Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Влияние гормональных и метаболических факторов на фотосинтетический аппарат Fucus vesiculosus L. в сравнении с представителями других таксономических групп водорослей

Диссертация: Влияние гормональных и метаболических факторов на фотосинтетический аппарат Fucus vesiculosus L. в сравнении с представителями других таксономических групп водорослей
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Фотосинтез регулируется как внешними условиями, так и внутренними системами интеграции и контроля растительного организма. Формирование ассимиляционного аппарата и эффективность фотосинтеза высших наземных растений зависит, в основном, от влияния таких факторов окружающей среды, как световой и температурный режимы, концентрации СО2 и О2 и их соотношение. К эндогенным факторам регуляции… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений и обозначений
  • 1. Введение
  • 2. Обзор литературы
    • 2. 1. Особенности биологии Fucus vesiculosus
      • 2. 1. 1. Систематика, строение таллома, распространение, жизненный цикл
      • 2. 1. 2. Строение гаметангиев и гамет
      • 2. 1. 3. Оплодотворение и развитие зигот фукусовых
        • 2. 1. 3. 1. Оплодотворение. Потенциал оплодотворения. Синтез клеточной стенки
        • 2. 1. 3. 2. Прикрепление к субстрату
        • 2. 1. 3. 3. Ионные потоки. Локализация рецепторов дигидропиридина. Синтез белков
        • 2. 1. 3. 4. Полярная секреция везикул аппарата Гольджи. Образование ризоида
        • 2. 1. 3. 5. Деление зиготы. Ризоидальная и тапломическая клетки
      • 2. 1. 4. Индукция полярности у зигот фукусовых
        • 2. 1. 4. 1. Роль оплодотворения в индукции полярности
        • 2. 1. 4. 2. Влияние факторов окружающей среды на поляризацию
        • 2. 1. 4. 3. Рецепция и трансдукция сигналов при поляризации зигот фукусовых
        • 2. 1. 4. 4. Возможные механизмы индукции и фиксации оси полярности
      • 2. 1. 5. Состав, строение и функционирование фотосингетического аппарата фукусовых
        • 2. 1. 5. 1. Особенности строения пластид
        • 2. 1. 5. 2. Пигментный состав клеток и строение светособирающих комплексов
        • 2. 1. 5. 3. Рибулозо-1,5-бисфосфапсарбоксилаза/оксигеназа
        • 2. 1. 5. 4. Эколого-физиологические характеристики фотосинтеза
        • 2. 1. 5. 5. Особенности фотосинтетического аппарата гамет, зигот и эмбрионов
    • 2. 2. Краткая характеристика Euglena gracilis и Dunaliella primolecta
      • 2. 2. 1. Euglena gracilis
        • 2. 2. 1. 1. Общая характеристика
        • 2. 2. 1. 2. Характеристика фотосинтетического аппарата
      • 2. 2. 2. Dunaliella primolecta
        • 2. 2. 2. 1. Общая характеристика
        • 2. 2. 2. 2. Характеристика фотосинтетического аппарата
    • 2. 3. Фитогормоны фукусовых и других водорослей
      • 2. 3. 1. Ауксины
      • 2. 3. 2. Цитокинины
      • 2. 3. 3. Гиббереллины
      • 2. 3. 4. Абсцизовая кислота, лунуларовая кислота
      • 2. 3. 5. Жасмоновая кислота
      • 2. 3. 6. Полиамины
      • 2. 3. 7. Брассиностероиды
    • 2. 4. Влияние фитогормонов на фотосинтетические процессы водорослей и высших растений
      • 2. 4. 1. Ауксины
      • 2. 4. 2. Цитокинины
      • 2. 4. 3. Гиббереллины
      • 2. 4. 4. Абсцизовая кислота
      • 2. 4. 5. Жасмоновая кислота
      • 2. 4. 6. Брассиностероиды
      • 2. 4. 7. Салициловая кислота
    • 2. 5. Влияние органических субстратов на фотосинтетические процессы водорослей и высших растений
    • 2. 6. Постановка цели и задач исследования
  • 3. Материал и методики
    • 3. 1. Объекты исследования
    • 3. 2. Культивирование водорослей
      • 3. 2. 1. Получение синхронной культуры зигот и эмбрионов F. vesiculosus
      • 3. 2. 2. Условия культивирования Е. gracilis и D. primolecta
    • 3. 3. Обработка водорослей физиологически активными веществами и органическими субстратами
    • 3. 4. Изучение динамики прорастания зигот F. vesiculosus
    • 3. 5. Изучение динамики роста эмбрионов F. vesiculosus
    • 3. 6. Изучение динамики роста культур Е. gracilis и D. primolecta
    • 3. 7. Изучение характеристик фотосинтетического аппарата водорослей
      • 3. 7. 1. Содержание фотосинтетических пигментов
      • 3. 7. 2. Содержание Рубиско
      • 3. 7. 3. Интенсивность фотосинтеза и дыхания и активность ФС I и II
    • 3. 8. Определение содержания фитогормонов в яйцеклетках, зиготах и эмбрионах F. vesiculosus
      • 3. 8. 1. Очистка проб и экстракция фитогормонов
      • 3. 8. 2. Проведение биотеста
      • 3. 8. 3. Проведение иммуноферментного анализа фитогормонов
    • 3. 9. Определение содержания белка в клетках водорослей
    • 3. 10. Статистическая обработка данных
  • 4. Результаты
    • 4. 1. Динамика основных процессов эмбриогенеза F. vesiculosus
      • 4. 1. 1. Поляризация и прорастание зигот
      • 4. 1. 2. Рост эмбрионов
      • 4. 1. 3. Содержание фотосинтетических пигментов
      • 4. 1. 4. Содержание Рубиско
      • 4. 1. 5. Интенсивность фотосинтетических процессов
      • 4. 1. 6. Содержание фитогормонов
        • 4. 1. 6. 1. Содержание фитогормонов в тканях F. vesiculosus
        • 4. 1. 6. 2. Содержание ИУК в среде, окружающей зиготы
        • 4. 1. 6. 3. Влияние ТИБК на содержание ИУК в зиготах и среде, окружающей зиготы
    • 4. 2. Влияние гормональных и трофических факторов на основные процессы эмбриогенеза F. vesiculosus
      • 4. 2. 1. Поляризация и прорастание зигот
      • 4. 2. 2. Рост эмбрионов
      • 4. 2. 3. Содержание фотосинтетических пигментов
      • 4. 2. 4. Содержание Рубиско
      • 4. 2. 5. Интенсивность фотосинтетических процессов
    • 4. 3. Влияние гормональных и трофических факторов на рост культур и ряд характеристик фотосинтетического аппарата Е. gracilis и D. primolecta
      • 4. 3. 1. Рост культур водорослей
      • 4. 3. 2. Содержание фотосинтетических пигментов
      • 4. 3. 3. Содержание Рубиско
      • 4. 3. 4. Интенсивность фотосинтетических процессов
  • 5. Обсуждение
  • 6. Выводы
  • Благодарность

Влияние гормональных и метаболических факторов на фотосинтетический аппарат Fucus vesiculosus L. в сравнении с представителями других таксономических групп водорослей (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

В ряду физиологических функций растений фотосинтез занимает особое место. Этот процесс является практически единственным источником энергии и вещества, необходимых для жизнедеятельности растительного организмапоэтому всестороннее изучение становления фотосинтетического аппарата в онтогенезе является одним из важнейших направлений физиологии растений. В настоящее время фотосинтез обеспечивает трофические потребности всей биосферы Земли, а результаты фотосинтеза прошедших эпох, материализованные в полезных ископаемых (каменный уголь, торф, сланцы, нефть и газ), лежат в основе большой части промышленной деятельности человека.

