreniere, R.G., Powers, V.E., Sebastio, G., Ballabio, A., Pettigrew, A.L., Ledbetter, D.H., Levy, E., Craig, I.W., and Willard, H.F. (1991). Localization of the X inactivation centre on the human X chromosome in Xql3. Nature 349: 82−84.
  29. Brown, J.L., and Ingram, V.M. (1974). Structural studies on chick embryonic hemoglobins. J. Biol Chem. 249: 3960−3972.
  30. Brown, J.M., Leach, J., Reittie, J.E., Atzberger, A., Lee-Prudhoe, J., Wood, W.G., Higgs, D.R., Iborra, F.J., and Buckle, V.J. (2006). Coregulated human globin genes are frequently in spatial proximity when active. J. Cell Biol 172: 177−187.
  31. Brown, K.E., Amoils, S., Horn, J.M., Buckle, V.J., Higgs. D.R., Merkenschlager, M. and Fisher, A.G. (2001). Expression of a- and p-globin genes occurs within different nuclear domains in haemopoietic cells. Nat. Cell Biol. 3: 602−606.
  32. Bruns, G.A., and Ingram, V.M. (1973). Erythropoiesis in the developing chick embryo. Dev. Biol. 30: 455−459.
  33. Bulger, M., and Groudine, M. (1999). Looping versus linking: toward a model for longdistance gene activation. Genes Dev. 13: 2465−2477.
  34. Burmeister, M., Monaco, A.P., Gillard, E.F., van Ommen, G.J., Affara, N.A., Ferguson-Smith, M.A., Kunkel, L.M., and Lehrach, H. (1988). A 10-megabase physical map of human Xp21, including the Duchenne muscular dystrophy gene. Genomics 2: 189−202.
  35. Cai, S., Han, H.J., and Kohwi-Shigematsu, T. (2003). Tissue-specific nuclear architecture and gene expression regulated by SATB1. Nat. Genet. 34: 42−51.
  36. Capelson, M., and Corces, V.G. (2004). Boundary elements and nuclear organization. Biol. Cell 96: 617−629.
  37. , L. (2006). Molecular biology. 'X'-rated chromosomal rendezvous. Science 311: 1107−1109.
  38. Carter, D., Chakalova, L., Osborne, C.S., Dai, Y.F., and Fraser, P. (2002). Long-range chromatin regulatory interactions in vivo. Nat. Genet. 32: 623−626.
  39. Casolari, J.M., Brown, C.R., Komili, S., West, J., Hieronymus, H., and Silver, P.A. (2004). Genome-wide localization of the nuclear transport machinery couples transcriptional status and nuclear organization. Cell 117: 427−439.
  40. Chambeyron, S., and Bickmore, W.A. (2004). Chromatin decondensation and nuclear reorganization of the HoxB locus upon induction of transcription. Genes Dev. 18: 1119— 1130.
  41. Chaumeil, J., Le Baccon, P., Wutz, A., and Heard, E. (2006). A novel role for Xist RNA in the formation of a repressive nuclear compartment into which genes are recruited when silenced. Genes Dev. 20: 2223−2237.
  42. Chubb, J.R., Boyle, S., Perry, P., and Bickmore, W.A. (2002). Chromatin motion’is constrained by association with nuclear compartments in human cells. Curr. Biol. 12: 439 445.
  43. , P.R. (1999). The organization of replication and transcription. Science 284: 17 901 795.
  44. Couture, J.F., and Trievel, R.C. (2006). Histone-modifying enzymes: Encrypting an enigmatic epigenetic code. Curr. Opin. Struct. Biol. 16: 753- 760.
  45. Cremer, M., von Hase, J., Volm, Т., Brero, A., Kreth, G., Walter, J., Fischer, C., Solovei, I., Cremer. C., and Cremer, T. (2001). Non-random radial higher-order chromatin arrangements in nuclei of diploid human cells. Chromosome Res. 9: 541—567.
  46. Cremer, Т., Cremer, M., Dietzcl. S., Muller, S., Solovei. I., and Fakan, S. (2006). Chromosome territories A functional nuclear landscape. Curr. Opin. Cell Biol. 18: 307 316.
  47. Cremer, Т., Lichter, P., Borden, .Т., Ward, D.C., and Manuelidis, L. (1988). Detection of chromosome aberrations in metaphase and interphase tumor cells by in situ hybridization using chromosome-specific library probes. Hum. Genet. 80: 235−246.
  48. Croft, J.A., Bridger, J.M., Boyle, S., Perry, P., Teague, P., and Bickmore, W.A. (1999). Differences in the localization and morphology of chromosomes in the human nucleus. J. Cell Biol. 145: 1119−1131.
  49. Czelusniak, J., Goodman, M., Hewett-Emmett, D., Weiss, M.L., Venta, P.J., and Tashian, R.E. (1982). Phylogenetic origins and adaptive evolution of avian and mammalian haemoglobin genes. Nature 298: 297−300.
  50. , J.R. (1995). The nuclear matrix and the regulation of chromatin organization and function. Int. Rev. Cytol. 162A: 191−250.
  51. Davie, J.R., and Candido, E.P. (1978). Acetylated histone H4 is preferentially associated with template-active chromatin. Proc. Natl. Acad. Sci. 75: 3574−3577.
