Рост растяжением и водный обмен в условиях дефицита воды
Волобуева OB, Великанов ГА, Балушка Ф. Особенности регуляции межклеточного водообмена в разных зонах корня кукурузы в условиях осмотического и гормонального стрессов // Физиология растений. 2004. Т. 51. № 5. С. 751−758. Бессонова В. П., Лыженко И. И., Михайлов О. Ф., Кулаева О. Н. Влияние кинетина на рост проростков гороха и содержание пигментов при избытке цинка в питательном растворе… Читать ещё >
Содержание
- Выводы
- 1. Выявлен двухфазный характер ответной реакции злаковых растений на быстрое нарастание дефицита воды: за резким ингибированием роста листьев растяжением следует фаза восстановления данной функции
2. В зависимости от характера воздействия и вида растений в возобновлении роста и его дальнейшем поддержании участвуют различные механизмы: а) быстрое закрытие устьиц приводит к восстановлению водного баланса и повышению уровня обеспеченности листьев водой, достаточного для роста клеток растяжением при осмотическом стрессе- б) повышение гидравлической проводимости тканей растений увеличивает приток воды в листья при возрастании температуры воздуха и высокой устьичной проводимости- в) увеличение растяжимости клеточных стенок способствует поддержанию роста листа у растений пшеницы, ячменя и кукурузы при осмотическом стрессе, вызванном действием нейтрального осмолита (ПЭГ). При засолении растяжимость клеточной стенки увеличивается только у растений ячменя- г) активное накопление осмолитов в клетках листа (осмотическое регулирование) происходит уже после возобновления роста растяжением и, следовательно, не является механизмом, от которого зависит возобновление роста. Положительное влияние осмотической регуляции на рост растяжением проявляется при более длительном действии дефицита воды.
3. Выбор между альтернативными механизмами поддержания водного баланса и роста клеток растяжением зависит от уровня абсцизовой кислоты и ее распределения между побегом и корнем: накопление гормона в листьях обеспечивает быстрое закрытие устьиц, а его перераспределение в корни способствует повышению гидравлической проводимости и притока воды и из корней. Сигналом для накопления АБК при возрастании дефицита воды может быть сжатие клеток зоны роста листа.
4. В отличие от более солеустойчивых растений ячменя, у растений твердой пшеницы быстрое увеличения растяжимости листьев происходит только при действии ПЭГ, но не при засолении, что является ранним проявлением ионоспецифического действия засоления на рост чувствительных к засолению растений.
5. Повышение растяжимости листьев происходит на фоне накопления ауксинов и повышения экспрессии гена альфа ЕХРА1, что указывает на важную роль экспансина и ИУК в регуляции быстрой ростовой реакции растений на возрастание дефицита воды.
6. Снижение устьичной проводимости при засолении не только поддерживает рост, но и является механизмом ограничения поступления токсичных ионов в растения с транспирационным потоком. Ингибирование транспирации у растений ячменя связано с уменьшением гидравлической проводимости в результате падения уровня экспрессии гена аквапорина HvPIP2−4.
7. В отличие от кратковременного засоления, при котором закрытие устьиц сильнее выражено у более устойчивых растений, при его более длительном действии солеустойчивые растения способны поддерживать относительно высокую устьичную проводимость, что обеспечивает газообмен и фотосинтез.
8. В условиях дефицита воды повышение уровня экспрессии генов аквапоринов в корнях растений кукурузы способствует поддержанию транспирационного потока. Различия в реакции растений ячменя и кукурузы на осмотический шок: повышение уровня экспрессии генов аквапоринов у растений кукурузы и ее снижение — у ячменя, — связаны с ранее выявленными особенностями транспорта воды растениями этих видов.
233
Заключение
Полученные нами результаты свидетельствуют о способности растений очень быстро реагировать на разнообразные внешние воздействия, нарушающие водный баланс и приводящие к снижению оводненности тканей растений и прекращению роста клеток листа растяжением. Благодаря быстрым реакциям, проявляющимся в первые минуты после воздействия, растения восстанавливают оводненность и рост. Способность растений поддерживать рост в изменяющихся условиях внешней среды особенно важно на ранних стадиях онтогенеза, когда происходит формирование фотоассимилирующей поверхности листьев.
Восстановление оводненности и возобновление роста достигается различными способами при разных воздействиях и у разных видов и сортов растений. Так на фоне достаточного количества воды в среде корнеобитания возрастание сухости воздуха может увеличивать приток воды за счет снижения гидравлического сопротивления корней, и оводненность листа возрастает, в то время как устьица остаются открытыми. Снижение доступности воды в зоне корней приводит к быстрому закрытию устьиц. И в том, и другом случае в растении происходит быстрое возрастание содержания АБК. Нами впервые показано, что у однодольных растений наряду с притоком АБК из корней, источником ее быстрого накопления может быть продукция АБК в зоне роста листа. Сжатие клеток в этой области под влиянием гидравлического сигнала стимулирует продукцию АБК. Показана корреляция между степенью сжатия листа и уровнем накопления АБК у разных сортов растений пшеницы и ячменя. Характер ее распределения между побегом и корнем определяет реакцию растений на возрастание дефицита воды. Накопление АБК в листьях стимулирует закрытие устьиц, а ее распределение в корни — обеспечивает возрастание гидравлической проводимости.
На фоне снижения доступности воды в зоне корней увеличение растяжимости листьев способствует поддержанию роста листьев у растений пшеницы, кукурузы и ячменя. На примере растений кукурузы нами впервые показано, что постепенное увеличение коэффициента растяжения листа на протяжении первого часа осмотического стресса может быть связано с увеличением уровня экспрессии гена экспансина, а ЕХРА1. Сопоставление динамики накопления ауксинов, изменения экспрессии экспансина и растяжимости листа при действии ПЭГ указывает на роль ауксинов в регуляции растяжимости листа и поддержании роста при осмотическом стрессе.
Продемонстрировано, что непроникающий осмотик ПЭГ и хлорид натрия одинаковым образом влияют на коэффициент растяжения листьев у относительно устойчивых к засолению растений ячменя, вызывая его увеличение Эти результаты соответствуют популярному мнению о том, что в начале действия засоления растения испытывают лишь действие осмотического, но не токсического компонента засоления. Вместе с тем, у более чувствительных к засолению растений твердой пшеницы в отличие от действия ПЭГ на фоне засоления не было обнаружено повышения коэффициента растяжения листа, что указывает на проявление токсического действия засоления. Тем самым нами впервые показано, что токсическое действие засоления на чувствительные к нему растения может проявляться так быстро (в течение первого часа). Этот подход может быть использован для экспресс-оценки потенциальной солеустойчивости растений.
Нами также показано, что накопление осмотически активных веществ под влиянием снижения доступности воды начинается раньше, чем это предполагалось. Начало накопления осмотически активных веществ совпадает с возрастанием уровня цитокининов в побегах растений, что указывает на возможную роль этих гормонов как осмосенсоров. Осмотическое приспособление так же, как и другие перечисленные процессы, способствует поддержанию роста, о чем свидетельствуют наши данные о корреляции относительной (по сравнению с контролем) скорости роста с уровнем накопления осмотически активных веществ при действии ПЭГ на растения разных сортов ячменя.
Вместе с тем, при длительном действии засоления обнаружена отрицательная корреляция между уровнем накопления осмотически активных веществ и скоростью роста растений. Определение содержания токсичных ионов показало, что повышение осмоляльности сока из листьев связано с накоплением хлора и натрия, чем и объясняется усиление ростингибирующего эффекта с увеличением содержания осмотически активных веществ.
В начале действия засоления нами выявлена зависимость накопления токсичных ионов от скорости транспирационного потока. Показано, что в этот период способность растений быстро закрывать устьица и снижать тем самым скорость транспирации уменьшает уровень накопления токсичных ионов и повышает солеустойчивость растений. Таким образом, закрытие устьиц под влиянием АБК не только поддерживает водный обмен и рост растяжением в начале действия засоления, но и обеспечивает ионный гомеостаз. На примере действия на растения токсичных ионов кадмия показано, что снижение транспирации может происходить не только за счет накопления АБК, но и уменьшения уровня цитокининов в побеге. Это достигается как за счет ограничение притока цитокининов из корней, так и за счет их инактивации, катализируемой цитокининоксидазой.
В экспериментах с линиями дикого ячменя {НоЫеит БроШапеит.), в которых концентрация ЫаС1 повышалась постепенно, и изменение водного потенциала питательного раствора было незначительным, у более солеустойчивой линии 20−45 выявлено быстрое снижение уровня экспрессии аквапорина Р1Р2−4, что приводило к резкому снижению гидравлической проводимости. Это способствовало усилению гидравлического сигнала, что приводило к быстрому более значительному снижению устьичной проводимости и уменьшению притока токсичных ионов с транспирационным потоком.
Вместе с тем, при более длительном действии засоления обнаружена обратная зависимость устойчивости ростовых процессов от устьичной проводимости. В этом случае более высокой скоростью накопления биомассы отличались растения пшеницы и ячменя с более высокой устьичной проводимостью. Это объясняется тем, что для нормального протекания газообмена и фотосинтеза необходимо поддержание устьиц в более открытом состоянии. В этом случае поддержание оводненности тканей у растений с открытыми устьицами достигается за счет притока воды из корней, который зависит, в частности, от гидравлической проводимости растений.