Фотосинтез регулируется как внешними условиями, так и внутренними системами интеграции и контроля растительного организма. Формирование ассимиляционного аппарата и эффективность фотосинтеза высших наземных растений зависит, в основном, от влияния таких факторов окружающей среды, как световой и температурный режимы, концентрации СО2 и О2 и их соотношение. К эндогенным факторам регуляции фотосинтеза можно отнести видовые характеристики фотосинтетического аппарата, запрограммированные в ядерном и хлоропластом геномах, и внутриклеточные системы регуляции процесса фотосинтеза: систему метаболической регуляции, использующую органические продукты фотосинтеза (сахара, спирты, органические кислоты и т. д.) и гормональную систему растений (Полевой, 1982; Мокроносов, Гавриленко, 1992).

В настоящее время эти факторы исследованы далеко не в равной степени. Особенно много нерешенных проблем в сфере исследования внутриклеточных систем регуляции фотосинтетического аппарата растений — гормональной и метаболической. Представители разных таксономических групп водорослей являются удобными объектами для изучения этих вопросов вследствие большого разнообразия состава, строения и функционирования их фотосинтетического аппарата и не столь четкого, как у высших растений,.

разделения факторов, регулирующих фотосинтез, на внутренние и внешние. Наземные зеленые растения, за немногими исключениями, являются преимущественно автотрофными организмами — усваиваемые ими органические соединения отсутствуют в воздушной среде, в минимальном количестве присутствуют в почве и, таким образом, для растений практически недоступны. То же можно сказать и о фитогормонах, лишь немногие из которых летучи и могут присутствовать в окружающем растение воздухе. Подавляющее большинство водорослей находится в ином положении. В окружающей их среде в достаточном количестве содержатся и органические субстраты, которые могут быть включены в метаболизм с помощью соответствующих ферментных систем, и фитогормоны (Раймонт, 1983; Горбенко, 1990; Mazur et al., 2001 и др.).

В данной работе проводится сравнительное изучение роли фитогормонов и метаболических факторов в формировании ассимиляционного аппарата представителей разных систематических групп водорослей. Особое внимание уделено морскому макрофиту Fucus vesiculosus L. (Phaeophyta), исследования которого на кафедре Физиологии и биохимии растений СПбГУ были инициированы проф. [В. В. Полевым]. Первые этапы морфогенеза и, связанного с ним развития фотосинтетического аппарата F. vesiculosus, могут быть прослежены на синхронной культуре зигот и эмбрионов. По мере созревания гаметы этих водорослей высвобождаются из гаметангиев, и процессы оплодотворения и прорастания зигот происходят в воде. Таким образом, на всех стадиях развития зиготы фукусовых, в отличие от зигот высших растений, не связаны с материнскими тканями и легко доступны для исследований. Формирование ассимиляционного аппарата F. vesiculosus очень мало исследовано, поэтому первым этапом нашей работы является изучение динамики основных процессов эмбриогенеза этой водоросли, с целью получить представление о морфологических и функциональных особенностях зигот и эмбрионов. Известно, что фитогормоны играют важную роль в процессах раннего эмбриогенеза фукуса, в частности, поляризация зиготы и ризоидообразование регулируются индолил-3-уксусная кислотой (ИУК) (Тоггеу,.

Galun, 1970; Basu et al., 2002). В связи с этим, помимо изучения влияния фитогормонов на становление фотосинтетических систем F. vesiculosus, мы также исследовали роль этих веществ в регуляции морфогенеза этой водоросли.

Для сравнения мы использовали одноклеточные микроводоросли Euglena gracilis (Euglenophyta) и Dunaliella primolecta (Chlorophyta). Эти водоросли достаточно хорошо изучены с точки зрения характеристик ассимиляционного аппарата, легко культивируются в лабораторных условиях, и для них характерно отсутствие клеточной стенки, что значительно облегчает биохимические исследования этих организмов (Buetow, 1968; Oren, 2005).

Бурые, зеленые и эвгленовые водоросли существенно отличаются по составу и функционированию ассимиляционных систем, что предоставляет широкие возможности для сравнительного анализа. Зеленые водоросли по характеристикам фотосинтетического аппарата наиболее близки к высшим растениям. Это облегчает сравнение данных, полученных на этих объектах с результатами исследований высших растений.

Выводы.

1. В течение первых 15 суток развития в эмбрионах F. vesiculosus происходит увеличение содержания фотосинтетических пигментов и рибулозобисфосфаткарбоксилазы/оксигеназы. Увеличение интенсивности фотосинтеза и дыхания происходит в колебательном режиме, усиливаясь в моменты протекания важнейших морфогенетических процессов эмбриогенеза.

2. Активные природные и синтетические ауксины — индолил-3-уксусная кислота, индолилмасляная кислота и а-нафтилуксусная кислота (10″ 5М) -ускоряют, а кинетин (Kr6−10″ t М) замедляет образование ризоидального выступа у зигот F. vesiculosus.

3. Зиготы F. vesiculosus в течение первых 2,5 ч после оплодотворения выделяют ИУК в окружающую среду. Предполагается, что содержание ИУК в окружающей среде имеет решающее значение для поляризации зигот F. vesiculosus.

4. Кинетин (Ю-5 М) и комбинация кинетин + ИУК (10~5 М) стимулируют, а АБК (10'5 М) и, в меньшей степени, ИУК ингибируют формирование и активность фотосинтетического аппарата эмбрионов К vesiculosus и клеток Е. gracilis и D. primolecta.

5. Метаболизируемые органические субстраты (0,5%) подавляют формирование и активность фотосинтетического аппарата эмбрионов F. vesiculosus и клеток Е. gracilis и D. primolecta. Кинетин (Ю-5 М) снимает ингибирующий эффект органических субстратов.

6. Фитогормоны (ИУК, кинетин, АБК) действуют на фотосинтетический аппарат представителей бурых, зеленых и эвгленовых водорослей сходным образом, тогда как влияние трофических факторов специфично и определяется биохимическими особенностями метаболизма водорослей.

7. На сновании экспериментальных данных предложена рабочая гипотеза, согласно которой в клетках исследованных водорослей существует взаимосвязь гормональной и метаболической систем регуляции деятельности фотосинтетического аппарата.

Благодарность.

Автор выражает искреннюю благодарность: к. б. н. Ю. И. Маслову за организацию и постоянную помощь в проведении работ на Белом море и консультации при написании данной работысвоим научным руководителям в магистратуре и аспирантуре д. б. н.