  52. Dekker, J., Rippe, K., Dekker, M., and Kleckner, N. (2002). Capturing chromosome
  53. Dodgson, J.B., and Engel, J.D. (1983). The nucleotide sequence of the adult chicken alpha-globin genes. J. Biol. Chem. 258: 4623−4629.
  54. Drissen, R., Palstra, R.J., Gillemans, N., Splinter, E., Grosveld, F., Philipsen, S., and de Laat, W. (2004). The active spatial organization of the beta-globin locus requires the transcription factor EKLF. Genes Dev. 18: 2485−2490.
  55. , I.W. (2002). Transvection effects in Drosophila. Annu. Rev. Genet. 36: 521−556.
  56. Ellis, J., Talbot, D., Dillon, N., and Grosveld, F. (1993). Synthetic human beta-globin 5'HS2 constructs function as locus control regions only in multicopy transgene concatamers. EMBO J. 12: 127−134.
  57. Faro-Trindade, 1. and Cook, P.R. (2006). Transcription factories: Structures conserved during differentiation and evolution. Biochem. Soc. Trans. 34: 1133−1137.
  58. Farrell, C.M., West, A.G., and Felsenfeld, G. (2002). Conserved CTCF insulator elements flank the mouse and human beta-globin loci. Mol. Cell. Biol. 22: 3820−3831.
  59. Feng, Y.Q., Warm, R., Li, Т., Olivier, E., Besse, A., Lobell, A., Fu, H., Lin, C.M., Aladjem, M.I., and Bouhassira, E.E. (2005). The human beta-globin locus control region can silence as well as activate gene expression. Mol. Cell. Biol. 25: 3864−3874.
  60. Fields, P.E., Lee, G.R., Kim, S.T., Bartsevich, V.V., and Flavell, R.A. (2004). Th2-specific chromatin remodeling and enhancer activity in the Th2 cytokine locus control region. Immunity 21: 865−876.
  61. Forsberg, E.C., Downs, K.M., Christensen, H.M., Im, H., Nuzzi, P.A., and Bresnick, E.H. (2000). Developmentally dynamic histone acetylation pattern of a tissue-specific chromatin domain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97: 14 494−14 499.
  62. Foster, S.L., Hargreaves, D.C., and Medzhitov, R. (2007). Genespecific control of inflammation by TLR-induced chromatin modifications. Nature 447: 972−978.
  63. Fuss, S.H., Omura, M., and Mombaerts, P. (2007). Local and cis effects of the H element on expression of odorant receptor genes in mouse. Cell 130: 373−384.
  64. Fuxa, M., Skok, J., Souabni, A. Salvagiotto, G., Roldan, E., and Busslinger, M. (2004). Pax5 induces V-to-DJ rearrangements and locus contraction of the immunoglobulin heavy-chain gene. Genes Dev. 18: 411422.
  65. Gadal, O., Lesne, A., Buc, H., Feuerbach-Foumier, F., Olivo-Marin, J.C. Hurt, E.C., et al. (2006). SAGA interacting factors confine sub-diffusion of transcribed genes to the nuclear envelope. Nature 441: 770−773.
  66. Gartenberg, M.R., Neumann, F.R., Laroche, Т., Blaszczyk, M., and Gasser, S.M. (2004). Sir-mediated repression can occur independently of chromosomal and subnuclear contexts. Cell 119: 955−967.
  67. Gilbert, N., Boyle, S., Fiegler, H., Woodfme, K., Carter, N.P., and Bickmore, W.A. (2004). Chromatin architecture of the human genome: Gene-rich domains are enriched in open chromatin fibers. Cell 118: 555−566.
  68. Grewal, S.I., and Moazed, D. (2003), Heterochromatin and epigenetic control of gene expression. Science 301: 798−802.
  69. Gribnau, J., de Boer, E., Trimborn, Т., Wijgerde, M., Milot, E., Grosveld, F, and Fraser, P. (1998). Chromatin interaction mechanism of transcriptional control in vivo. EMBO J. 17: 6020−6027.
  70. Gribnau, J., Diderich, K., Pruzina, S., Calzolari, R., and Fraser, P. (2000). Intergenic transcription and developmental remodeling of chromatin subdomains in the human beta-globin locus. Mol. Cell 5: 377−386.
  71. Grimaud, C., Bantignies, F., Pal-Bhadra, M., Ghana, P., Bhadra, U., and Cavalli, G. (2006). RNAi components are required for nuclear clustering of Polycomb group response elements. Cell 124: 957−971.
  72. Grosveld, F., van Assendelft, G.B., Greaves, D.R., and Kollias, G. (1987). Positionindependent, high-level expression of the human beta-globin gene in transgenic mice. Cell 51: 975−985.
  73. Guenther, M.G., Levine, S.S., Boyer, L.A., Jaenisch, R., and Young, R.A. (2007). A chromatin landmark and transcription initiation at most promoters in human cells. Cell 130: 77−88.
  74. Hanscombe, O., Whyatt, D., Fraser, P., Yannoutsos, N., Greaves, D., Dillon, N., and Grosveld, F. (1991). Importance of globin gene order for correct developmental expression. Genes Dev. 5: 1387−1394.