Изучение реакции растений кукурузы на действие ПЭГ показало, что транспирация у них снижалась в меньшей степени на фоне более низкой температуры, при которой в корнях резко возрастала экспрессия генов, кодирующих водные каналы аквапорины и повышалось содержание кодируемых ими белков. На фоне высокой температуры (сочетание засухи в области побегом и корней) повышения содержания аквапоринов не было. Тем не менее, уровень экспрессии генов аквапоринов в этих условиях также возрастал. Очевидно, повышенный уровень экспрессии генов аквапоринов обеспечивал сохранение содержания водных каналов в мембранах на уровне, не уступающем контрольному, в условиях стресса, при которых вероятна инактивация мембранных белков (например, под влиянием активных форм кислорода). Тем не менее, отсутствие повышения уровня аквапоринов при высокой температуре сопровождалось более выраженным снижением транспирации. Эти результаты свидетельствуют о том, что повышение активности водных каналов способствует поддержанию транспирационного потока у растений.
Сравнение экспрессии аквапоринов у растений ячменя и кукурузы при осмотическом стрессе позволяет заметить, что она менялась противоположным образом: снижалась у растений ячменя и повышалась у растений кукурузы. Эти различия соответствуют особенностям транспорта воды у растений этих видов: у кукурузы в нормальных условиях доминирует апопластный транспорт, отличающийся высокой гидравлической проводимостью, а у ячменя — отличающейся большим сопротивлением транспорт через мембраны. Снижение уровня транспирации приводит к резкому падению гидравлической проводимости у растений кукурузы за счет одного только переключения потока воды с апопластного на трансмембранный транспорт. При этом увеличение количества аквапоринов важно для поддержания транспирационного потока. У растений ячменя трансмембранный транспорт воды доминирует как в нормальных условиях, так и при осмотическом стрессе. Поэтому у них снижение количества аквапоринов является механизмом усиления гидравлического сигнала, который обеспечивает ускорение закрытия устьиц.
Таким образом, высокая отзывчивость растений на внешние воздействия обеспечивает их приспособление к изменению условий обитания. Разнообразие реакций (изменение устьичной и гидравлической проводимости, растяжимости клеток, осмотическое приспособление) достигается изменением концентрации гормонов в разных органах растений (накопление АБК в побегах или корнях, ауксинов — в зоне роста листьев, изменение уровня цитокининов в побеге за счет подавления их притока из корней и скорости их инактивации). Тем самым формируется адекватный ответ растений на внешние воздействия в зависимости от их длительности и интенсивности. Разнообразие ответных реакций обеспечивает нужный результат: поддержание оводненности растений, их ионного гомеостаза и роста в условиях нарастания дефицита воды и снижение токсического действия ионов.
Схема работы механизмов, участвующих в возобновлении роста и оводненности растений при осмотических и температурных воздействиях
Рост растяжением и водный обмен в условиях дефицита воды (реферат, курсовая, диплом, контрольная)
1. Балнокин Ю. И., Мясоедов H.A., Шамсутдинов З. Ш. Роль Na+ и К+ в поддержании оводненности тканей органов у галофитов сем Chenopodiaceae различных экологических групп // Физиология растений. 2005. — Т. 52. — № 6. — С. 882−890.
2. Беккер Г., Бергер В., Домшке Г. и др. Органикум.- М: Мир, 1979. С. 228−250.
3. Бессонова В. П., Лыженко И. И., Михайлов О. Ф., Кулаева О. Н. Влияние кинетина на рост проростков гороха и содержание пигментов при избытке цинка в питательном растворе // Физиология растений. -1985. Т. 32. — № 1. -С.153−159.
4. Блохин В. Г. Концентрационная зависимость влияния 6iбензиламинопурина на рост корней растений разных видов // Физиология растений. 1986. -Т. 33. № 6. С. 1084−1089.
5. Бурханова Э. А., Федина Ф. Б., Баскаков Ю. А., Кулаева О. Н. Сравнительное изучение действи. 6-бензиламинопурина, тидиазурона и картолина на рост интактных проростков тыквы // Физиология растений. 1985. Т. 31, № 1.С. 13−19.
6. Вахитов В. А., Чемерис A.B., Ахметзянов A.A. Нуклеотидная последовательность межгенного и внешнего транскрибируемого спейсеров рДНК диплоидной пшеницы Triticum urartu Thum, ex Gandil // Молекулярная биология. 1989. — T. 23. — С. 441−448.
7. Веселов С. Ю., Вальке P.C., Ван Онкелен X., Кудоярова Г. Р. Содержание и локализация цитокининов в листьях исходных и трансгенных растений табакам // Физиология растений. 1999. Т. 46, № 1, С. 326−335.
8. Волобуева OB, Великанов ГА, Балушка Ф. Особенности регуляции межклеточного водообмена в разных зонах корня кукурузы в условиях осмотического и гормонального стрессов // Физиология растений. 2004. Т. 51. № 5. С. 751−758.
9. Ершов П. В., Решетова О. С., Трофимова М. С., Бабаков A.B., Активность ионных транспортеров и солеустойчивость ячменя // Физиология растений. 2005. Т. 52. № 6. С. 867−875.
10. Иванов И. И. Эндогенные ауксины и ветвление корней при изолированном питании растений пшеницы // Физиология растений. 2009. Т. 56. № 2. С. 241−246.
11. Кефели В. И., Коф Э. М., Власов П. В., Кислин E.H. Природный ингибитор роста абсцизовая кислота. М.: Наука, 1989. 484 с.
12. Кильдибекова А. Р., Безрукова М. В., Авальбаев A.M., Фатхутдинова P.A., Шакирова Ф. М. Механизмы защитного влияния агглютинина зародыша пшеницы на рост клеток корней проростков пшеницы при засолении // Цитология. 2004. Т.46, № 4. С. 312−316.
13. Кислин E.H., Богданов В. А., Щелоков О. Н. и др. Абсцизовая кислота и индолилуксусная кислоты в культуре корней гороха. Газохроматографический хромато-масспектрометрический анализ // Физиол. раст. 1983. — Т. 30. — С. 187−194.
14. Кудоярова Г. Р., Веселов С. Ю., Усманов И. Ю. Гормональная регуляция соотношения биомассы побег/корень при стрессе // Журнал общей биологии. 1999, № 6, С. 649−658.
15. Кулаева О. Н. Влияние корней на обмен веществ листьев в связи с проблемой действия на лист кинетина // Физиология растений. 1962. Т. 9, № 2. С. 229−239.
16. Кулаева О. Н., Кузнецов В. В. Новейшие достижения и перспективы в области изучения цитокининов // Физиология растений. 2002. Т.49. № 6. С. 626−640.
17. Лукаткин A.C., Грачева Н. В., Гришенкова H.H., Духовскис П. В. Цитокинин-подобные препараты ослабляют повреждения растения кукурызы ионами цинка и никеля // Физиология растений. 2007. Т. 54, № 3. С. 432−439.
18. Лялин О. О., Лукоянова С. А. Влияние кинетина и АБК на параметры корневой экссудации // Физиология растений. 1993. Т. 40, № 3. С. 406−413.
19. Максимов H.A. Краткий курс физиологии растений. М.: Сельхозгиз, 1938.-440 с.
20. Медведев С. С. Физиология растений. С-Пб.: Изд-во С.-Петербургского университета, 2004. 336 с.
21. Медведев С. С. Электрофизиология растений. С-Пб.: Изд-во Санкт-Петербургского университета, 1998. 181 с.
22. Мейчик Н. Р., Ермаков И. П. Набухание клеточной стенки корня, как отражение ее функцональных особенностей // Биохимия. 2001. Т. 66. С. 223 233.
23. Полевой В. В. Физиология растений. М.: Высшая школа, 1989. 464 с.
24. Полевой В. В., Саламатова Т. С. Растяжение клеток и функции ауксинов. // Рост растений и природные регуляторы / Под ред. Кефели В. И. — М.: Наука, 1977. С. 171−192.
25. Полесская О. Г., Каширина Е. И., Алехина Н. Д. Влияние солевого стресса на антиоксидантную системы растений зависимости от условий азотного обмена// Физиология растений. 2006. Т. 53. № 2. С. 207−214.
26. Роговин В. В., Муштаков В. М., Фомина В. А. Действие некоторых ксенобиотиков на пероксидазозависимый механизм иммунитета растений // Науч. конф. Ин-та хим. физ. им. ак. H.H. Семенова РАН, Москва, 20 марта, 1997. М., 1997. С. 22.
27. Серегин И. В., Иванов В. Б. Гистохимические методы изучения распределения кадмия и свинца в растениях // Физиология растений. 1997. Т. 44, № 6. С. 915−921.
28. Серегин И. В., Иванов В. Б., Физиологические аспекты токсического действия кадмия и свинца на высшие растения // Физиология растений. 2001. 48, № 4. 606−630.
29. Серегин И. В., Кожевникова А. Д. Роль тканей корня и побега в транспорте и накоплении кадмия, свинца, никеля и стронция // Физиология растений. 2008. Т. 55, № 1. С. 3−26.
30. Строгонов Б. П. Физиологические основы солеустойчивости растений. М.: АН СССР, 1962.366 с.
31. Таланова В. В., Титов А. Ф. Боева Н. Г1. Влияние ионов кадмия и свинца на рост и содержание пролина и АБК у растений кукурузы // Физиология растений. 1999. Т. 46, № 1. С. 164−167.
32. Таланова В. В., Титов А. Ф., Минаева C.B., Солдатов С. Е. Раздельное и комбинированное действие засоления и закаливающих температур на растения // Физиол. раст. 1993. — Т. 40. — С. 584 — 588.
33. Таланова В. В. Фитогормоны как регуляторы устойчивости растений к неблагоприятным факторам среды. Автореферат на соискание ученой степени доктора биологических наук. Петрозаводск: ПетрГУ, 2009, 48 с.