В. В. Полевому] и д. б. н. М. Ф. Шишовойк. б. н. Т. С. Саламатовой и к. б. н. О. В. Танкелюн за ценные советы при обсуждении результатов данной работыд. б. н. А. И. Раилкину за техническую помощь при работе на МБС СПбГУколлективу лабораторий Фотосинтеза и Функциональной активности мембран БИНИИ СПбГУ и сотрудникам кафедры Физиологии и биохимии растений Биолого-почвенного факультета СПбГУ за предоставленные условия для работы и неизменную доброжелательность.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В. П. Определение активностей фотосистем в мембранных препаратах из клеток синезеленых водорослей // Методы изучения мембран растительных клеток. — Л.: Изд-во ЛГУ, 1986. С 133−141.
  2. В. В. Влияние (3-ИУК на некоторые синезеленые водоросли // Гидробиол. журн. 1974. Т. 10, № 5. с. 64−69.
  3. Т. П., Иванова И. Л. Выделение и электрофорез белков в полиакриламидном геле // Методы биохимического анализа растений. Л.: Изд-во ЛГУ, 1978. С. 37−51.
  4. Р. Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений. М.: Наука, 1964. 272 с.
  5. Р. Г. Экспериментальный морфогенез и дифференциация в культуре клеток растений: 35-е Тимирязевское чтение. М., 1975. 52 с.
  6. М. Г., Семененко В. Е. Интенсивная культура одноклеточных водорослей. М.: Изд-во АН СССР, 1962. 60 с.
  7. В. Б. Донные макрофиты Белого моря. М.: Наука, 1986. 190 с.
  8. Ю. А. Экология и практическое значение морских микроорганизмов. Киев: Наук, думка, 1990. 160 с.
  9. Гормональний комплекс рослин i гриб1 В / К. М. Ситник, Л. I. Мусатенко, В. А. Васюк и др. Кшв, 2003. 186 с.
  10. . В., Титова Н. Н. Коллекция культур водорослей лаборатории микробиологии Биологического института Ленинградского университета // Культивирование коллекционных штаммов водорослей. Л., 1983. 42 с.
  11. В. П., Абраменкова И. В., Круглов В. В. MATLAB 5.3.1 с пакетами расширений. М.: Нолидж, 2001. 878 с.
  12. Г. Н. Математика в экспериментальной ботанике. М.: Наука, 1990. 296 с.
  13. Г. Р., Веселов С. Ю., Еркеев М. И. Иммуноферментное определение индолилуксусной кислоты в семенах кукурузы сиспользованием меченых антител // Физиология растений. 1986. Т. 33, вып. 6. С. 1221−1226.
  14. В. В., Черепнева Г. Н., Кулаева О. Н. Гормональная регуляция синтеза мРНК большой субъединицы рибулезобисфосфаткарбоксилазы в этиолированных проростках кукурузы // Доклады АН СССР. 1987. Т. 294. С. 1274−1276.
  15. В. В., Черепнева Г. Н., Кулаева О. Н. Гормональная регуляция синтеза мРНК большой субъединицы рибулезобисфосфаткарбоксилазы в этиолированных проростках кукурузы // Доклады АН СССР. 1987. Т. 294. 1274−1276.
  16. Ф. Ф., Синещеков В. А., Байченко В. А. Соотношение биофизических и физиологических закономерностей начальных стадий фотосинтеза // Физиология фотосинтеза. М.: Наука, 1982. С. 34−54.
  17. Ю. И. Статистическая обработка данных биохимических исследований //В кн.: Методы биохимического анализа растений. Л.: Изд-во ЛГУ, 1978. С. 163−186.
  18. А. М. Отдел зеленые водоросли (Chlorophyta), класс Вольвоксовые (Volvocophyceae) // Жизнь растений: Т. 3. Водоросли и лишайники-М.: Просвещение, 1977. С. 268−272.
  19. А. Т., Гавриленко В. Ф. Фотосинтез. Физиолого-экологические и биохимические аспекты. М.: Изд-во МГУ, 1992. 320 с.
  20. Г. С., Бутенко Р. Г., Тихоненко Т. И., Прокофьев М. И. Основы сельскохозяйственной биотехнологии. М.: Агропромиздат, 1990. 384 с.
  21. Паламарь-Мордвинцева Г. М. Размножение водорослей // В кн.: Водоросли. Справочник. Киев: Наук, думка, 1989. С. 76−90.
  22. Паламарь-Мордвинцева Г. М. Циклы развития бурых водорослей // В кн.: Водоросли. Справочник. Киев: Наук, думка, 1989а. С. 99−104.
  23. Ю. Е. Отдел бурые водоросли (Phaeophyta) // Жизнь растений: Т. 3. Водоросли и лишайники М.: Просвещение, 1977. С. 186−190.
  24. Ю. Е. Размножение и циклы развития водорослей // Жизнь. растений: Т. 3. Водоросли и лишайники М.: Просвещение, 1977а. С. 3843.
  25. А. В., Аверина С. Г. Оксигенная фототрофия: Руководство по эволюционной клеточной биологии. СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2002. 236 с.
  26. В. В. Фитогормоны. Л.: Изд-во ЛГУ, 1982. 248 с.
  27. В. В. Роль ауксина в регуляции роста и развития растений // В кн.: Гормональная регуляция онтогенеза растений. М.: Наука, 1984. С. 87−100.
  28. В. В. Роль ауксина в системах регуляции у растений. Л.: Наука, 1986. 79 с.
  29. В. В., Полевой А. В. Эндогенные фитогормоны этиолированных: проростков кукурузы // Физиология растений. 1992. Т. 39, вып. 6. С. 11 651 174.
  30. В. В., Тараховская Е. Р. Индукция ауксином: электрофизиологических градиентов в осевых органах растений // Доклады АН. 2001. Т. 377, № 2. С. 1−3.
  31. Дж. Планктон и продуктивность океана: Т. 1. Фитопланктон. М.: Легкая и пищевая пром-сть, 1983. 568 с.
  32. П. Ф. Биологическая статистика. Минск.: Вышэйшая школа, 1967. 328 с.
  33. А. К. Рибулозо-1,5-бисфосфаткарбоксилаза/оксигеназа // Успехи: биологической химии. 1991. Т. 32. С. 87−113.
  34. Т. А. Отдел эвгленовые водоросли (Euglenophyta) // Жизие" растений. Т. 3. Водоросли и лишайники М.: Просвещение, 1977. С. 259— 265.
  35. Э. Морфогенез растений. М.: ИЛ, 1963. 603 с.
  36. А. И., Чижов О. С. Химические исследования водорослей. М.: Знание, 1988. 45 с.
  37. Шишова М, Ф., Инге-Вечтомова Н. И., Рудашевская Е JI., Выхвалов К А. Прямое действие ауксина на транспорт ионов кальция через плазмалемму клеток колеоптилей кукурузы // Вестн. СПбГУ. 1998. сер. З, вып.2, № 10. С. 89−96.
  38. Г. С. Влияние гиббереллина на процесс фотосинтеза // Фотосинтез, дыхание и органические кислоты. Воронеж: Изд-во Воронежского ун-та, 1980. С. 33−36.
  39. Alberte R. S., Friedman A. L., Gustafson D. L. et al. Light-harvesting systems of brown algae and diatoms // Biochim. et Biophys. Acta. 1981. Vol. 635, № 2. P. 304−316.
  40. Alessa L., Kropf D. F-actin marks the rhizoid pole in living Pelvetia compressa zygotes // Development. 1999. Vol. 126. P. 201−209.
  41. Allakhverdiev S. I., Atsushi S., Yoshitaka N., Norio M. Inactivation of photosystems I and II in response to osmotic stress in Synechococcus. Contribution of water channels // Plant Physiol. 2000. Vol. 122. P. 1201−1208.
  42. Allen D. A., Jacobsen L., Joaquin J., Jaffe L. F. Ionic concentrations in developing Pelvetia eggs // Develop. Biol. 1972. Vol. 27. P. 538−545.