  75. , R.C. (2001). New views of evolution and regulation of vertebrate beta-like globin gene clusters from an orphaned gene in marsupials. Proc Natl Acad Sci USA 98: 1327−1329.
  76. Hatzis, P., and Talianidis, I. (2002). Dynamics of enhancer-promoter communication during differentiation-induced gene activation. Mol. Cell 10: 1467−1477.
  77. Heard, E., and Bickmore. W. (2007). The ins and outs of gene regulation and chromosome territory organisation. Curr. Opin. Cell. Biol. 19: 311−316.
  78. Heard, E., Rougeulle, C., Arnaud, D., Avner, P., Allis, C.D., and Spector, D.L. (2001). Methylation of histone H3 at Lys-9 is an early mark on the X chromosome during X inactivation. Cell 107: 727−738.
  79. Hebbes, T.R., Clayton, A.L., Thorne, A.W., and Crane-Robinson, C. (1994). Core histone hyperacetylation co-maps with generalized DNase I sensitivity in the chicken beta-globin chromosomal domain. EMBOJ. 13: 1823−1830.
  80. . P. (2007). SUMOrganization of the nucleus. Curr. Opin. Cell Biol. 19: 350−355.
  81. Higgs, D.R., Wood, W.G., Jarman, A.P., Sharpe, J., Lida, J., Pretorius, I.M., and Ayyub, H. (1990). A major positive regulatory region located far upstream of the human alpha-globin gene locus. Genes Dev. 4: 1588−1601.
  82. Ho, Y., Elefant, F., Cooke, N., and Liebhaber, S. (2002). A defined locus control region determinant links chromatin domain acetylation with long-range gene activation. Mol. Cell 9: 291−302.
  83. Ho, Y., Liebhaber, S.A., and Cooke, N.E. (2004). Activation of the human GH gene cluster: roles for targeted chromatin modification. Trends Endocrinol. Metab. 15: 40−45.
  84. Hoffmann, F.G., and Storz, J.F. (2007). The alphaD-Globin Gene Originated via Duplication of an Embryonic alpha-Like Globin Gene in the Ancestor of Tetrapod Vertebrates. Mol. Biol. Evol. 24: 1982−1990.
  85. Hopmann, R., Duncan, D., and Duncan, I. (1995). Transvection in the iab-5.6,7 region of the bithorax complex of Drosophila: Homology independent interactions in trans. Genetics 139: 815−833.
  86. Iborra, F.J., Pombo, A., McManus, J., Jackson. D.A., and Cook, P.R. (1996). The topology of transcription by immobilized polymerases. Exp. Cell Res 229: 167−173.
  87. Imaizumi, M.T., Diggelmann, H., and Scherrer, K. (1973). Demonstration of globin messenger sequences in giant nuclear precursors of messenger RNA of avian erythroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 70: 1122−1126.
  88. , V.M. (1957). Gene mutations in human haemoglobin: The chemical difference between normal and sickle cell haemoglobin. Nature 180: 326−328.
  89. Ishii, K., Arib, G., Lin, C., Van Houwe. G., and Laemmli, U.K. (2002). Chromatin boundaries in budding yeast: The nuclear pore connection. Cell 109: 551−562.
  90. Jackson, D.A. and Cook, P.R. (1985). Transcription occurs at a nucleoskeleton. EMBO J. 4: 919−925.
  91. Jackson, D.A., Iborra, F.J., Manders. E.M., and Cook, P.R. (1998). Numbers and organization of RNA polymerases, nascent transcripts, and transcription units in HeLa nuclei. Mol. Biol. Cell 9: 1523−1536.
  92. Jeffreys, A.J., and Flavell, R.A. (1977). The rabbit beta-globin gene contains a large insert in the coding sequence. Cell 12: 1097−1108.
  93. Jenuwein, Т., and Allis, C.D. (2001). Translating the histone code. Science 293: 10 741 080.
  94. Jeppesen, P., and Turner, B.M. (1993). The inactive X chromosome in female mammals is distinguished by a lack of histone H4 acetylation, a cytogenetic marker for gene expression. Cell 74: 281−289.
  95. Johnson, K.D., Christensen, H.M., Zhao, В., and Bresnick, E.H. (2001). Distinct mechanisms control RNA polymerase II recruitment to a tissue- specific locus control region and a downstream promoter. Mol. Cell 8: 465—471.
  96. Johnson, K.D., Grass, J.A., Park, C., Im, H., Choi, K., and Bresnick, E.H. (2003). Highly restricted localization of RNA polymerase II within a locus control region of a tissue-specific chromatin domain. Mol. Cell. Biol. 23: 6484−6493.
  97. Kim, A., and Dean, A. (2004), Developmental stage differences in chromatin sub-domains of the beta-globin locus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101: 7028−7033.
  98. Kimura, A.P., Liebhaber, S.A., and Cooke, N.E. (2004). Epigenetic modifications at the human growth hormone locus predict distinct roles for histone acetylation and methylation in placental gene activation. Mol. Endocrinol. 18: 1018−1032.
  99. Knezetic, J., and Felsenfeld, G. (1993). Mechanism of developmental regulation of a-n, the chicken embryonic a-globin gene. Mol. Cell. Biol. 13: 4632—4639.