34. Тимергалина JT.H., Исхакова В. М., Высоцкая Л. Б., Веселов С. Ю., Кудоярова Г. Р. Содержание гормонов, водный обмен и рост листьев растяжением у растений пшеницы при повышении освещенности // Физиология растений. 2007. Т. 54, № 5. С. 715−721.
35. Титов А. Ф., Акимова Т. В., Таланова В. В., Топчиева Л. В. Устойчивость растений в начальный период действия неблагоприятных температур. М.: Наука, 2006. 143 с.
36. Титов А. Ф., Таланова В. В., Казнина Н. М., Лайдинен Г. Ф. Устойчивость растений к тяжелым металлам / Петрозаводск: Карельский научный центр РАН. 2007. С. 172.
37. Трапезников В. К., Иванов И. И., Тальвинская Н. Г. Локальное питание растений / Уфа: «Гилем», 1999. 260 с.
38. Усманов И. Ю. Аутоэкологические адаптации растений к изменениям азотного питания / Уфа: Изд-во БФ АН СССР. 1987. С 148.
39. Феник С. И., Трофимяк Т. Б., Блюм Я. Б. Механизмы формирования устойчивости растений к тяжелым металлам // Успехи современной биологии. 1995. Т. 115, № 3. С. 261−275.
40. Шакирова Ф. М., Безрукова М. В. Изменение содержания АБК и лектина в корнях проростков пшеницы под влиянием 24-эпибрассинолида и засоления // Физиология растений. 1998. Т. 45. С. 451−455.
41. Шакирова Ф. М., Аллагулова Ч. Р., Безрукова М. В., Гималов Ф. Р. Индукция экспрессии гена дегидрина THAN и накопление абсцизовой кислоты в растениях пшеницы при дегидратации. Доклады Академии Наук. 2005. 400. 4. 550−552.
42. Шакирова Ф. М. Неспецифическая устойчивость растений к стрессовым факторам и ее регуляция. Уфа: Гилем, 2001. 160 с.
43. Шарова Е. И. Клеточная стенка растений. С-Перебрург: Изд-во С-Петербургского универститета, 2004. 153 с.
44. Шарова Е. И. О роли эпидермиса в «кислом» и индуцированном ауксином росте отрезков колеоптилей кукурузы // Биологические науки. 1987. Т. 4. С. 79−85.
45. Шевякова Н. И., Нетронина И. А., Уронова Е. Е., Казнецов Вл.В., Распределение Cd и Fe в растениях Mesembryanthemum crystallinum при адаптации к Cd-стрессу // Физиология растений. 2003. Т. 50. № 5. С. 756−763.
46. Acevedo Е., Hsiao Т.С., Henderson D.W. Immediate and subsequent growth responses of maize leaves to changes in water status // Plant Physiol. 1971. V. 48. P. 631−636.
47. Achard P., Vriezen W.H., Straeten D.V.D, Harberd N.P. Ethylene regulates arabidopsis development via the modulation of DELLA protein growth repressor function // The Plant Cell. 2003. V. 15. P. 2816−2825.
48. Acharya B.R., Assmann S.M. Hormone interactions in stomatal function // Plant Mol Biol. 2009. V. 69. P. 451162.
49. Ainley W.M., McNeil K. J, Hill J.W., Lingle W.L., Simpson R.B., Brenner M.L., Nagao R.T. and Key J.L. Regulatable endogenous production of cytokinins up to «toxic» levels in transgenic plants and plant tissues // Plant Mol Biol. 1993. V. 22. P. 13−23.
50. Allan A.C., Fricker M.D., Ward J.L., Beale M.H., Trewavas A.J. Two transduction pathways mediate rapid effects of Abscisic acid in Commelina guard cells // Plant Cell. 1994. V. 6. P. 1319−1328.
51. Amtmann A., Fischer M., Marsh E.L., Stefanovic A., Sanders D., Schachtman D.P. The wheat cDNA LCT1 generates hypersensitivity to sodium in a salt-sensitive yeast strain // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 1061−1071.
52. Anderson B. E, Ward S.M., Schroeder J.I. Evidence for an extracellular reception site for abscisic acid in Commelina guard cells // Plant Physiol. 1994. V. 104. P. 1177−1183.
53. Apse MP., Aharon GS., Snedden WA., Blumwald E. Salt tolerance conferred by over expression of vacuolar Na'/H+ antiporter in Arabidopsis // Sceince. 1999. V. 285. P. 1256−1258.
54. Aroca R., Ferrante A., Vernieri P., Chispeels M. J. Drought, abscisic acid and transpiration rate effects on the regulation of PIP aquaporin gene expression and abundance in Phaseolus vulgaris plants // Ann. Bot. 2006. V. 98. P. 1301— 1310.
55. Asada K. The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygen and dissipation of excess photons // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 601−639.
56. Bacon M.A., Wilkinson S., Davies W.D. pH-regulated leaf cell expansion in droughted plants is abscisic acid dependent // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 15 071 515.
57. Bacon M.A.The biochemical control of leaf expansion during drought // Plant Growth Regulation. 1999. V. 29. P. 101−112.
58. Bacon M. Water use efficiency in plant biology// Water use efficiency in plant biology / ed. Bacon M. Blackwell Acad. Publ: Oxford, 2004 P. 1−27.
59. Barcelo J., Poschenrieder C., Gunze B. Effects of low pH on water transport of Zea mays roots // Plant Physiol. Biochem. 1996. SI. P. 233.
60. Beaudette P.C., Chlup M., Yee J., Emery R.J.N. Relationships of root conductivity and aquaporin gene expression in Pisum sativum: diurnal patterns and the response to HgC12 and ABA // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 1291 1300.
61. Blackman P.G., Davies W.J. The effects of cytokinins and ABA on stomatal behaviour of maize and Commelina // J. Exp. Bot. 1983. V. 34. № 149. P.1619−1626.
62. Blatt M.R. Potassium channel currents in intact stomatal guard cells // Planta 1990. V. 180.-P. 445−455.
63. Blatt M.R. & Armstrong F. Potassium channels of stomatal guard cells: abscisic acid-evoked control of the outward rectifier mediated by cytoplasmic pH // Planta. 1993. V. 191. P. 330−341.
64. Blokhina O., Verolainen E., Fagerstedt K.V. Antioxidants, oxidative damage and oxygen deprivation stress: a review // Ann Bot. 2003. V. 91. P. 179−194.
65. Bogoslavsky L., Neumann PM. Rapid regulation by acid pH of cell wall adjustment and leaf growth in maize plants responding to reversal of water stress // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 701−709.
66. Bouchabke O., Tardieu. F., Simonneau T. Leaf growth and turgor in growing cells of maize (Zea mays L.) respond to evaporative demand under moderate irrigation but not in water-saturated soil // Plant Cell Environ. 2006. V. 29. P. 1138−1148.
67. Boyer J.S., Silk W.K. Hydraulics of plant growth // Func Plant Biol. 2004. V. 31. P. 761−773.
68. Brouwer R. The regulation influence of transpiration and suction tension on the water and salt uptake by roots of intact Vicia faba plants // Acta Bot. Neerl. 1954.V. 3.P. 264−312.
69. Bruce W.B., Edmeades G.O., Barker T.C. Molfecular and physiological approaches to maize improvement for drought tolerance // J Exp Bot. 2002. V. 53. P. 13−25.
70. Buckley T.N. The role of stomatal acclimation in modelling tree adaptation to high C02 // J Exp Bot. 2008. V. 59. P. 1951;1961.
71. Buentemeyer K., Luethen H-, Boettger M. Auxin-induced changes in cell wall extensibility of maize roots // Planta. 1998. V. 204. P. 515−519.
72. Carvajal M., Gooke D.T., Clarkson D.T. Responses of wheat plants to nutrition deprivation may involve the regulation of water-channel function // Planta- 1996. — V. 199. P. 372−381.
73. Cary A.J., Liu W., Howell S.H. Cytokinin action is coupled to ethylene in its effects on the inhibition of root and hypocotyl elongation in Arabidopsis thaliana seedlings//Plant Physiol. 1995. V. 107. P. 1075−1082.
74. Chaumont F., Barrieu F., Wojcik E., Chrispeels M.J., Jung R. Aquaporins constitute a large and highly divergent protein family in maize // Plant Physiology. 2001. V. 125, P. 1206−1215.
75. Chazen O., Neumann P.M. Hydraulic signals from the rooys and rapid cell — wall hardening in growing maize (Zea mays L.) leaves are primary responses to polyethylene glycol — induced water deficits // Plant Physiol. 1994. V. 104. P. 1385−1392.
76. Chazen O., Hartung W., Neumann P.M. The different effects of PEG 6000 and NaCl on leaf development are associated with differential inhibition of root water transport // Plant Cell Environ. 1995. V. 18. P. 727−735.
77. Chen S, Li J, Wang S, Fritz E, Hu’ttermann A, Altman A. Effects of NaCl on shoot growth, transpiration, ion compartmentation, and transport in regenerated plants of Populus euphratica and Populus tomentosa // Can J For Res. 2003b. V. 33. P. 967−975.
78. Chen Z., Newman I., Zhou M., Mendham N., Zhang G., Shabala S. Screening plants for salt tolerance by measuring K+: a case study for barley // Plant Cell Environ. 2005. V. 28. P. 1230−1246.
79. Cheong JH, Kim K-N, Pandey G.K., Gupta R., Grant GJ, Luan S. CBL1, a calcium sensor that differentially regulate salt, drought and cold responses in Arabidopsis // The Plant Cell. 2003. V. 15. P. 1833−1845.