  43. Arnold Т. M., Targett N. M., Tanner С. E., Hatch W. I., Ferrari К. E. Evidence for methyl jasmonate-induced phlorotannin production in Fucus vesiculosus (Phaeophyceae) // J. Phycol. 2001. Vol. 37. P. 1026−1029.
  44. Badini L., Pistocchi R., Bagni N. Polyamine transport in the seaweed Viva rigida (Chlorophyta) // J. Phycol. 1994. Vol. 30. P. 599−605.
  45. Bajguz A. Effect of brassinosteroids on nucleic acids and protein content in cultured cells of Chlorella vulgaris II Plant Physiol. Biochem. 2000. Vol. 38, № 3. P. 209−215.
  46. Bajguz A., Czerpak R., Physiological and biochemical role of brassinosteroids and their structure-activity relationship in the green alga Chlorella vulgaris Beijerinck (Chlorophyceae) //J. Plant Growth Regul. 1998. Vol. 17. P. 131−139.
  47. Bajguz A., Tretyn A. The chemical characteristic and distribution of brassinosteroids in plants // Phytochemistiy. 2003. Vol. 62. P. 1027−1046.
  48. Bajguz A., Czerpak R. Effect of brassinosteroids on growth and proton extrusion in the alga Chlorella vulgaris Beijerinck (Chlorophyceae) // J. Plant Growth Regul. 1996. Vol. 15, № 3. P. 153−156.
  49. Barrett J., Anderson J. M. The P-700-chlorophylla-protein complex and two major light-harvesting complexes of Acrocarpia paniculata and other brown seaweeds // Biochim. et Biophys. Acta. 1980. Vol. 590, № 3. P. 309−323.
  50. Basu S., Sun H., Brian L., Quatrano R. L., Muday G. K. Early embryo development in Fucus distichus is auxin sensitive // Plant Physiol. 2002. Vol. 130, № l.P. 292−302.
  51. Benkova E., Witters E., Van Dongen W., Kolar J., Motyka V., Brzobohaty В., Van Onckelen H. A., Machackova I. Cytokinins in tobacco and wheat chloroplasts. Occurrence and changes due to light/dark treatment // Plant Physiol. 1999. Vol. 121. P. 245−251.
  52. Berger F., Brownlee C. Photopolarization of the Fucus sp. zygote by blue light involves a plasma membrane redox chain // Plant Physiol. 1994. Vol. 105. 519 527.
  53. Bidwell R. G. S. Photosynthesis and metabolism in marine algae. VII. Products of photosynthesis in fronds of Fucus vesiculosus and their use in respiration // Can. J. Bot. 1967. Vol. 45, № 9. P. 1557−1565.
  54. Binns A. N. Cytokinin accumulation and action: biochemical, genetic and molecular approaches // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1994. Vol. 45. P. 173−196.
  55. Bisalputra T. Plastids // Algal physiology and biochemistry / Ed. by W. D. P. Stewart. Berkeley, Los Angeles, 1974. P. 124−161.
  56. Bisgrove S. R., Kropf D. L. Cell wall deposition during morphogenesis in fiicoid algae//Planta. 2001. Vol. 212. P. 648−658.
  57. Bouget F.-Y., Gerttula S., Quatrano R. S Spatial distribution of poly (A)+ RNA during polarization of the Fucus zygote is dependent upon microfilaments // Develop. Biol. 1995. Vol. 171, № 1. p. 258−261.
  58. Bouget F.-Y., Gerttula S., Shaw L. S., Quatrano R. S. Localization of actin mRNA during the establishment of cell polarity and early cell divisions in Fucus embiyos//Plant Cell. 1996. Vol. 8. P. 189−201.
  59. Bouget F.-Y., Berger F., Brownlee C. Position dependent control of cell fate in the Fucus embryo: role of intercellular communication // Development. 1998. Vol. 125. P. 1999−2008.
  60. Boyer G., Dougherty S. S. Identification of abscisic acid in the seaweed Ascophyllum nodosum II Phytochemistry. 1988. Vol. 27, Is. 5. P. 1521−1522.
  61. Bradley P. M. Plant hormones do have a role in controlling growth and development of algae //J. Phycol. 1991. Vol. 27. P. 317−321.
  62. Brawley S. H., Robinson K. R. Cytochalasin treatment disrupts the endogenous currents associated with cell polarization in fiicoid zygotes: Studies of the role of F-actin in embryogenesis //J. Cell Biol. 1985. Vol. 100. P. 1173−1184.
  63. Brown P. J. P., Zakrys В., Fanner M. A. Plastid morphology, ultrastructure and development in Colacium and the loricate Euglenophytes (Euglenophyceae) // J. Phycol. 2003. Vol. 39. P. 115−121.
  64. Buetow D. E. Morphology and ultrastructure of Euglena. // In: Buetow, D. E. (Ed.) The Biology of Euglena. Vol. 1. Academic Press, New York, 1968. P. 109 184.
  65. Buggeln R. C., Craigie J. S. Evaluation of evidence for the presence of indole-3-acetic acid in marine algae // Planta. 1971. Bd. 97. S. 173−178.
  66. Callow J. A. Sexual recognition and fertilization in brown algae // J. Cell Sci. 1085. Vol. 2 (suppl.). P. 219−232.
  67. Casper-Lindiey C., Bjorkman O. Fluorescence quenching in four unicellular algae with different light-harvesting and xanthophyll-cycle pigments // Photosynth. Res. 1998. Vol. 56. P. 277−289.
  68. Chandra A., Bhatt R, K. Biochemical and physiological response to salicylic acid in relation to the systemic acquired resistance // Photosynthetica 1998. Vol. 35. P. 255−258.
  69. Chen C.-M. Cytokinin biosynthesis and interconversion // Physiol. Plant. 1997. Vol. 101. P. 665−673.
  70. Coelho S. M., Rijstenbil J. W., Brown M. T. Impacts of anthropogenic stresses on the early development stages of seaweeds // J. of Aquatic Ecosystem Stress and Recovery. 2000. Vol. 7. P. 317−333.
  71. Coelho S. M., Rijstenbil J. W., Sousa-Pinto I., Brown M. T. Cellular responses to elevated light levels in Fucus spiralis embryos during the first days after fertilization//Plant, Cell and Environment. 2001. Vol. 24. P. 801−810.
  72. Collen J., Davison I. R. Seasonality and thermal acclimation of reactive oxygen metabolism in Fucus vesiculosus (Phaeophyceae) // J. Phycol. 2001. Vol. 37. P. 474−481.
  73. Cooke T. J., Poli D., Sztein A. E., Cohen J. D. Evolutionary patterns in auxin action // Plant Mol. Biol. 2002. Vol. 49. P. 319−38.
  74. Corellou F" Potin P., Brownlee C., Kloareg В., Bouget F.-I. Inhibition of the establishment of zygotic polarity by protein tyrosine kinase inhibitions leads to an alteration of embryo pattern in Fucus II Develop. Biol. 2000. Vol. 219. P. 165−182.
  75. Cowan A. K., Rose P. D. Abscisic acid metabolism in salt-stressed cells of Dunaliella salina // Plant Physiol. 1991. Vol. 97. P. 798−803.
  76. Craigie J. S. Storage products // Algal physiology and biochemistry / Ed. by W. D. P. Stewart. Berkeley, Los Angeles, 1974. P. 206−235.
  77. Creelman R. A., Mullet J. E. Oligosaccharins, brassinolides and jasmonates: nontraditional regulators of plant growth, development, and gene expression // The Plant Cell. 1997. Vol. 9. P. 1211−1223.
  78. Cunningham F. X., SchifF J. A. Chlorophyll-protein complexes from Euglena gracilis and mutants deficient in chlorophyll b. 1. Pigment composition I I Plant Physiol. 1986. Vol. 80. P. 223−230.