  100. Knezetic, J.A., and Felsenfeld, G. (1989). Identification and characterization of a chicken a-globin enhancer. Mol. Cell. Biol. 9: 893−901.
  101. Kosak, S.T., Skok. J.A., Medina. K.L., Riblet, R. Le Beau. M.M., Fisher, A.G., and Singh, H. (2002). Subnuclear compartmentalization of immunoglobulin loci during lymphocyte development. Science 296: 158−162.
  102. , T. (2007). Chromatin modifications and their function. Cell 128: 693−705.
  103. , M.S. (2003). Gene segment selection in V (D)J recombination: accessibility and beyond. Nat. Immunol. 4: 624—630.
  104. Kraus, W.L., and Lis, J.T. (2003). PARP goes transcription. Cell 113: 677−683.
  105. Lachner, M., O’Carroll, D., Rea. S., Mechtler, K., and Jenuwein. T. (2001). Methylation of histone H3 lysine 9 creates a binding site for HP1 proteins. Nature 410: 116−120.
  106. Lee, G.R., Fields, P.E., Griffin, T.J., and Flavell, R.A. (2003). Regulation of the Th2 cytokine locus by a locus control region. Immunity 19: 145−153.
  107. Lee, G.R., Spilianakis, C.G., and Flavell, R.A. (2005). Hypersensitive site 7 of the TH2 locus control region is essential for expressing TH2 cytokine genes and for longrange intrachromosomal interactions. Nat. Immunol. 6: 42—48.
  108. Lee, J.T. (2005). Regulation of X-chromosome counting by Tsix and Xite sequences. Science 309: 768−771.
  109. Lee, T.I., Jenner, R.G., Boyer. L.A., Guenther, M.G., Levine, S.S., Kumar, R.M., Chevalier, В. Johnstone, S.E., Cole, M.F., Isono, K., et al. (2006). Control of developmental regulators by Polycomb in human embryonic stem cells. Cell 125: 301−313.
  110. Lei, E.P., and Corces, V.G. (2006). A long-distance relationship between RNAi and Polycomb. Cell 124: 886−888.
  111. Letting, D.L., Rakowski, С., Weiss, M.J., and Blobel, G.A. (2003). Formation of a tissue-specific histone acetylation pattern by the hematopoietic transcription factor GATA-1. Mol. Cell. Biol 23: 1334−1340.
  112. Lewis, W., Lee, J.D., and Dodgson, J.B. (1991). Adult chicken alpha-globin gene expression in transfected QT6 quail cells: evidence for a negative regulatory element in the alpha D globin region. Nucleic Acids Res. 19: 5321−5329.
  113. Li, Q., Peterson, K.R., Fang, X., and Stamatoyannopoulos, G. (2002). Locus control regions. Blood 100: 3077−3086.
  114. Ling, J., Ainol, L., Zhang, L., Yu, X., Pi, W., and Tuan, D. (2004). HS2 enhancer function is blocked by a transcriptional terminator inserted between the enhancer and the promoter. J. Biol. Chem. 279: 51 704−51 713.
  115. Ling, J.Q., Li, Т., Hu, J.F., Vu, Т.Н., Chen, H.L., Qiu, X.W., Cherry. A.M., and Hoffman, A.R. (2006). CTCF mediates interchromosomal colocalization between Igf2/H19 and Wsbl/Nfl. Science 312: 269−272.
  116. Litt, M.D., Simpson, M., Gaszner, M., Allis, C.D., and Felsenfeld, G. (2001). Correlation between histone lysine methylation and developmental changes at the chicken beta-globin locus. Science 293: 2453−2455.
  117. Litt, M.D., Simpson, M., Recillas-Targa, F., Prioleau, M.N., and Felsenfeld G. (2001). Transitions in histone acetylation reveal boundaries of three separately regulated neighboring loci. EMBOJ. 20: 2224−2235.
  118. Liu, Z., and Garrard, W.T. (2005). Long-range interactions between three transcriptional enhancers, active Vkappa gene promoters, and a 3' boundary sequence spanning 46 kilobases. Mol. Cell Biol 25: 3220−3231.
  119. Lomvardas, S., Barnea, G., Pisapia, D.J., Mendelsohn, M., Kirkland, J., and Axel, R. (2006). Interchromosomal interactions and olfactory receptor choice. Cell 126: 403−413.
  120. Mahy, N.L., Perry, P.E., and Bickmore, W.A. (2002a). Gene density and transcription influence the localization of chromatin outside of chromosome territories detectable by FISH. J. Cell Biol. 159: 753−763.
  121. Mahy, N.L., Perry, P.E., Gilchrist, S., Baldock, R.A., and Bickmore, W.A. (2002b). Spatial organization of active and inactive genes and noncoding DNA within chromosome territories. J. Cell Biol. 157: 579−589.
  122. Mantei, N., Boll, W., and Weissmann, C. (1979). Rabbit beta-globin mRNA production in mouse L cells transformed with cloned rabbit beta-globin chromosomal DNA. Nature 281: 40−46.
  123. , Y. (1999). X-inactivation by chromosomal pairing events. Genes Dev. 13: 2624−2632.