80. Cho H.T., Kende H. Expansins in deepwater rice internodes // Plant Physiol. 1997. V. 113. P. 1137−1143.
81. Cholodny N. Uber das keimungs hormon von gramineen // Planta. 1935. V. 23, № l.P. 289−312.
82. Chrispeels M.J., Maurel C. Aquaporins: the molecular basis of facilitated water movement through living plant cells // Plant Physiology. 1994. V.105. P. 915.
83. Clark D.G., Gubrium E.K., Barrett J.E., Nell T.A., Klee G.J. Root formation in ethylene-insensitive plants // Plant Physiol. 1999. V. 121. P. 53−59.
84. Clarkson D.T., Carvajal M., Henzler T., Waterhouse R.N., Smyth A.J., Cooke D.T., Steudle E. Root hydraulic conductance: diurnal aquaporin expression and the effects of nutrient stress // J Exp Bot. 2000. V. 51. P. 61−70.
85. Cleland R.E. The capacity for acid-induced wall loosening as a factor in the control of Avena coleoptile cell elongation // J Exp Bot. 1983. V. 34. P. 676−680.
86. Clijsters H., Weckx J., Vangronsveld J., Cuypers A. Similar or different responses of higher plants to several heavy metals // Plant Physiol. Biochem. 1996. SI. P.232.
87. Cochard H., Venisse J-S., Barigah T.S., Brunei N., Herbette S., Guilliot A., Tyree M. T., and Sakr S. Putative tole of aquaporins in variable hydraulic conductance of leaves in response to light // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 122 133.
88. Cosgrove D.J. Expansive growth of plant cell walls // Plant Physiol. Biochem. 2000. V. 38. P. 109−124.
89. Cosgrove D.J. Growth of the plant cell wall // Molecular Cell Biology. 2005. V. 6. P. 850−861.
90. Cosgrove D.J. Wall Structure and Wall Loosening. A Look Backwards and Forwards // J Plant Physiol. 2001. V. 125. P. 131−134.
91. Cosgrove D.J. Water uptake by growing cells: an assessment of the controlling roles of water relaxation, solute uptake, and hydraulic conductance // J. Plant Sci. 1993. V. 154, № 1. P. 10−21.
92. Cramer GR, Quarrie SA. Abscisic acid is correlated with the leaf growth limitation of four genotypes differing in their response to salinity // Func Biol. 2002.V. 29. P. 111−115.
93. Cramer G.R., Krishman K., Abrams S.R. Kinetics of maize leaf elongation. IV. Effects of (+) and (-) abscisic acid // J Exp Bot. 1998. V. 49. P. 191−198.
94. Cramer GR. Kinetics of maize leaf elongation. Responses of a Na-excluding and a Na-including cultivars to varying Na/Ca salinities // J Exp Bot. 1992. V. 43. P. 857−864.
95. Davenport R.J., James RA., Zakrisson-Progander A., Tester M., Munns R. Control of sodium transport in durum wheat. Plant Physiol. 2005. V. 137. P. 807 818.
96. Davenport R.J., Munoz-Mayor A., Jha D., Essah P.A., Rus A., Tester M. The Na+ transporter AtHKTl-l controls retrieval of Na+ from the xylem in Arabidopsis // Plant Cell Environ. 2007. V. 30. P. 497−507.
97. Davenport R.J., Tester M. A weakly voltage-dependent, nonselective cation channel mediates toxic sodium influx in wheat // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 823−834.
98. Davies W.J., Kudoyarova G.R., Hartung W. Long-distance ABA signaling and its relation to other signaling pathways in the detection of soil drying and the mediation of the plant’s response to drought // J Plant Growth Regul. 2005. V. 24. P. 285−295.
99. Davies W.J., Zhang J. Root signals and the regulation of growth and development of plants in drying soil // Annual. Rev. Plant Pilysiol. Plant Mol. Biol. 1991.-V. 42.-P. 55−76.
100. De Costa W., Zo" rb C., Hartung H., Schubert S. Salt resistance is determined by osmotic adjustment in newly developed maize hybrids in the first phase of salt stress // Physiol Plant. 2007. V. 131. P. 311−321.
101. Dodd I. C. Hormonal interactions and stomatal responses // J Plant Growth Reg. 2003. V. 22. P. 32−46.
102. Doi M., Shimazaki K. The Stomata of the Fern Adiantum capillus-veneris do not respond to CO in the dark and open by photosynthesis in guard cells // Plant Physiol. 2008. V. 147. P. 922−930.
103. Downes P.B. Steinbaker C.R. Crowell D.N. Expression and processing of a hormonally regulated p expansin from soybean // Plant Physiol. 2001. V. 126 P. 244−252.
104. Ellis R.P., Forster B.P., Waugh R., Bonar N., Handley L.L., Robinson D., Gordon D.C., Powell W. Mapping physiological traits in barley // New Phytol. 1997. V. 137. P. 149−157.
105. Essah PA, Davenport R., Tester M. Sodium influx and accumulation in Arabidopsis // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 307−318.
106. Evans M.L. Functions of hormones at the cellular level of organization//In: Encyclopedia of Plant Physiology, New Series/ed. T.K.Scott. Berlin: SpringerVerlag, 1984. — V.10. — P.23−79.
107. Fan L-M., Feng X., WangY., Deng X.W. Gibberellin signal transduction in rice // J Integrative Plant Biol. 2007. V. 49, № 6. P. 731−741.
108. Feinberg A.P., Vogelstein B. A technique for radiolabelling DNA restriction endonuclease fragments to high specific activity // Anal Bichem. 1983. — V. 132. -P. 6−13.
109. Fennell A., Markhart A.H. Rapid acclimation of root hydraulic conductivity to low temperature // J Exp Bot. 1998. V. 49. P. 879−84.
110. Ferret M., Ghisi R., Merlo L., Dalfa V.F., Passera C. Effect of cadmium on photosynthesis and enzymes of photosynthetic sulphate and nitrate assimilation pathways in maize (Zea mays L.) // Photosynthetica. 1993. V. 92, № 1. P. 49−54.
111. Fetter K., Van Wilder V., Moshelion M., Chaumont F. Interactions between plasma membrane aquaporins modulate their water channel activity // Plant Cell 2004. V. 16. P. 215−228.
112. Flanacan LB, Jefferies RL. Stomatal limitation of photosynthesis and reduced growth of the halophyta, Plantago maritima L., at high salinity. Plant, Cell and Environment. 1988. 11. 239−245.
113. Flowers T.J. Improving crop salt tolerance // J Exp Bot. 2004. V. 55. № 396. P. 307−319.
114. Flowers T.J. Salt tolerance in Suaeda maritima L. Dum. The effect of sodium chloride on growth, respiration and soluble enzymes in a comparative study with Pisum sativum // J Exp.Bot. 1972. V. 23. P. 310−21.
115. Foyer C.H., Descourvieres P., Kunert K.J. Protection against oxygen radicals: an important defecne mechanism studied in transgenic plants // Plant Cell Environ. 1994. V. 17. P. 507−523.
116. Frensch J. Primery responses of root and leaf elongation to water deficits in the atmosphere and soil solution // J Exp Bot. 1997. V.48. P. 985−999.
117. Freundl E., Steudle E., Hartung W. Water uptake by roots of maize and sunflower affects the radial transport of abscisic acid and the ABA concentration in the xylem // Plantar 1998. V. 207. — P. 8−19.
118. Fricke W. Biophysical limitation of Cell Elongation in Cereal Leaves // Ann Bot. 2002. V.90. P. 157−167.
119. Fricke W., Flowers T.J. Control of leaf cell elongation in barley. Generation rates of osmotic pressure and turgor, and growth associated water potential gradients // Planta. 1998. V. 206. P. 53−65.
120. Fricke W. Cell Turgor, Osmotic pressure and water potential in the upper epidermis of barley leaves in relation to cell location and in response to NaCl and air humidity // J Exp Bot. 1997. V. 48. P. 45−58.
121. Fu X., Richards D.E., Ait-ali T., Hynes L.W., Ougham H., Harberd N.P. Gibberellin-mediated proteasome-dependent degradation of the barley DELLA protein SLN1 repressor // Plant Cell. 2002. V. 14. P. 3191−3200.
122. Gaxiola R.A., Li J., Undarraga S., Dang L.M., Allen G.J., Alper S.L. Drought and salt-tolerant plants result from overexpression of AVP1 H±pump. PNAS. 2001 .V. 98. P. 11 444−11 449.
123. Girma F.S., Krieg D.R. Osmotic adjustment in sorghum. I. Mechanisms of diurnal osmotic adjustment changes // Plant Physiol. 1992. V. 99. P. 577−582.
124. Gomez Caderas A., Tadeo F.R., Primo — Millo E., Talon’M. Involvement of abscisic acid and ethylene in the responses of citrus seedlings to salt shock // Physiol. Plant.- 1998.-V. 103.-P. 475−484.
125. Gong D., Guo Y., Schumaker K.S., Zhu J-K. The SOS3 mamiliy of calcium sensors and SOS2 family of protein kinases in Arabidopsis // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 916−926.
126. Gowing D.J.G., Davies W.J., Trejo C.L., Jones H.G. Xylem-transported chemical signals and the regulation of plant growth and physiology // Phyl. Trans. R. Soc. Lond. B. 1993. — V. 341. — P. 41−47.
127. Granier C., Tardieu F. Leaf expansion and cell division are affected by reducing absorbed light before but not after the decline in cell division rate in the sunflower leaf//Plant Cell Environ. 1999. V. 22. P. 1365−1376.
128. Gray W.M., Ostin A., Sandberg G., Romano C.P., Estelle M. High temperature promotes auxin-mediated hypocotyl elongated in Arabidopsis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1998. V. 95. P. 7197 7202.