  79. Davidson F. F. The effects of auxins on the growth of marine algae // Amer. J. Bot. 1950. Vol. 37. P. 502−510.
  80. Davis В., Merrett M. J. The glycolate pathway and photosynthetic competence in Euglena И Plant Physiol. 1975. Vol. 55. P. 30−34.
  81. De Martino A., Douady D., Quinet-Szely M., Rousseau В., Crepineau F., Apt K., Caron L. The light-harvesting antenna of brown algae. Highly homologous proteins encoded by a multigene family // Eur. J. Biochem. 2000. Vol. 267. P. 5540−5549.
  82. Dewitte W., Murray J. A. H. The plant cell cycle // Annu. Rev. Plant. Biol. 2003. Vol. 54. P. 235−264.
  83. Douschkova P., Kouzmanov N., Ninova D., Kostova Т., Paskov I. Effect of 6-benzylaminopurine on photosynthetic activities and pigment contents of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid-treated sunflower plants // Photosynthetica. 1989. Vol. 23, № 3. P. 390−394.
  84. Dring M. J. Reproduction // Algal physiology and biochemistry / Ed. by W. D. P. Stewart. Berkeley, Los Angeles, 1974. P. 814−837.
  85. Droop M. R. Heterotrophy of carbon // Ibid. P. 530−559.
  86. Dworetzky В., Klein R. M., Cook P. W. Effect of growth substances on «apical dominance» in Sphacelaria furcigera (Phaeophyta) // J. Phycol. 1980. Vol. 16. P. 239−242.
  87. Eskling M., Arvidsson P.-O., Akerlund H.-E. The xanthophyll cycle, its regulation and components // Physiol. Plant. 1997. Vol. 100. P. 806−816.
  88. Evans L. V., Callow J. A., Callow M. E. The biology and biochemistry of reproduction and early development in Fucus II In: Progress in phycological research. Ed. by Round F. E., Chapman D. J. 1982. Vol. 1. P. 67−110.
  89. Evans L. V., Trewavas A. J. Is algal development controlled by plant growth substances?//J. Phycol. 1991. Vol. 27. P. 322−326.
  90. Faiss M., Zalubilova J., Stmad M., Schmiilling T. Conditional transgenic expression of the ipt gene indicates a function for cytokinins in paracrine signaling in whole tobacco plants // The Plant J. 1997. Vol. 12, № 2. P. 401−415.
  91. Fariduddin Q., Hayat S., Ahmad A. Salicylic acid influences net photosynthetic rate, carboxylation efficiency, nitrate reductase activity, and seed yield in Brassica juncea II Photosynthetica 2003. Vol. 41, № 2. P. 281−284.
  92. Farooqi A. H. A, Shukla Y. N., Shukla A., Bhakuni D. S. Cytokinins from marine organisms // Phytochemistiy. 1990. Vol. 29, Is. 7. P. 2061−2063.
  93. Flores S., Tobin E. M. Cytokinin modulation of LHCP mRNA levels: The involvement of post-transcriptional regulation // Plant Mol. Biol. 1988. Vol. 11. P. 409−415.
  94. Fowler J. E., Quatrano R. S. Plant cell morphogenesis: Plasma membrane interactions with the cytoskeleton and cell wall // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1997. Vol. 13. P.697−743.
  95. Foyer С. H. Feedback inhibition of photosynthesis through source-sink regulation in leaves // Plant Physiol. Biochem. 1988. Vol. 26. P. 483−492.
  96. Gilbert C. W., Buetow D. E. Gel electrophoresis of chloroplast polypeptides: comparison of one-dimensional and two-dimensional gel analyses of chloroplast polypeptides from Euglena gracilis II Plant Physiol. 1981. Vol. 67. P. 623−628.
  97. Goldsmith M.H.M. The polar transport of auxin // Ann. Rev. Plant Physiol. 1977. Vol. 28. P.439 478.
  98. Goodwin T. W. Carotenoids and biliproteins // Algal physiology and biochemistry / Ed. by W. D. P. Stewart. Berkeley, Los Angeles, 1974. P. 176 205.
  99. Gutteridge S., Gatenby A. A. Rubisco synthesis, assembly, mechanism, and regulation // The Plant Cell. 1995. Vol. 7. P. 809−819.
  100. Hable W. E., Kropf D.L. Roles of secretion and cytoskeleton in cell adhesion and polarity establishment in Pelvetia compressa zygotes I I Develop. Biol. 1998. Vol. 198. P. 45−65.
  101. Hable W. E., Kropf D. L. Sperm entiy induces polarity in fucoid zygotes // Development. 2000. Vol. 127. P. 493−501.
  102. Halford N. G., Paul M. J. Carbon metabolite sensing and signaling // Plant Biotechnol. J. 2003. Vol. 1. P. 381−398.
  103. Hamana K., Matsuzaki S., Niitsu M., Samejima K., Nagashima H. Polyamines in unicellular thermoacidophilic red alga Cyanidium caldarium II Phytochemistiy. 1990. Vol. 29. P. 377−380.
  104. Hanisak M. D. Effect of indole-3-acetic acid on growth of Codium fragile subsp. tomentosoides (Chlorophyceae) in culture // J. Phycol. 1979. Vol. 15. P. 124−127.
  105. Henley W. J., Dunton К. H. A seasonal comparison of carbon, nitrogen and pigment content in Laminaria solidungula and L. saccharina (Phaeophyta) in the Alaskan Arctic I I J. Phycol. 1995. Vol. 31. P. 325−331.
  106. Horrum M. A., Schwartzbach S. D. Nutritional regulation of organelle biogenesis in Euglena. Repression of chlorophyll and NADP-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase synthesis // Plant Physiol. 1980. Vol. 65. P. 382−386.
  107. Huijser C., Kortstee A., Pego J., Weisbeek P., Wisman E., Smeekens S. The Arabidopsis sucrose uncoupled-6 gene is identical to abscisic acid insensitive-4: involvement of abscisic acid in sugar responses // Plant J. 2000. Vol. 23. P. 577 586.
  108. Ikawa Т., Watanabe Т., Nisizawa K. Enzymes involved in the last steps of the biosynthesis of mannitol in brown algae. Plant Cell Physiol. 1972. Vol. 13. P. 1017−1029.
  109. Israel A., Hophy M. Growth, photosynthetic properties and Rubisco activities and amounts of marine macroalgae grown under current and elevated seawater C02 concentrations // Global Change Biology. 2002. Vol. 8. P. 831−840.
  110. Jacobs W. P. A search for some angiosperm hormones and their metabolites in Caulerpa paspaloides (Chlorophyta) //J. Phycol. 1993. Vol. 29. P. 595−600.
  111. Jaffe L. F. Localization in the developing Fucus egg and the general role of localizing currents // Adv. Morphol. 1968. Vol. 7. P. 295−328.
  112. Jaffe L. F., Neuscheler W. On the mutual polarization of nearby pairs of Fucaceous eggs // Dev. Biol. 1969. Vol. 19, № 6. P. 549−565.
  113. Jang J.-C., Sheen J. Sugar sensing in higher plants // The Plant Cell. 1994. Vol. 6. P. 1665−1679.
  114. Jang J.-C., Leon P., Zhou L., Sheen J. Hexokinase as a sugar sensor in higher plants // The Plant Cell, 1997. Vol. 9. P. 5−19.
  115. Jeffrey S. W., Humphrey G. F. New spectrophotometry equations for determining chlorophylls «a», «b», «ci» and «C2» in higher plants, algae and natural phytoplankton // Biochem. Physiol. Pflanzen. 1975. Vol. 167, № 1. P.191.194.