  124. Marotta, C.A., Forget, B.G., Weissman, S.M., Verma, I.M., McCaffrey, R.P., and Baltimore, D. (1974). Nucleotide sequences of human globin messenger RNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 71: 2300−2304.
  125. Marshall, W.F., Straight, A., Marko, J.F., Swedlow, J., Demburg, A., Belmont. A., Murray, A.W., Agard, D.A., and Sedat. J.W. (1997). Interphase chromosomes undergo constrained diffusional motion in living cells. Curr. Biol. 7: 930−939.
  126. Masternak, K., Peyraud, N., Krawczyk, M., Barras, E., and Reith, W. (2003). Chromatin remodeling and extragenic transcription at the MHC class II locus control region. Nat. Immunol. 4: 132−137.
  127. Mirsky, A.E., and Allfrey, V. (1960). Biochemical activities of the cell nucleus. Dis. Nerv. Syst. 21 (Suppl.): 23−28.
  128. , T. (2007). Beyond the sequence: Cellular organization of genome function. Cell 128: 787−800.
  129. Morey, C., Da Silva, N.R., Perry, P., and Bickmore, W.A. (2007). Nuclear reorganisation and chromatin decondensation are conserved, but distinct, mcchanisms linked to Hox gene activation. Development 134: 909−919.
  130. Moss, В., and Tompson, E. (1969). Adult fowl haemoglobin and its acetylation. Biochem BiophisActa 188: 348−350.
  131. Muller, W.G., Rieder, D., Karpova, T.S., Jolm, S., Trajanoski, Z., and McNally, J.G. (2007). Organization of chromatin and histone modifications at a transcription site. J. Cell Biol. 177: 957−967.
  132. Murrell, A., Heeson, S., and Reik, W. (2004). Interaction between differentially methylated regions partitions the imprinted genes Igf2 and HI9 into parentspecific chromatin loops. Nat. Genet. 36: 889−893.
  133. Norris, D.P., Brockdorff, N., and Rastan, S. (1991). Methylation status of CpG-rich islands on active and inactive mouse X chromosomes. Mamm. Genome 1: 78−83.
  134. Orphanides, G., and Reinberg, D. (2000). RNA polymerase II elongation through chromatin. Nature 407: 471475.
  135. Palstra, R.J., Tolhuis, В., Splinter, E., Nijmeijer, R., Grosveld, F., and de Laat, W. (2003). The beta-globin nuclear compartment in development and erythroid differentiation. Nat. Genet. 35: 190−194.
  136. Patrinos, G.P., de Krom, M., de Boer, E., Langeveld, A., Imam, A.M., Strouboulis, J., de Laat, W., and Grosveld, F.G. (2004). Multiple interactions between regulatory regions are required to stabilize an active chromatin hub. Genes Dev. 18: 1495−1509.
  137. Pauling, L., Itano, H.A., Singer, S.J., and Wells, I.C. (1949). Sickle cell anemia a molecular disease. Science 110: 543−548.
  138. Pickersgill, H., Kalverda, В., de Wit, E" Talhout, W., Fornerod, M., and van Steensel, B. (2006). Characterization of the Drosophila melanogaster genome at the nuclear lamina. Nat. Genet. 38: 1005−1014.
  139. , V. (1999). Transvection and chromosomal trans-interaction effects. Biochim. Biophys. Acta 1424: M1-M8.
  140. Plath, K., Fang, J., Mlynarczyk-Evans, S.K., Cao, R., Worringer, K.A., Wang, Ii., de la Cruz, C.C., Otte, A.P., Panning. В., and Zhang, Y. (2003). Role of histone H3 lysine 27 methylation in X inactivation. Science 300: 131−135.
  141. Pombo. A., Jackson, D.A., Hollinshead, M., Wang, Z., Roeder, R.G., and Cook, P.R. (1999). Regional specialization in human nuclei: Visualization of discrete sites of transcription by RNA polymerase III. EMBOJ. 18: 2241−2253.
  142. Poon, R., Paddock, G.V., Heindell, H., Whitcome, P., Salser, W., Kacian, D., Bank, A., Gambino, R., and Ramirez, F. (1974). Nucleotide sequence analysis of RNA synthesized from rabbit globin complementary DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 71: 3502−3506.
  143. Proudfoot, N.J., and Brownlee, G.G. (1974). Sequence at the 3' end of globin mRNA shows homology with immunoglobulin light chain mRNA. Nature 252: 359−362.
  144. Ragoczy, Т., Bender, M.A., Telling, A., Byron, R., and Groudine, M. (2006). The locus control region is required for association of the murine beta-globin locus with engaged transcription factories during erythroid maturation. Genes Dev. 20:1447−1457.
  145. Ragoczy, Т., Telling, A., Sawado, Т., Groudine, M., and Kosak, S.T. (2003). A genetic analysis of chromosome territory looping: diverse roles for distal regulatory elements. Chromosome Res. 11: 513−525.
  146. Razin, S., Rynditch, A., Borunova, V., Ioudinkova, E., Smalko, V., and Scherrer, K. (2004). The 33 kb transcript of the chicken alpha-globin gene domain is part of the nuclear matrix. J Cell Biochem. 92: 445−457.
  147. Razin, S.V., and Ioudinkova, E.S. (2007). Mechanisms controlling activation of the alpha-globin gene domain in chicken erythroid cells. Biochemistry (Mosc) 72: 467−470.