129. Greenwood M.S., Xua F., Hutchison K.W. The role of auxin-induced peaks of a-expansin expression during lateral root primordium formation in Pinus taeda // Physiol Plant. 2006. V. 126. P. 279−288.
130. Griffiths A., Parry A.D., Jones H.G., Tomos A.D. Abscisic acid and turgor presure regulation in tomato roots // J. Plant Physiol. 1996. V. 149. — P. 372 -376.
131. Hachez C., Moshelion M., Zelazny E., Cavez D., Chaumont F. Localization and quantification of plasma membrane aquaporins expression in maize primary root: a clue to understanding their role as cellular plumbers // Plant Mol Biol. 2006 V. 62. P. 305−323.
132. Hager A. Role of the plasma membrane H±ATPase in auxin-induced elongation growth: historical and new aspects // J Plant Res. 2003. V. 116. P. 48 350.
133. Hager A., Menzel H., Krauss A. Versuche Rheological properties of expansion zones of leaves // Planta. 1971. V. 100, № 1. P.47−75.
134. Hall J.L. Cellular mechanisms for heavy metal detoxyfucation and tolerance. J Exp Bot. 2002. V. 53, № 366. P. 1−11.
135. Hare P.D., Van Staden J. Cytokinin oxidase: biochemical features and physiological significance // Physiol Plant. 1994. V.91. P.128−136.
136. Hare PD, Cress WA, Van Staden J. Dissecting the roles of osmolyte accumulation during stress // Plant Cell Environ. 1998. V. 21. P. 535−553.
137. Harris M.J., Dugger W.M. The Occurrence of abscisic acid and abscisyl-fl-D-glucopyranoside in developing and mature citrus fruit as determined by enzyme mmunoassayl // Plant Physiol. 1986. V. 82. P. 339−345.
138. Hartig K., Beck E. Crosstalk between auxin, cytokinins, and sugars in the plant cell cycle // Plant Biol. 2006. V. 8. P. 389−396.
139. Hartung W. The site of action of abscisic acid at the guard cell plasmalemma of Vaierianella locusla // Plant Cell Environ. 1983. V.6. P.427−428.
140. Hayashi H., Alia Mustardi L., Deshnium P., Ida M., Marata N. Transformation of arabidopsis thaliana with the codA gene for choline oxidaseaccumulation of glynicebetaine and enhanced tolerance to salt and cold stress. Plant J. 1997. V. 12. P. 133−142.
141. He T., Cramer G.R. Abscisic acid concentrations are correlated with leaf area reductions in two salt stressed rapid — cycling Brassica species // Plant Soil — 1996.-V. 179.-P. 25−33.
142. Henzler T., Ye Q., Steudle E. Oxidative gating of water channels (aquaporins) in Chara by hydroxyl radicals // Plant Cell Environ. 2004 V. 27. P. 1184−1195.
143. Hill A.E., Shachar-Hill B., Shachar-Hill Y. What are aquaporins For? // J Membrane Biol. 2004. V. 197, P. 1−32.
144. Hoad G.V. Effect of water stress on abscisic acid levels in white lupin (Lapinus albus L.) fruit, leaves and phloem exudates// Planta.- 1978. V.142. — P. 287−290.
145. Hodge A. The plastic plant: root responses to heterogeneous supplies of nutrients //New Phytologist. 2004. V. 162. P. 9−24.
146. Horgan R. Physiology and biochemistry of cytokinins in plants // Eds. Kaminek M., Mok D.W.S., Zazimalova E. / The Hague: Academic Publishing, 1992. P. 3−12.
147. Horie T., Shroeder J.I. Sodium transporters in plants. Diverse genes and physiological functions // Plant Phsyiology. 2004. V. 136. P. 2457−2462.
148. Hose E., Steudle E., Hartung W. Abscisic acid and hydraulic conductivity of maize roots: a root celland pressure probe study // Planta. 2000. V. 211. P. 874 882.
149. Howden R., Goldsbrough P.B., Andersen C.R. Cadmium-sensitive, cadi mutats of Arabidopsis thaliana are phytochelatin deficient // Plant Physiol. 1995. V. 107, № 5. P. 1059−1066.
150. Hsiao T.C., Frensch J., Rojas-Lara B.A. The pressure — jump technique shows maize leaf growth to be enhanced by increases in turgor only when water status too high // Plant Cell and Environ. 1998. V. 21. P. 33 42.
151. Hsiao T.C., Xu L.-K. Sensitivity of growth of roots versus leaves to water stress: biophysical analysis and relation to water transport // J Exp Bot. 2000. V.51. P.1595−1616.
152. Hsu Y.T., Kao C.H. Abscisic acid accumulation and cadmium tolerance in rice seedlings // Physiol plant. 2005. V. 124. P. 71−80.
153. Jackson M.B. Are plants hormones involved in root to shoot communication? // Advanced in Botanical Research. 1993. V.19. P. 103−187.
154. Jackson M.B. Ethylene-promoted elongation: an adaptation to submergence stress // Ann Bot. 2008. V. 101. P. 229−248.
155. Jackson R.B. and Caldwell M.M. Integrating resource heterogeneity and plant plasticity: Modelling nitrate and phosphate uptake in a patchy soil environment // J Ecol. 1996. V. 84. P. 891−903.
156. James R.A., von Caemmerer S., Condon A.G., Zwart A.B., Munns R. 476 Genetic variation in tolerance to the osmotic stress component of salinity stress in durum wheat // Func Plant Biol. 2008. V. 478, № 35. P. 111−123.
157. Jang J.Y., Kim D. G., Kim Y. O., Kim J.S., Kang H. An expression analysis of a gene family encoding plasma membrane aquaporins in response to abiotic stresses in Arabidopsis thaliana // Plant Mol Biol. 2004. V. 54. P. 713−725.
158. Janicka-RussakM., Klobus G. Modification of plasma membrane and vacuolar H±ATPases in response to NaCL and ABA // J Plant Physiol. 2007. V. 164. P. 295—302.
159. Jarvis A.J., Davies W.J. Whole-plant ABA flux and the regulation of water loss in Cedrella odorata // Plant Cell Environ. 1997. — Vol. 20. — P.521−527.
160. Javot H., Lauvergeat V., Santoni V., Martin-Laurent F., Gii^lii J., Vinh J., Heyes J., Franek K.I., Schaffner A.R., Bouchez D., Maurel C. Role of a single aquaporin isoform in root water uptake // Plant Cell. 2003. V. 15. P. 509−522.
161. Javot H., Maurel C. The role of aquaporins in root water uptake // Ann Bot. 2002. V. 90. P. 310−313.
162. Jewer P.C., Incoll L.D. Promotion of stomatal opening in the grass Anthephora pubescens Nees. by a range of natural and synthetic cytokinins // Planta. 1980. V. 150. P. 218−281.
163. Jia W., Zhang J., Liang J. Initiation and regulation of water deficit-induced abscisic acid accumulation in maize leaves and roots: volume and water relations // J Exp Bot. 2001. V. 52. P. 295−300.
164. Johanson I., Larson C., Ek B., Kjellbom P. The major integral proteins of spinach leaf plasma membranes are putative aquaporins and are phosphorylated in response to Ca 2+ and apoplastic water potential // Plant Cell. 1996. V. 8. P. 11 811 191.
165. Jones H. G. Plants and Microclimate A Quantitative Approach to Environmental Plant Physiology / Cambridge: Cambridge University Press, 1983. P. 323.
166. Jones H.G. Stomatal control of photosynthesis and transpiration // J Exp Bot. 1998. V. 49. P. 387−398.
167. Kaldenhoff R., Carbo M.R., Sans J.F., Lovisolo C., Heckwolf M., Uehlein N. Aquaporins and plant water balance // Plant Cell Environ. 2008.
168. Kaldenhoff R., Fischer M. Aquaporins in plants // Acta Physiol. 2006. V. 187. P. 169−176.
169. Kaldenhoff R., Fischer M. Functional aquaporin diversity in plants // Biochim Biophys Acta. 2006 V. 1758. P. 1134−1141.
170. Kamboj J.S., Blake P. S., Baker D.A. Cytokinins in the vascular saps of Ricinus communis // Plant Growth Regulation. 1998. V.25. P. 123−126.
171. Karley AJ., Leigh RA., Sanders D. Differential accumulation and ion fluxes in the mesophyll and epidermis of barley // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 835 844.
172. Katsuhara M, Koshio K, Shibasaka M, Hayashi Y, Hayakawa T, Kasamo K Over-expression of a barley aquaporin increased the shoot/root ratio and raised salt sensitivity in transgenic rice plants // Plant Cell Physiol. 2003. V. 44. P. 13 781 383.
173. Kawasaki S., Borchert C., Deyholos M., Wang H., Brazille S., Kawai K., Galbraith D., Bohnert H.J. Gene expression profiles during the initial phase of salt stress in rice // Plant Cell. 2001. V. 13. P. 889−905.
174. Keller C. P., Van Volkenburgh E. Evidence That Auxin-induced growth of tobacco leaf tissues does not involve cell wall acidification // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 557−564.
175. Keller C.P. Leaf expansion in Phaseolus: transient auxin-induced growth increase // Physiol Plant 2007. V. 130. P. 580−589.
176. Keller C.P., Volkenburgh E. Auxin-Induced Epinasty of Tobacco Leaf Tissues. A Nonethylene-Mediated Response // Plant Physiology 1997. V. 113. P. 603−610.
177. Kjellbom P., Larsson C., Johansson I. et al. Aquaporins and water homeostasis in plants // Trends in Plant Sci. 1999. V. 4. P. 308−314.