  116. R. С. Gibberellins as endogenous growth regulators in green and brown algae //Planta. 1968. Bd. 80. S. 34−42.
  117. M., Ligen X., Shufeng W., Rongquan Z., Shuihu J., Songqi H., Youjun H. // Toxicity of 40 Herbicides to the Green Alga Chlorella vulgaris II Ecotoxicol. Environ. Safety. 2002. Vol. 51 P. 128−132.
  118. D. В., Ogren W. L. Species variation in the specificity of ribulose biphosphate carboxylase/oxygenase//Nature. 1981. Vol. 291. P. 513−515.
  119. Jung S. Effect of chlorophyll reduction in Arabidopsis thaliana by methyl jasmonate or norflurazon on antioxidant systems // Plant Physiol. Biochem. 2004. Vol. 42. P. 225−231.
  120. Kasten В., Buck F., Nuske J., Reski R Cytokinin affects nuclear- and plastome-encoded energy-converting plastid enzymes // Planta 1997. Vol. 201. P. 261— 272.
  121. Katoh Т., Mimuro M., Takaichi S. Light-harvesting particles, isolated from a brown alga, Dictyota dichotoma. A supramolecular assembly of fiicoxanthin-chlorophyll-protein complexes I I Biochim. et Biophys. Acta. 1989. Vol. 979. P. 233−240.
  122. Y., • Boyer J. S. Photosynthesis and carbon storage between tides in a brown alga, Fucus vesiculosus I I Marine Biology. 1999. Vol. 133. P. 361−369.
  123. Kawamitsu Y., Driscoll Т., Boyer J. S. Photosynthesis during desiccation in an intertidal alga and a land plant // Plant Cell Physiol. 2000. Vol. 41, № 3. P. 344 353.
  124. Kishore R., Schwartzbach S. D. Photo and nutritional regulation of the light-harvesting chlorophyll a/b-binding protein of Photosystem II mRNA levels in Euglena II Plant Physiol. 1992. Vol. 98. P. 808−812.
  125. Knapp E. Entwicklungsphysiologische Untersuchungen an Fucaceen Eieren. I. Zur Kenntnis der Polaritat der Eier von Cystosira barbata // Planta. Bd. 14. S. 731−751.
  126. Kobayashi M., Hirai N., Kurimura Y., Ohigashi H., Tsuji Y. Abscisic acid-dependent algal morphogenesis in the unicellular green Haematococcus pluvialis // Plant Growth Regul. 1997. Vol. 22. P. 79−85.
  127. Koji Iwamoto, Hideaki Kawanobe, Tomoyoshi Ikawa, Yoshihiro Shiraiwa Characterization of salt-regulated mannitol-1-phosphate dehydrogenase in the red alga Caloglossa continua II Plant Physiol. 2003. Vol. 133. P. 893−900.
  128. Krapp A., Hofmann В., Schafer C., Stitt M. Regulation of the expression of rbcS and other photosynthetic genes by carbohydrates: a mechanism for the 'sink regulation' of photosynthesis? // The Plant Journal. 1993. Vol. 3, № 6. P. 817 828.
  129. Kremer B. P. Aspects of carbon metabolism in marine macroalgae // Oceanogr. Mar. Biol. Rev. 1981. Vol. 19. P. 41−94.
  130. Kropf D. L. Induction of polarity in fiicoid zygotes // The Plant Cell. 1997. Vol. 9. P. 1011−1020.
  131. Kropf D. L., Bisgrove S. R., Hable W. E. Establishing a growth axis in fiicoid algae // Trends Plant Sci. 1999. Vol. 4, № 12. P. 490−494.
  132. Kubo M., Kakimoto T. The cytokinin-hypersensitive genes of Arabidopsis negatively regulate the cytokinin-signaling pathway for cell division and chloroplast development // Plant J. 2000. Vol. 23, № 1. P. 385−394.
  133. Kulaeva O. N., Burkhanova E. A., Karavaiko N. N., Selivankina S. Yu., Porfirova S. A, Maslova G. G., Zemlyachenko Ya. V., Borner T. Chloroplasts affect the leaf response to cytokinin 113. Plant Physiol. 2002. Vol. 159. P. 13 091 316.
  134. Levring T. Remarks on the submicroscopical structure of eggs and spermatozoids of Fucus and related genera // Physiol. Plant. 1952. Vol. 5. P. 528 539.
  135. Li J., Chory J. Brassinosteroid actions in plants // J. Exp. Bot. 1999. Vol 50, № 332. P. 275−282.
  136. Lohr M., Wilhelm C. Algae displaying the diadinoxanthin cycle also possess the violaxanthin cycle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P. 8784−8789.
  137. O. W., Rosebrough N. Т., Farr A. L., Randall R. J. Protein measurements with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. Vol. 193, № 1. p. 265−275.
  138. Makeev A. V., Kusnetsov V. V. Intensive and extensive phytohormonal effects on development of chloroplast photochemical activity // Doklady Akademii Nauk. 1996. Vol. 346. P. 116−118.
  139. Malm Т., Kautsky L. Are bladderwrack (Fucus vesiculosus L.) holdfasts that support several fronds composed of one or several genetic individuals? // Aquatic botany. 2004. In press.
  140. McLachlan J. Effects of temperature and light on growth and development of embryos of Fucus edentatus and F. distichus ssp. distichus II Can. J. Bot. 1974. Vol. 52, № 5. P. 943−951.
  141. McLachlan J. Photosynthesis of eggs, sperm, zygotes and embryos of Fucus serratus И Can. J. Bot. 1978. Vol. 56, № 4. p. 371−373.
  142. Mazur H., Konop A., Synak R. Indole-3-acetic acid in the culture medium of two axenic greenmicroalgae//J. Appl. Phycol. 2001. Vol. 13. P. 35−42.
  143. Moller S. G., Chua Nam-Hai Interactions and intersections of plant signaling pathways //J. Mol. Biol. 1999. Vol. 293. P. 219−234.
  144. Monroy A. F., Schwartzbach S. D. Cataboh’te repression of chloroplast development in Euglena I/ Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. Vol. 81. P. 27 862 790.
  145. Moroney J. V., Somanchi A. How do algae concentrate CO2 to increase the efficiency of photosynthetic carbon fixation? // Plant Physiol. 1999. Vol. 119. P. 9−16.
  146. Morris D. A Transmembrane auxin carrier systems dynamic regulators of polar auxin transport // Plant Growth Regul. 2000. Vol. 32. P. 161−172.
  147. Moss B. Morphogenesis // Algal physiology and biochemistry / Ed. by W. D. P. Stewart. Berkeley, Los Angeles, 1974. P. 788−813.
  148. Muller D. G., Jaenicke L. Fucoserraten, the female sex attractant of Fucus serratus L. (Phaeophyta) I IFEBS Letters. 1973. Vol. 30, № 1. P. 137−139.
  149. Nakano Т., Kimura Т., Kaneko I., Nagata N., Matsuyama Т., Asami Т., Yoshida S. Molecular mechanism of chloroplast development regulated by plant hormones // RIKEN Review. 2001. № 41. P. 86−87.
  150. Niemann D. I., Dorffling K. Growth inhibitors and growth promoters in Enteromorpha compressa (Chlorophyta) Hi. Phycol. 1980. Vol. 16. P. 383−389.
  151. Nimura K., Mizuta H. Inducible effects of abscisic acid on sporophyte discs from Laminaria japonica Areschoug (Laminariales, Phaeophyceae) // J. Appl. Phycol. 2002. Vol. 14. P. 159−163.