  148. Razin, S.V., De Moura Gallo, C.V., and Scherrer, K. (1994). Characterization of the chromatin structure in the upstream area of the chicken a-globin gene domain. Mol. Gen. Genet. 242: 649−652.
  149. Razin, S.V., Farrell, C.M., and Recillas-Targa, F. (2003). Genomic domains and regulatory elements operating at the domain level. International Review of Cytology 226: 63−125.
  150. Razin, S.V., Iarovaia, O.V., Sjakste, N., Sjakste, Т., Bagdoniene, L., Rynditch, A.V., Eivazova, E.R., Lipinski, M., and Vassetzky, Y.S. (2007). Chromatin domains and regulation of transcription. J Mol Biol. 369: 597−607.
  151. Razin, S.V., Ioudinkova, E.S., Trifonov, E.N., and Scherrer, K. (2001). Non-clonability correlates with genomic instability: a case study of a unique DNA region. J. Mol. Biol. 307: 481−486.
  152. Razin, S.V., Kekelidze, M.G., Lukanidin, E.M., Scherrer, K., and Georgiev, G.P. (1986). Replication origins are attached to the nuclear skeleton. Nucleic Acids Res 14: 8189−8207.
  153. Razin, S.V., Rynditch, A., Borunova, V., Ioudinkova, E., Smalko, V., and Scherrer, K. (2004) The 33 kb transcript of the chicken alpha-globin gene domain is part of the nuclear matrix. J. Cell. Biochem. 92: 445−457.
  154. Razin, S.V., Vassetzky, Y.S., Kvartskhava, A.I., Grinenko, N.F., and Georgiev, G.P. (1991a). Transcriptional enhancer in the vicinity of replication origin within the 5' region of the chicken a-globin gene domain. J. Mol. Biol. 217: 595−598.
  155. Recillas Targa, F., De Moura Gallo, C.V., Huesca, M., Scherrer, K., and Marcaud, L. (1993). Silencer and enhancer elements located at the З'-side of the chicken and duck alpha-globin-encoding gene domains. Gene 129: 229−237.
  156. Recillas-Targa, F. (2000). The chicken a- and P-globin gene domains and their chromatin organization. Cell. Mol. Biol. Letters 5: 451—467.
  157. Recillas-Targa, F., and Razin, S.V. (2001). Chromatin domains and regulation of gene expression: familiar and enigmatic clusters of chicken globin genes. Crit. Rev. Eukaryot. GeneExpr. 11:227−242.
  158. Recillas-Targa, F., Bell, A.C., and Felsenfeld, G. (1999). Positional enhancer-blocking activity of the chicken beta-globin insulator in transiently transfected cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 14 354−14 359.
  159. Rogan, D.F., Cousins, D.J., Santangelo, S., Ioannou, P.A., Antoniou, M., Lee, Т.Н., and Staynov, D.Z. (2004). Analysis of intergenic transcription in the human IL-4/IL-13 gene cluster. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101: 2446−2451.
  160. Ronshaugen, M., and Levine, M. (2004). Visualization of /rarahomolog enhancer-promoter interactions at the Abd-B Hox locus in the Drosophila embryo. Dev. Cell 7: 925−932.
  161. Rougeon, F., Kourilsky, P., and Mach, B. (1975). Insertion of a rabbit beta-globin gene sequence into an E. coli plasmid. Nucleic Acids Res. 2: 2365−2378.
  162. Routledge, S.J., and Proudfoot, N.J. (2002). Definition of transcriptional promoters in the human beta-globin locus control region. J. Mol. Biol. 323: 601−611.
  163. Rowley, P.T., Ohlsson-Wilhelm, B.M., and Farley, B.A. (1985). K562 human erythroleukemia cells demonstrate commitment. Blood 65: 862−868.
  164. Sawado, Т., Halow, J., Bender, M.A., and Groudine, M. (2003). The beta-globin locus control region (LCR) functions primarily by enhancing the transition from transcription initiation to elongation. Genes Dev. 17: 1009−1018.
  165. Sayegh, C., Jhunjhunwala, S., Riblet. R-, and Murre, C. (2005). Visualization of looping involving the immunoglobulin heavy-chain locus in developing В cells. Genes Dev. 19: 322−327.
  166. Schirmer, E.C., and Foisner, R. (2007). Proteins that associate with lamins: .Many faces, many functions. Exp. Cell Res. 313: 2167−2179.
  167. Schmid, M., Arib, G. Laemmli, C., Nishikawa, J., Durussel, Т., and Laemmli, U.K. (2006). Nup-PI: The nucleopore-promoter interaction of genes in yeast. Mol. Cell 21: 379−391.
  168. Schneider, R., and Grosschedl, R. (2007). Dynamics and interplay of nuclear architecture, genome organization, and gene expression. Genes Dev. 21: 3027−3043.
  169. Schneider, R. Bannister, A.J., and Kouzarides, T. (2002). Unsafe SETs: Histone lysine methyltransferases and cancer. Trends Biochem. Sci. 27: 396102.
  170. Schneider, R., Bannister, A.J., Myers, F.A., Thorne, A.W., Crane-Robinson, C., and Kouzarides, T. (2004). Histone H3 lysine 4 methylation patterns in higher eukaryotic genes. Nat. Cell Biol. 6: 73−77.