178. Knight H. Calcium signaling during abiotic stress in plants // International Review of Cytology. 2000. V. 195. P. 269−324.
179. Kreps JA, Wu J., Chang H-S., Zhu T., Wang X., Harper J.F. Transcriptome changes for Arabidopsis response to salt, osmotic and cold stresses // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 2219−2141.
180. Krieger-Liszkay A. Singlet oxygen production in photosynthesis // J Exp Bot. 2005. V. 56. P. 337−346.
181. Haye PA, Epstein E (1969) Salt toleration by plants: enhancement with calcium. Science 166: 395−396.
182. Maathuis F.J.M., Amtmann A. K+ nutrition and Na+ toxicity: the basis of cellular K+/Na+ ratios // Ann. Bot. 1999. P. 123−133.
183. Maathuis F.J.M., Sanders D. Sodium uptake in Arabidopsis roots is reglated by cyclic nucleotides // Plant Physiology. 2001. V. 127. P. 1617−1625.
184. Maherali H., Pockman W.T. & Jackson R.B. Adaptive variation in the vulnerability of woody plants to xylem cavitation // Ecology. 2004. V. 85. P. 2184−2199.
185. Makela P., Munns R., Colmer T.D., Peltonen-Sainio P. Growth of tomatoand an ABA-deficient mutant (sitiens) under salinity // Physiol Plant 2003 V. 117. P. 58−63.
186. Mansfield T.A., McAinsch M.R. Hormones as regulators of water balance // Plant Hormones / Davies P.J., eds. Dortrecht Berlin London: Kluwer Academic Publisher, 1995. P. 598−616.
187. Masson N, Poschenrieden C., Barcelo J. Aluminium-induced increase of zeatin riboside and dihydrozeatin riboside in Phaseolus vulgaris L. cultivars // J Plant Nutr. 1994. V. 17, № 1. P. 255−265.
188. Matsuda K., Riazi A. Stress induced osmotic adjustment in growing regions of barley leaves //Plant Physiol. 1981. V.68. P.571−576.
189. Matthews M.A., Van Volkenburgh E., Boyer J.S. Acclimation of leaf growth to low water potentials in sonflower // Plant Cell Environment. 1984. V.7. P. 199−206.
190. Maurel C. Aquaporins and water permeability of plant membranes // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1997. V. 48. — P. 399129.
191. Maurel C., Verdoucq L., Luu D-T., Santoni V. Plant Aquaporins: Membrane Channels with Multiple Integrated Functions // Annu. Rev. Plant Biol. 2008. V. 59. P. 595−624.
192. McQueen-Mason S., Cosgrove D.J., Disruption of hydrogen bonding between wall polymers by proteins that induce plant wall extension // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1994. V. 91. P. 6574−6578.
193. McQueen-Mason S.J. Expansins and cell wall expansion // J Exp Bot. 1995. V. 46. № 292. P. 1639−1650.
194. McQueen Masson S.J., Rochange F. Expansins in plant growth and development: an update on an emerging topic // Plant Biol. 1999. V. 1. P. 1−7.
195. McQueen-Mason S., Durachko D.M., Cosgrove D.J., Two endogenous proteins that induce cell wall expansion in plants // Plant Cell. 1992. V. 4. P. 14 251 433.
196. Meinzer L.P., Outlaw W.H., Aghoram K., Hite D.R.C. Abscisic acid an intraleaf water-stress signal // Physiologia plantarum. 2000. V. 108. P. 376−381.
197. Meinzer F.C. Coordination of vapour and liquid phase water transport properties in plants // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. P. 265—274.
198. Merlot S., Gosti F., Guerrier D., Vavasseur A., Giraudat J. The ABI1 and ABI2 protein phsphotases 2C act in a negative feedback regulatory loop on the abscisic acid sygnalling pathway // Plant J. 2001. V. 25. P. 295−303.
199. Misra J., Pandey V., Singh N. Effects of some heavy metals on root growth of germinating seeds of Vicia faba // J. Environ. Sci and Health. 1994. V. 29, № 10. P. 2229−2234.
200. Mittelheuser C.J., Van Stevenince R.F.M. Stomatal closure and inhibition of transpiration induced by (RS) -abscisic acid // Nature. 1969. V. 221. P. 281−282.
201. Mok DWS Mok MC 2001. Cytokinin metabolism and action // Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol. V. 52. P. 52−89.
202. Moons A., Bauw C., Prinsen E., Van Montagu M., Van Der Straeten D. Molecular and physiological responses to abscisic acid and salts in roots of saltsensitive and salt-tolerant indica rice varieties // Plant Physiol. 1995. V. 107. P. 177−186.
203. Moran N.P., Becana M., Iturbe-Ormaetxe I., Frechilla S., Klucas R.V., Aparicio-Tejo P. Drought induced oxidative stress in pea plants // Planta. 1994. V. 194, № 2. P. 346−352.
204. Mori I.C., Schroeder J.I. Reactive oxygen species activation of plant Ca2+ channels. A signaling mechanism in polar growth, hormone transduction, stress signaling and hypothetically mechanotransduction // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 702−708.
205. Morillon R., Chrispeels M.J. The role of ABA and the transpiration stream in the regulation of the osmotic water permeability of leaf cell // PNAS USA. 2001. P. 14 138−14 143.
206. Munns R., James R.A., Lauchli A. Approaches to increasing salt tolerance of wheat and other cereals // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 1025−1943.
207. Munns R., Husain S., Rivelli AR., James RA., Condon AG., Lindsay MP, Lagudah ES., Schachtman DP., Hare RA. Avenues for increasing salt tolerance of crops, and the role of physiologically based selection traits // Plant and Soil. 2002. V. 247. P. 93−105.
208. Munns R. Genes and salt tolerance: bringing them together // New Phytol. 2005. V 167. P. 645−663.
209. Munns R., Cramer G.R. Is coordination of leaf and root growth mediated by abscisic acid? (Opinion)//Plant Soil. 1996. V. 185. P. 33−49.
210. Munns R. Physiological processes limiting plant growth in saline soils: some dogmas and hypotheses // Plant Cell Environ. 1993. V. 16. P. 15−24.
211. Munns R., Passioura J.B., Guo J., Chazen O., Cramer G.R. Water relations and leaf expansion: importance of time scale // J. Exp. Bot. 2000. V. 51. P. 14 951 504.
212. Munns R. Why measure osmotic adjustment? // Austr. J. Plant Physiol. 1988. V. 15. P. 717−726.
213. Negi S., Ivanchenko M.G. Muday G.K. Ethylene regulates lateral root formation and auxin transport in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2008. V. 55. P. 175−187.
214. Nevo E, Zohary D, Beiles A, Kaplan D, Storch N. Genetic diversity and environmental associations of wild barley, Hordeum vulgare, in Turkey // Genetics. 1986. — V. 68. — P. 203−213.
215. Neumann P. Salinity resistance and plant growth revisited // Plant Cell Environ. 1997. V. 20. P. 1193−1198.
216. Niu X., Bressan R.A., Hasegawa P.M., Pardo J.M. Ion homeostasis in NaCl stress environments // Plant Physiol. 1995. V. 109. P. 735−742.
217. Nobel P. S., Cui M.Y. Hydraulic conductances of the soil, the root soil air gap, and the root: changes for desert succulents in drying soil // J. Exp. Bot. 1992. V. 43. P. 319−326.
218. Nonami H., Boyer J.S. Primary events regulating stem growth at low water potentials // Plant Physiol. 1990. V. 94. P. 1601−1609.
219. Ohta M., Halfter U., Zhu J-K. A novel domain in the protein kinase SOS2 madiates incteraction with the protein phosphotase 2C ABI2 // PNAS. 2003. V. 100. P. 11 771−11 776.
220. Ozturk Z.N., Talame Y., Deyholos M., Michalowski C.B., Galbraith D.W., Gozukirmizi N., Tuberosa R., Bohnert H.J. Monitoring large-scale changes in transcript abundance in droughtand salt-stressed barley // Plant Mol Biol. 2002. V. 48. P. 551−573.
221. Pardo J.M., Quintero F.J. Plants and sodium ions: keeping company with enemy// Genome Biol. 2002. V. 3. P. 1017.1−1017.4.
222. Pardossi A., Vernieri P., Tognoni F. Involvement of abscisic acid in regulating water status in Phaseolus vulgaris L. during chilling // Plant Physiol. -1992. -V. 100. P. 1243−1250.
223. Parry A.D., Griffiths A., Horgan R. Abscisic acid biosynthesis in roots. II. The effects water-stress in wild-type and abscisic acid-deficient mutant (notabilis) plants of Lycopersicon esculentum Mill. // Planta. 1992. V. 187. P. 192−197.
224. Pastor A., Lopez Carbonell M., Alegre L. Abscisic acid immunolocalization and ultrastructural changes in water — stressed lavender (Lavandula stoechas L.) plants // Physiologia Plantarum. 1999. V. 105. P. 272−279.
225. Pena T.C., Carcamo C.B., Almonacid L., Zaballos A., Lucas M.M., Balomenos D., Pueyo J.J.A Salt stress-responsive cytokinin receptor homologue isolated from Medicago sativa nodules // Planta. 2008. V. 227. P. 769−779.
226. Peterson C.A., Steudle E. Lateral hydraulic conductivity of early metaxylem vessels in Zea mays L. roots // Planta. 1993. V. 189. P. 288−297.
227. Pierce M, Raschke K. Correlation between loss of turgor and accumulation of abscisic acid in detached leaves // Planta. 1980. V. 148 P. 174−182.
228. Pierik R., Sasidharan R., Voesenek L. A. C. J. Growth control by ethylene: adjusting phenotypes to the environment // J Plant Growth Regul. 2007. V. 26. P. 188−200.