  152. Ogbonna J. C., Ichige E., Tanaka H. Interactions between photoautotrophic and heterotrophic metabolism in photoheterotrophic cultures of Euglena gracilis II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. Vol. 58. P. 532−538.
  153. Ordog V., Stirk W. A., Van Staden J., Novak O., Strnad M. Endogenous cytokinins in three genera of microalgae from the Chlorophyta // J. Phycol. 2004. Vol. 40. P. 88−95.
  154. Oren A. A hundred years of Dunaliella research: 1905−2005 I I Saline Systems. 2005. Vol. 1,№ 2. 14 p.
  155. O’Toole C, Brownson C. Activators and inhibitors of the motility of spermatozoa Fucus serratus II Biochem. Soc. Trans. 1992. Vol. 20, № 3. P. 252S.
  156. Padhy S. N., Pattanaik H. The effect of hormones on heterotrophic growth of a blue-greed alga Westiellopsis prolifica И Hydrobiologia. 1976. Vol. 50, № 2. P. 99−100.
  157. Pancheva Т. V., Popova L. P. Effect of salicylic acid on the synthesis of ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase /oxygenase in barley leaves // Plant Physiol. 1998. Vol. 152. P. 381−386.
  158. Parthier B. Jasmonates: hormonal regulators or stress factors in leaf senescence? //J. Plant Growth Regul. 1990. Vol. 9. P. 57−63.
  159. Parthier B. The role of phytohormones (cytokinins) in chloroplast development // Biochem. Physiol. Pflanzen. 1979. Vol. 174. P. 173−214.
  160. Passaquet C., Thomas J. C., Caron L., Hauswirth N., Puel F., Berkaloff C. Light-harvesting complexes of brown algae. Biochemical characterization and immunological relationships // FEBS Lett. 1991.Vol. 280, № 1. P. 21−26.
  161. Pearson G. A., Brawley S. H. A Model for signal transduction during gamete release in the fiicoid alga Pelvetia compressa II Plant Physiol. 1998. Vol. 118. P. 305−313.
  162. Peyriere M., Caron L., Jupin H. Pigment complexes and energy transfers in brown algae // Photosynthetica. 1984. Vol. 18, № 2. P. 184−191.
  163. Popova L. P. Effect of abscisic acid on the synthesis of ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase in barley leaves // Photosynthetica. 1989. Vol. 23, № 3. P. 300−305.
  164. Prasad P., Chanda S. V., Vaishnav P. P., Singh Y. D. Hormonal effects of the components of photosynthetic electron transport in Dolichos falcatus L. leaf discs incubated in the dark I I Photosynthetica. 1988. Vol. 22, № 4. P. 554−561.
  165. Provasoli L., Carlucci A. F. Vitamins and growth regulators // Algal physiology and biochemistry / Ed. by W. D. P. Stewart. Berkeley, Los Angeles, 1974. P. 741−787.
  166. Pryce R. J. Lunularic acid, a common endogenous growth inhibitor of liverworts // Planta. 1971. Vol. 97, № 4. P. 354−357.
  167. Pryce R. J. The occurrence of lunularic and abscisic acid in plants // Phytochemistry. 1972. Vol. 11. P. 1759−1761.
  168. Pu R., Robinson K. R Cytoplasmic calcium gradients and calmodulin in the early development of the fucoid alga Pelvetia compressa I I J. Cell Sci. 1998. Vol. 111. P. 3197−3207.
  169. Pu R., Wozniak M., Pobinson K. R. Cortical actin filaments form rapidly during photopolarization and are required for the development of calcium gradients in Pelvetia compressa zygotes // Dev. Biol. 2000. Vol. 222, № 2. P. 440−449.
  170. Руке К. A. Plastid division and development // The Plant Cell. 1999. Vol. 11. P. 549−556.
  171. Quatrano R S. Developmental biology: development in marine organisms // Experimental marine biology. Ed. R. N. Mariscal. 1974. N.-Y.- London: Academic Press. P. 303−346.
  172. Quatrano R. S. Development of cell polarity // Ann. Rev. Plant. Physiol. 1978. Vol. 29. P. 487−510.
  173. Quatrano R. S., Brian L., Aldridge J., Schultz T. Polar axis fixation in Fucus zygotes: Components of cytoskeleton and extracellular matrix // Development. 1991. Vol. 1 (suppl.). P. 11−16.
  174. Quatrano R S., Shaw L. S. Role of the cell wall in the determination of cell polarity and the plane of cell division in Fucus embryos // Trends Plant Sci.1997. Vol. 2, № 1. P. 15−21.
  175. Radley M. Gibberellin-like substances in plants // Nature. 1961. Vol. 191. P. 684−685.
  176. Radley M. The effect of the endosperm on the formation of gibberellin by barley embryos. Planta 1969. Vol. 86. P. 218−223.
  177. Ramazanov Z., Cardenas J. Inorganic carbon transport across cell compartments of the halotolerant alga Dunaliella salina II Physiol. Plant. 1992. Vol. 85. P. 121 128.
  178. Randez-Gil F., Herrero P., Sanz P., Prieto J. A., Moreno F. Hexokinase PII has a double cytosolic-nuclear localisation in Saccharomyces cerevisiae I I FEBS Lett.1998. Vol. 425. P. 475−478.
  179. Raven J.A. Carbon dioxide fixation // Algal physiology and biochemistry / Ed. by W. D. P. Stewart. Berkeley, Los Angeles, 1974. P. 434−455.
  180. Raven J. A., Kiibler J.E. New light on the scaling of metabolic rate with the size of algae // J. Phycol. 2002. Vol. 38. P. 11−16.
  181. Raven J. A., Johnston A. M., Kubler J. E. Seaweeds in cold seas: evolution and carbon acquisition // Ann. Bot. (Lond). 2002. Vol. 90, № 4. P. 525−536.
  182. Raven J. A., Ball L. A., Beardall J., Giordano M., Maberly S. C. Algae lacking carbon-concentrating mechanisms // Can. J. Bot. 2005. Vol. 83. P. 879−890.
  183. Reski R. Molecular genetics of Physcomitrella // Planta. 1999. Vol. 208. P. 301 309.1. Л I
  184. Roberts S. K., Berger F., Brownlee C. The role of Ca in signal transduction following fertilization in Fucus serratus И J. Exp. Biol. 1993. Vol. 184. P. 197 212.
  185. Roberts S. K., Gillot I., Brownlee C. Cytoplasmic calcium and Fucus egg activation//Development. 1994. Vol. 120. P. 155−163.
  186. Robinson K. R. Retinal identification in Pelvetia fastigiata II Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. Vol. 243. P. 776−778.
  187. Robinson K. R., Jaflfe L. F. Polarizing fucoid eggs drive a calcium current through themselves // Science. 1975. Vol. 187. P. 70−72.
  188. Robinson K. R., Cone R. Polarization of fucoid eggs by a calcium ionophore gradient // Science. 1980. Vol. 207. P. 77−78.
  189. Robinson K. R., Miller B. J. The coupling of cyclic GMP and photopolarization of Pelvetia zygotes // Develop. Biol. 1997. Vol. 187, № 1. P. 125−130.
  190. Rolland F., Winderickx J., Thevelein J. M. Glucose-sensing mechanisms in eukaiyotic cells // Trends Biochem. Sci. 2001. Vol. 26, № 5. P. 310−317.
  191. Rook F., Corke F., Card R., Munz G., Smith C., Bevan M. V. Impaired sucrose-induction mutants reveal the modulation of sugar-induced starch biosynthetic gene expression by abscisic acid signaling // The Plant Journal. 2001. Vol. 26, № 4. P. 421−433.