  171. Schiibeler, D., Groudine, M., and Bender, M.A. (2001). The murine beta-globin locus control region regulates the rate of transcription but not the hyperacetylation of histones at the active genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98: 11 432−11 437.
  172. Schwaiger, M., and Schubeler, D. (2006). A question of timing: Emerging links between transcription and replication. Curr. Opin. Genet. Dev. 16: 177−183.
  173. Seeler, J.S., and Dejean, A. (2003). Nuclear and unclear functions of SUMO. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 4: 690−699.
  174. Sharpe, J., Chan-Thomas, P., Lida, J., Ayyub, H., Wood, W., and Higgs, D. (1992). Analysis of the human alpha globin upstream regulatory element (HS-40) in transgenic mice. EMBOJ11: 4565−4572.
  175. Shewchuck, B.M., and Hardison, R.C. (1997). CpG island from the alpha-globin gene cluster increase gene expression in an integration-dependent manner. Mol. Cell. Biol. 17: 5856−5866.
  176. Shi, Y., Lan, F., Matson, C., Mulligan, P., Whetstine, J.R., Cole, P.A., Casero, R.A., and Shi, Y. (2004). Histone demethylation mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1. Cell 119: 941−953.
  177. Simon I., Tenzen Т., Mostoslavsky R., Fibach E., Lande L., Milot E., Gribnau J., Grosveld, F., Fraser, P., and Cedar, H. (2001). Developmental regulation of DNA replication timing at the human beta globin locus. EMBOJ. 20: 6150−6157.
  178. Singal, R., van Wert, J.M., and Ferdinand, L. Jr (2002). Methylation of alpha-type embryonic globin gene alpha pi represses transcription in primary erythroid cells. Blood 100: 4217−4222.
  179. Skok, J.A., Gisler, R., Novatchkova, M., Farmer, D., de Laat. W., and Busslinger, M. (2007). Reversible contraction by looping of the Tcra and Tcrb loci in rearranging thymocytes. Nat. Immunol. 8: 378−387.
  180. , D.L. (2003). The dynamics of chromosome organization and gene regulation. Annu. Rev. Biochem. 2: 573−608.
  181. , D.L. (2004). Stopping for FISH and chips along the chromatin fiber superhighway. Mol. Cell 15: 844−846.
  182. Spilianakis, C.G., and Flavell, R.A. (2004). Long-range intrachromosomal interactions in the T helper type 2 cytokine locus. Nat. Immunol. 5: 1017−1027.
  183. Spilianakis, C.G., Lalioti, M.D., Town, Т., Lee, G.R., and Flavell, R.A. (2005). Interchromosomal associations between alternatively expressed loci. Nature 435: 637−645.
  184. Splinter, E., Grosveld, F., and de Laat, W. (2004). 3C technology: analyzing the spatial organization of genomic loci in vivo. Methods Enzymol. 375: 493−507.
  185. Splinter, E., Heath, H., Kooren, J" Palstra, R.J., Klous, P., Grosveld, F., Galjart, N., and De Laat, W. (2006). CTCF mediates long-range chromatin looping and local histone modification in the beta-globin locus. Genes Dev. 20: 2349−2354.
  186. Stalder, J., Larsen, A., Engel, J.D., Dolan, M., Groudine, M., and Weintraub, H. (1980). Tissue-specific DNA cleavage in the globin chromatin domain introduced by DNase I. Cell 20:451−460.
  187. Strahl, B.D., and Allis, C.D. (2000). The language of covalent histone modifications. Nature 403: 41−45.
  188. Taddei, A., Maison. C. Roche, D., and Almouzni, G. (2001). Reversible disruption of pericentric heterochromatin and centromere function by inhibiting deacetylases. Nat. Cell Biol. 3: 114−120.
  189. The ENCODE Project Consortium. (2007). Identification and analysis of functional elements in 1% of the human genome by the ENCODE pilot project. Nature 447: 799−816.
  190. Therwath, A., and Scherrer, K. (1982). Precursors of distinct size for chicken alpha A, alpha D and beta globin mRNA. FEBS Lett. 142: 12−16.
  191. Thomson, 1., Gilchrist, S., Bickmore, W.A., and Chubb, J.R. (2004). The radial positioning of chromatin is not inherited through mitosis but is established de novo in early Gl. Curr. Biol. 14: 166−172.
  192. Tilghman, S.M., Tiemeier, D.C., Seidman, J.G., Peterlin, B.M., Sullivan, M., Maizel, J.V., and Leder, P. (1978). Intervening sequence of DNA identified in the structural portion of a mouse beta-globin gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 75: 725−729.
  193. Tolhuis, В., Palstra, R.J., Splinter, E., Grosveld, F., and de Laat, W. (2002). Looping and interaction between hypersensitive sites in the active beta-globin locus. Mol. Cell 10: 1453— 1465.
  194. , A. (1999). Chromatin modification by DNA tracking. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 13 634−13 637.
  195. , B.M. (1993). Decoding the nucleosome. Cell 75: 5−8.
  196. , B.M. (2007). Defining an epigenetic code. Nat. Cell Biol. 9: 2−6.