229. Pierik R., Tholen D., Poorter H., Visser E.J.W., Voesenek L.A.C.J. The Janus face of ethylene: growth inhibition and stimulation. Trends in Plant Science. 2006. V. 11. P. 176−183.
230. Pilet P. E. and Saugy M. Effect on root growth of endogenous and applied IAA and ABA. A critical examination // Plant Physiol. 1987. V. 83. P. 33−38.
231. Pitman MG, Courtice AC, Lee B. Comparison of potassium and sodium uptake by barley roots and high and low salt status // Austr. J. Plant science. 1968. V. 21. P. 871−881.
232. Popova L.P., Outlaw W.H., Aghoram K., Hite D.R.C. Abscisic acid — an intraleaf water-stress signal // Physiol. Plant. 2000. V. 108. P. 376−381.
233. Proseus T.E., Boyer J.S. Calcium pectate chemistry controls growth rate of Chara coralline. J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 3989−4002.
234. Proseus T.E., Boyer J.S. Identifying cytoplasmic input to the cell wall of growing Chara coralline //J. Exp. Bot. 2006. V. 57, №. 12. P. 3231−3242.
235. Quarrie S.A., Stojanovic J., Pekic S. Improving drought resistance in small-grained cereals: A case study, progress and prospects // Plant Growth Regul. 1999. V. 29. P. 1−21.
236. Rajendran K., Tester M., Roy S.R. Quantifying the three main components of salinity tolerance in cereals // Plant Cell Environ. 2009. V. 32. P. 237−249.
237. Rashotte M., Carson S. D.B., To J. P.C., Kieber J. J. Expression profiling of cytokinin action in arabidopsis // Plant Physiol. 2003. V. 132. P. 1998;2011.
238. Rayle D.L., Cleland R.E. The acid growth theory of auxin-induced cell elongation is alive and well // Plant Physiol. 1992. V. 99. P. 1271 1274.
239. Rayle D.L., Nowbar S., Cleland R.E. The epidermis of the pea epicotyl is not a unique target tissue for auxin-induced growth // Plant Physiol. 1991. V. 97. P. 449−451.
240. Reiser V., Raitt D.C., Saito H. Yeast osmosensor Slnl and plant cytokinin receptor Crel respond to changes in turgor pressure // J. Cell Biol. 2003. V. 161. P 1035−1040.
241. Ribaut G-M., Pilet P-E. Effects of water stress on growth osmotic potential and abscisic acid content of maize roots // Physiol. 1991. — V. 81, N 1. — P. 156 162.
242. Rivero R.M., Kojima M., Gepstein A., Sakakibara H., Mittler R., Gepstein Sh., Blumwald E. Delayed leaf senescence induces extreme. Drought tolerance in a flowering plant // PNAS USA. 2007. V. 104. P. 19 631−19 636.
243. Roberts SK. Regulation of K+ channels in maize roots by water stress and abscisic acid. Plant Physiology. 1998. V. 116. P. 145−153.
244. Robert-Seilaniantz A., Navarro L., Bari R., Jones J.D.G. Pathological hormone imbalances // Current Opinion in Plant Biology 2007. V. 10. P. 372−379.
245. Robinson MF., Very A., Sandbers D., Mansfield TA. How can stomata contribute to salt tolerance? // Ann. Bot. 1997. V. 80. P. 387−393.
246. Romanto C.P., Robson P.R.H., Smith H., Estelle M., Klee H.J. Transgene mediated auxin overproduction in Arabidopsis // Plant. Mol. Biol. 1995. V. 27. P. 1071- 1083.
247. Rose J.K.C., Lee H.H., Bennett A.B. Expression of a divergent expansin gene is friut specific and ripening — regulated // PNAS USA. 1997. V. 4. P. 5955 — 5960.
248. Rubio M.C., Bustos-Sanmamed P., Clemente M.R., Becana M. Effects of salt stress on the expression of antioxidant genes and proteins in the model legume Lotus japonicus //New Phytol. 2009. V. 18l.P. 851−859.
249. Rus A., Lee B., Munoz-Mayor A., Sharhuu A., Miura K., Zhu J.-K., Bressan R., Hasegawa P.M. AtHKTl facilitates Na+ homeostasis and K+ nutrition in Planta // Plant Physiology. 2004. V. 136. P. 2500−2511.
250. Rus A., Yokoi S., Sharkhuu A., Reddy M., Lee B., Matsumoto T.K., Koiawa H., Zhu J.-K. Bressam R.A., Hasegawa P.M. AtHKTl is a salt tolerance determinant that controls Na+ entry intro plant roots // PNAS. 2001. V. 98. P. 14 150−14 155.
251. Sabirzhanova I., Sabirzhanov B.E., Chemeris A.V., Veselov D.S., Kudoyarova G.R. Fast changes in expression of expansin gene and leaf extensibility in osmotically stressed maize plants // Plant Physiol. Biochem. 2005. V. 43. P. 419−422.
252. Sairam R.K., Rao K. V, Srivstava G.C. Different response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to ovidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration// Plant Science. 2002. V. 163. P. 1037−1046.
253. Salah H, Tardieu F. Quantitative analysis of the combined effects of temperature, evaporative demand and light on leaf elongation rate in well-watered field and laboratory-grown maize plants // J. Exp. Bot. 1996. V. 47. P. 1689−1698.
254. Salah B.H., Tardieu F. Temperature affects leaf expansion rate of maize without change in spatial distribution of cell length. Analysis of the coordination between cell division and cell expansion // Plant Physiol. 1995. V. 109. P. 861 870.
255. Sanders D., Pelloux J., Brownlee C., Harper J.F. Calcium at the crossroads of signaling //Plant Cell. 2002. V. 14. P. S401-S417.
256. Santa-Maria G.E., Rubio F., Dubcovsky J., Rodrigues-Navarro A. The HAK1 gene of barley is a member of a large gene family and encodes a high affinity potassium transporter // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 2281−2289.
257. Schachtman D.P., Kumar R., Schroeder J.I., Marsh E.L. Molecular and functional characterization of a novel low-affinity cation transporter (LCT1) in higher plants // PNAS USA. 1997. V. 94. P. 11 079−11 084.
258. Schopfer P. Biomechanics of plant growth // American J. Bot. 2006. V. 93. P.1415−1425.
259. Schopfer, P., Liszkay A., Benchtold M., Franhry G., Wagner A. Evidence that hydroxyl radicals mediate auxin-induced extension growth // Planta. 2002. V. 214. P. 821−828.
260. Schopfer P. Hydrogen peroxide-mediated cell-wall stiffening in vitro in maize coleoptiles // Planta. V. 1996. P. 43−49.
261. Serpe M.D., Matthews M.A. Rapid changes in cell wall yielding of elongating Begonia argenteo-gutta L. leaves in response to changes in plant water status // Plant Physiol. 1992. V. 100. P. 1852−1857.
262. Serraj R., Sinclair T.R. Osmolyte accumulation: can it really help increase crop yield under drought conditions? // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. P. 333 341.
263. Shabala S., Cuin T. A Potassium transport and plant salt tolerance // Physiol. Plant. 2008. V. 133, № 4. P. 651−690.
264. Shabala S., Pang J., Zhou M. Shabala L., Cuit T.A., Nick P., Wegner L.H. Electrical signaling and cytokinins mediate effects of light and root cutting on ion uptake in intact plants // Plant Cell Environ. 2009. V. 32. P. 194−207.
265. Shakirova F.M., Sakhabutdinova A.R., Bezrukova M.V., Fatkhutdinova R.A., Fatkhutdinova D.R. Changes in the hormonal status of wheat seedlings induced by salicylic acid and salinity // Plant Science. 2003. V. 164. P. 317−322.
266. Sharp R., Le Noble M. ABA, ethylene and the control of shoot and root growth under water stress // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 33−37.
267. Sharp R.E., Hsiao T.C., Silk W.K. Growth of the maize primary root at low water potentials. II. Role of growth and deposition of hexose and potassium in osmotic adjustment // Plant Physiol. 1990. V.93. P.1337−1346.
268. Shi H., Ishitani M., Wu S-J., Zhu J-K. The Arabidopsis thaliana salt tolerance gene SOS1 encodes a putative Na^YH* antiporter // PNAS. 2000. V. 97. P. 6896−6901.
269. Shi H., Quientero FJ., Pardo JM, Zhu J-K. The putative plasma membrane Na+transport in plants // Plant Cell. 2002. V. 14. P. 465−477.
270. Sibole J.V., Cabot C., Poschenrieder C., Barcelo J. Efficient leaf ion partitioning, an overriding condition for abscisic-acid-controlled stomatal and leaf growth responses to NaCl salinization in two legumes // J. Exp. Bot. 2003. V. 54. P. 2111−2119.
271. Siefritz F., Tyree M.T., Lovisolo C., Schubert A., Kaldenhoff R. PIP1 plasma membrane aquaporins in tobacco: from cellular effects to function in plants // Plant Cell. 2002. V. 14. P. 869.-876.
272. Silva T., Davies P.J. Elongation rates and endogenous indoleacetic acid levels in roots of pea mutants differing in internode length // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 804−812.
273. Slovik S, Baier M, Hartung W Compartmental distribution and redistribution of abscisic acid in intact leaves. I. Mathematical formulation // Planta. 1992. V. 187. P. 14−25.
274. Smets R., Le J., Prinsen E., Verbelen J-P, Van Onckelen H. Cytokinin-induced hypocotyl elongation in light-grown Arabidopsis plants with inhibited ethylene action or indole-3-acetic acid transport // Planta. 2005. V. 221. P. 39−47.