  192. Rumpho M. E., Edwards G. E., Loescher W. H. A pathway for photosynthetic carbon flow to mannitol in celery leaves // Plant Physiol. 1983. Vol. 73. P. 869 873.
  193. А. Т., Garcia-Jimenez P., Alcazar R., Tiburcio A. F., Robaina R. R. Influence of polyamines on the sporulation of Grateloupia (Halymeniaceae, Rhodophyta)//J. Phycol. 2004. Vol. 40. P. 887−894.
  194. Santelices B. Recent advances in fertilization ecology of macroalgae // J. Phycol. 2002. Vol. 38. P. 4−10.
  195. Sawada S., Hagesawa Т., Fukuschi K., Kasai K. Influence of carbohydrates on photosynthesis in single rooted soybean leaves used as sink-source model // Plant Cell Physiol. 1989. Vol. 27. P. 591−600.
  196. Shaw L. S., Quatrano R. S. Polar localization of dihydropyridine receptor on living Fucus zygotes // J. Cell Sci. 1996a. Vol. 109. P. 335−342.
  197. Shaw L. S., Quatrano R. S. The role of targeted secretion in the establishment of cell polarity and the orientation of the division plane in Fucus zygotes // Development. 1996b. Vol. 122. P. 2623−2630.
  198. Schiewer V. Auxinvorkommen und Auxinstoffwechsel bei mehrzelligen Ostseealgen. I. Zum Vorkommen von Indol-3-essigsaure // Planta. 1967. Bd. 74.5. 313−323.
  199. Schluepmann H., Pellny Т., van Dijken A, Smeekens S., Paul M. Trehalose 6-phosphate is indispensable for carbohydrate utilization and growth in Arabidopsis thaliana II Proc. Natl. Acad. Sci. 2003. Vol. 100, № 11 P. 68 496 854.
  200. Schmitt J. M., Piepenbrock M. Regulation of phosphoenolpyruvate carboxylase and Crassulacean acid metabolism induction in Mesembryanthemum crystallinum L. by cytokinin // Plant Physiol. 1992. Vol. 99. P. 1664−1669.
  201. Schmiilling Т., Schafer S., Romanov G. Cytokinins as regulators of gene expression // Physiol. Plant. 1997. Vol. 100. P. 505−519.
  202. Schwartzbach S. D., Schiff J. A., Goldstein N. H. Events surrounding the early development of Euglena chloroplasts V. Control of paramylum degradation // Plant Physiol. 1975. Vol. 56. P. 313−317.
  203. Seo M., Koshiba T. Complex regulation of ABA biosynthesis in plants // Trends Plant Sci. 2002. Vol.7, № 1. P. 41−48.
  204. Serrao E. A., Pearson G., Kautsky L., Brawley S. H. Successful external fertilization in turbulent environments // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. P. 5286−5290.
  205. Sharma R. Cross-talk in signal transduction // Curr. Sci. 1993. Vol. 65. P. 342 346.
  206. Shaul O., Van Montagu M., Inze D. Cell cycle control in Arabidopsis // Ann. Bot. 1996. Vol. 78. 283−288.
  207. Sheen J. Metabolic repression of transcription in higher plants // The Plant Cell. 1990. Vol. 2. P. 1027−1038.
  208. Stirk W. A., Novak O., Strnad M., Van Staden J. Cytokinins in macroalgae // Plant Growth Regul. 2003. Vol. 41. P. 13−24.
  209. Stirk W. A., Ordog V., Van Staden J., Jager K. Cytokinin- and auxin-like activity in Cyanophyta and microalgae // J. Appl. Phycol. 2002. Vol. 14. P. 215−221.
  210. Stirk W. A., Van Staden J. Isolation and idencification of cytokinins in a new commercial seaweed product made from Fucus serratus L. // J. Appl. Phycol. 1997a. Vol.9. P. 327−330.
  211. Stirk W. A., Van Staden J. Comparison of cytokinin- and auxin-like activity in some commercially used seaweed extracts // J. Appl. Phycol. 1997b. Vol. 8. P. 503−508.
  212. Swope R. E., Kropf D. L. Pronucleus positioning and migration during fertilization in Pelvetia II Dev. Biol. 1993. Vol. 157. P. 269−276.
  213. Thomas B. R., Rodriguez R. L. Metabolite signals regulate gene expression and source/sink relations in cereal seedlings // Plant Physiol. 1994. Vol. 106. P. 12 351 239.
  214. Thoms S., Pahlow M., Wolf-Gladrow D. A. Model of the carbon concentrating mechanism in chloroplasts of eukaryotic algae // J. Theor. Biol. 2001. Vol. 208. P. 295−313.
  215. Thorne J. H., Koller H. R. Influence of assimilate demand on photosynthesis, diffusive resistances, translocation, and carbohydrate levels of soybean leaves // Plant Physiol. 1974. Vol. 54. P. 201−207.
  216. Tominaga N., Takahata M., Tominaga H. Effects of NaCl and KNO3 concentrations on the abscisic acid content of Dunaliella sp. (Chlorophyta) // Hydrobiologia. 1993. Vol. 267. P. 163−168.
  217. Torrey J. G., Galun E. Apolar embryos of Fucus resulting from osmotic and chemical treatment // Amer. J. Bot. 1970. Vol. 57, № 1. P. 111−119.
  218. Van Alstyne К. L., Whitman S. L., Ehlig J. M. Differences in herbivore preferences, phlorotannin production and nutritional quality between juvenile and adult tissues from marine brown algae // Mar. Biol. 2001. Vol. 139. P. 201— 210.
  219. Wingler A., von Schaewen A., Leegood R. C., Lea P. J., Quick W. P. Regulation of leaf senescence by cytokinin, sugars, and light. Effects on NADH-dependent hydroxypyruvate reductase // Plant Physiol. 1998. Vol. 116. P. 329−335.
  220. Whitaker D. M. Physical factors of growth // Growth (suppl.). 1940. P. 75−90.
  221. Whitney S. M., Baldet P., Hudson G. S., Andrews T. J. Form I Rubiscos from non-green algae are expressed abundantly but not assembled in tobacco chloroplasts //The Plant Journal. 2001. Vol. 26, № 5. P. 535−547.
  222. Yokota Т., Kim S. K., Fukui Y., Takahashi N., Takeuchi Y., Takematsu T. Brassinosteroids and sterols from a green alga, Hydrodictyon reticulatum: configuration at C-24 // Phytochemistiy. 1987. Vol. 26. P. 503−506.
  223. Yokoya N. S., Handro W. Effects of auxins and cytokinins on tissue culture of Grateloupia dichotoma (Gigartinales, Rhodophyta) // Hydrobiologia. 1996. Vol. 326−327. P. 393−400.
  224. Yokoya N. S., Hirotaka Kakita, Hideki Obika, Takao Kitamura. Effects of environmental factors and plant growth regulators on growth of the red alga Gracilaria vermiculophylla from Shikoku Island, Japan // Hydrobiologia. 1999. Vol. 398−399. P. 339−347.
  225. Zhang W., Yamane H., Chapman D. J. The phytohormone profile of the red alga Porphyra perforata I I Bot. Mar. 1993. Vol. 36, № 3. P. 257−266.
  226. Zhao Y., Christensen S. K., Fankhauser C., Cashman J. R., Cohen J. D., Weigel D., Chory J. A role for flavin monooxygenase-like enzymes in auxin biosynthesis//Science. 2001. Vol. 291. P. 306−30.
  227. Пример расчета количества Рубиско на дорожке электрофореграммм12
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!