  197. Vakoc, .CR., Letting, D.L., Gheldof, N., Sawado, Т., Bender, M.A., Groudine, M., Weiss, M.J., Dekker, J., and Blobel, G.A. (2005). Proximity among distant regulatory elements at the beta-globin locus requires GATA-1 and FOG-1. Mol. Cell 17: 453162.
  198. Valadez-Graham, V., Razin, S.V., and Recillas-Targa, F. (2004). CTCF-dependent enhancer blockers at the upstream region of the chicken alpha-globin gene domain. Nucleic Acids Res. 32: 1354−1362.
  199. Vazquez, J., Belmont, A.S., and Sedat, J.W. (2001). Multiple regimes of constrained chromosome motion are regulated in the interphase Drosophila nucleus. Curr. Biol. 11: 1227−1239.
  200. Verbovaia, L., and Razin, S.V. (1995). Analysis of the replication direction through the domain of alpha-globin-encoding genes. Gene 166: 255−259.
  201. Vernimmen, D., De Gobbi, M., Sloane-Stanley, J.A., Wood, W.G., and Higgs, D.R. (2007). Long-range chromosomal interactions regulate the timing of the transition between poised and active gene expression. EMBOJ. 26: 2041−2051.
  202. Vignali, M., Hassan, A.H., Neely, K.E., and Workman, J.L. (2000). ATP-dependent chromatin-remodeling complexes. Mol. Cell. Biol. 20: 1899−1910.
  203. Vyas, P., Vickers, M.A., Picketts, D.J., and Higgs, D.R. (1995). Conservation of position and sequence of a novel, widely expressed gene containing the major human alpha-globin regulatory element. Genomics 29: 679−689.
  204. Wang, J., Liu, H., Lin, C.M., Aladjem, M.I., and Epner, E.M. (2005). Targeted deletion of the chicken beta-globin regulatory elements reveals a cooperative gene silencing activity. J. Biol. Chem. 280: 23 340−23 348.
  205. Weintraub, H., Larsen, A., and Groudine, M. (1981). Alpha-Globin-gene switching during the development of chicken embryos: expression and chromosome structure. Cell 24: 333— 344.
  206. Wen, S.C., Roder, K., Hu, K.Y., Rombel, I., Gavva, N.R., Daftari, P., Kuo, Y.Y., Wang, C., and Shen, C.K. (2000). Loading of DNA-binding factors to an erythroid enhancer. Mol. Cell. Biol. 20:1993−2003.
  207. West, A.G., Gaszner, M., and Felsenfeld, G. (2002). Insulators: many functions, many mechanisms. Genes Dev. 16: 271−288.
  208. Wijgerde, M., Grosveld, F., and Fraser, P. (1995). Transcription complex stability and chromatin dynamics in vivo. Nature 311: 209−213.
  209. Wilmut, I. and Campbell. K.H. (1998). Quiescence in nuclear transfer. Science 281: 1611.
  210. Wurtele, H., and Chartrand, P. (2006). Genome-wade scanning of HoxBl-associated loci in mouse ES cells using an openended chromosome conformation capture methodology. Chromosome Res. 14: 477−495.
  211. Xu, N. Tsai, C.L., and Lee, J.T. (2006). Transient homologous chromosome pairing marks the onset of X inactivation. Science 311: 1149−1152.
  212. Yasui, D., Miyano, M., Cai, S., Varga-Weisz, P., and Kohwi-Shigematsu, T. (2002). SATB1 targets chromatin remodelling to regulate genes over long distances. Nature 419: 641−645.
  213. Yin, H., Wang, M.D., Svoboda, K., Landick, R., Block, S.M., and Gelles, J. (1995). Transcription against an applied force. Science 270: 1653−1657.
  214. Yusufzai, T.M., Tagami, H., Nakatani, Y., and Felsenfeld, G. (2004). CTCF tethers an insulator to subnuclear sites, suggesting shared insulator mechanisms across species. Mol. Cell 13: 291−298.
  215. Zhang, L.F., Huynli, K.D., and Lee, J.T. (2007). Perinucleolar targeting of the inactive X during S phase: Evidence for a role in the maintenance of silencing. Cell 129: 693−706.
  216. Zhao, H., and Dean, A. (2004). An insulator blocks spreading of histone acetylation and interferes with RNA polymerase II transfer between an enhancer and gene. Nucleic Acids Res. 32:4903−4919.
  217. Zhou, G.L., Xin, L., Song, W., Di, L.J., Liu, G., Wu, X.S., Liu, D.P., and Liang, C.C. (2006). Active chromatin hub of the mouse alpha-globin locus forms in a transcription factory of clustered housekeeping genes. Mol. Cell. Biol. 26: 5096−5105.
  218. Zhou, J., and Levine, M. (1999). A novel cis-regulatory element, the PTS, mediates an anti-insulator activity in the Drosophila embryo. Cell 99: 567−575.
  219. Zhou, J., Ashe, H., Burks, C., and Levine, M. (1999). Characterization of the transvection mediating region of the abdominal-B locus in Drosophila. Development 126: 3057−3065.1. БЛАГОДАРНОСТИ
  220. Искреннюю благодарность автор выражает оппонентам и рецензентам данной работы.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!