275. Smigocki A.C. Cytokinin content and tissue distribution in plants transformed by reconstructed isopentenyl transferase gene // Plant. Mol. Biol. 1991. V. 16, № l.P. 1−5-115.
276. Sohan D., Jasoni R., Zajicek J. Plant water relations of NaCI and calcium — treated sunflower plants// J. of Exp. Bot.- 1999. V.42. P. l 05−111.
277. Somashekaraiah B.V., Padmaja K., Prasad A.R.K. Phytotoxicity of cadmium ions on germinating seedlings of mung bean (Phaseolus vulgaris): involvement of lipid peroxides in chlorophyll degradation // Physiol. Plant. 1992. V. 85, № l.P. 85−89.
278. Sotta B., Sossountzov L., Maldiney R., Sabbagh I., Tachon P., Miginiac E. Abscisic acid localization by light microscopic immunohistochemistry in Chenopodium polyspermum L. Effect of water stress // J. Histochem. Cytochem. 1985. V. 33. P. 201−208.
279. Spiro M.D., Bowers J.F., Cosgrove D.J. A Comparison of oligogalacturonideand auxin-induced extracellular alkalinization and growth responses in roots of intact cucumber seedlings // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 895−903.
280. Stepanova A.N., Hoyt J.M., Hamilton A.A., Alonso J.M. A link between ethylene and auxin uncovered by the characterization of two root-specific ethylene-insensitive mutants in arabidopsis // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 22 302 242.
281. Steudle E, Peterson C. A How Does Water Get Through Roos? // J Exp Bot 1998. V. 49. P. 775−788.
282. Steudle E., Jescke WD. Water transport in barley roots // Planta. 1983. V. 177. P. 281−295.
283. Steudle E. Water uptake by roots: effects of water deficit // J. Exp. Bot. 2000. V. 51. P. 1531−1542.
284. Suga S., Komatsu S., Maeshima M. Aquaporin isoforms responsive to salt and water stresses and phytohormones in radish seedlings // Plant Cell Physiol. 2002. V. 43. № 10. P. 1229−1237.
285. Taleisnik E., Peyrano G., Cordoba A., Arias C. Water retention capacity in root segments differing in the degree of exodermis development // Ann. Bot. 1999. V. 83. P. 19−27.
286. Tang A.C., Boyer J.S. Growth induced water potentials and the growth of maize leaves // J. Exp. Bot. 2002. V.53. P.489−503.
287. Tardieu F. Plant tolerance to water deficit: physical limits and possibilities for progress // Geoscience. 2005. V. 337. P. 57−67.
288. Tardieu F., Davies WJ. Stomatal response to ABA is a function of current plant water status // Plant Physiol. 1992. — V. 92. — P. 540−545.
289. Teale W.D., Paponov I.A., Ditengou F., Palme K Auxin and the developing root of// Physiol. Plant. 2005. V. 123. P. 130−138.
290. Tester M., Davenport R. Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants // Ann. Bot. 2003. V. 91. P. 503−527.
291. Tester M., Leigh R.A. Partitioning of nutrient transport processes in roots. // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 445−457.
292. Thiel G., Lynch J., Lauchli A. Short term effects of salinity stress on the turgor and elongation of growing barley leaves // J. Plant Physiol. 1988. V. 132. P. 38−44.
293. Thomas JC., McElwain EF., Bohnert HJ. Convergernt induction of osmotic stress-responses: abscisic acid, cytokinin, and the effect of NaCI // Plant Physiol.-1992.-V. 100.-P. 416−423.
294. Thompson A.J., Mulholland B.J., Jackson A.C., McKee J.M.T., Hilton H., Symond R.C., Sonneveld T., Barbidge A., Stevenson P., Taylor I.B. Regulation and manipulation of ABA biosynthesis in roots // Plant Cell Environ. 2007. V. 30. P. 67−78.
295. Trejo C.L., Davies W.J. Drought-induced closure of Phaseolus vulgaris L. stomata precedes leaf water deficit and any increase in xylem ABA concentration. J.Exp. Bot. 1991. V. 42. P. 1507−1515.
296. Trewavas A. How do plant growth substances work? // Plant Cell Environ. 1981. V. 4,№ l.P. 203−228.
297. Tyerman SD, Bohnert SJ, Maurel C, Steudle E, Smith JAC. Plant aquaporines: their molecular biology, biophysics and significance for plant relations //J. Exp. Bot. 1999. V. 50. P. 1055−1071.
298. Urao T, Yakubov B, Satoh R, Yamaguchi-Shinozaki K, Seki M, Hirayama T, Shinozaki K. A transmembrane hybrid-type histidine kinase in Arabidopsis functions as an osmosensor // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 1743−1754.
299. Van Loven K., Beinsberger S., Valcke R. et al. Morphometric analysis of the growth of Phsh70-ipt transgenic tocacco plants // J. Exp. Bot. 1993. V. 44, № 268. P. 1671−1676.
300. Vandeleur R., Christa Niemietz C., Joanne Tilbrook J., Stephen D., Tyerman S.D. Roles of aquaporins in root responses to irrigation // Plant Soil. 2005. V. 274 P. 141−161.
301. Vandenbussche F., Van Der Straeten D. One for all and all for one: crosstalk of multiple signals controlling the plant phenotype // J. Plant Growth Regul. 2007. V. 26. P. 178−187.
302. Verslues P.E., Agarwal M., Katiyar-Agarwal S., Zhu J., Zhu J.-K. Methods and concepts in quantifying resistance to drought, salt and freezing, abiotic stresses that affect plant water status // Plant J. 2006. V. 45. P. 523−539.
303. Veselov S.U., Kudoyarova G.R., Egutkin N.L., Gyuli-Zade V.Z., Mustafina A.R., Kof E.M. Modified solvent partitioning scheme providing increased specificity and rapidity of immunoassay for IAA // Physiol Plantarum. 1992. — V. 86. — P. 93−96.
304. Volkov V., Wang B., Dominy W., Amtmann A. Thellungiella halophila, a salt-tolerant relative of Arabidopsis thaliana, possesses effective mechanisms to discriminate between potassium and sodium // Plant. Cell Environ. 2003. V. 27. P. 1−14.
305. Vysotskaya L.B., Arkhipova T.N., Timergalina L.N., Kudoyarova G.R. Effect of partial root excision on shoot water relations, IAA content and leaf extension in wheat seedlings // J. Plant Physiol. 2003. V 160. P. 1011−1015.
306. Vysotskaya L.B., Kudoyarova G.R., Veselov S., Jones H.G. Unusual stomatal behaviour on partial root excision in wheat seedlings // Plant Cell Environ. 2004. V. 27. P. 69−77.
307. Wagner B.M., Beck E. Cytokinins in Urtica Dionica plants: production, metabolism and fluxes// Physiology and Biochemistry of Cytokinins in Plants / Ed. M. Kaminek, D.W.S. Mok, E.Zazimalova. Proc. Int. Symp. Amsterdam: Kluwer Publ. 1992. P. 53−57.
308. Walch-Liu P., Ivanov I.I., Filleur S., Gan Y., Remans T., Forde B.G. Nitrogen regulation of root branching // Ann. Bot. 2006. V. 97, № 5. P. 875−881.
309. Wan X., Steudle E., Hartung W. Gating of water channels (aquaporins) in cortical cells of young corn roots by mechanical stimuli (pressure pulses): effects of ABA and HgCl2 // J. Exp. Bot. 2004. V. 55. P. 411−422.
310. Wang J.J., Zhou R., Zhou Y. Endogenous levels of ABA and cytokinins and their relation to stomatal behavior in dayflower (Commelina communos L.) // J. Plant Physiol. 1994. V. 144, № 1. P. 45−48.
311. Wang T-B., Gassmann W, Rubio F., Schroeder J.I. Glass ADM. Rapid up-regulation of HKT1, a high-affinity potassium transporter gene, in roots of barley and wheat following withdrawal of potassium // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 651−659.
312. Wasilewska A., Vlad F., Sirichandra C., Redko Y., Jammes F., Valon C., Frey N.F. Leung J. An Update on abscisic acid signaling in plants and more // Mol. Plant. 2008. V. l.P. 198−217.
313. Watson R., Pritchard J., Malone M. Direct measurement of sodium and potasioum in trsnapiration stream of salt excluding and non excluding varieties of wheat//J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 1873−1881.
314. Webb A.A.R., Baker A.J. Stomatal biology: new techniques, new challenges // New Phytol. 2002. V. 153 P. 365 -370.
315. Wei W., Bilsborrow P., Hooley P., Fincham D., Forster B. Variation between two near isogenic barley (Hordeum vulgare) cultivars in expression of the B subunit of the vacuolar ATPase in response to salinity // Hereditas. 2001. V. 135. P. 227−231.
316. Went F.W., Thimman K.V. Phytohormones. New York: Macmillan. 1937.208 p.
317. West G, Inze D., Beemster G.T.S. Cell Cycle Modulation in the Response of the Primary Root of Arabidopsis to Salt Stress // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 1050−1058.
318. Westgate ME, Boyer JS Osmotic adjustment and the inhibition of leaf, root, stem and silk growth at low water potentials in maize // Planta 1985. V. 164 P. 540−549.
319. White P.J., Broadly M.R. Chloride in soils and its uptake and movement within the plant: a review // Ann. Bot. 2001. V. 88. P. 967−988.
320. White PJ. The molecular mechanism of sodium influx to root cells // Trends Plant Science. 1999. V. 4. P. 245−246.
321. Winikov I. New molecular approaches to improve salt tolerance in crop plants // Ann. Bot. 1998. V. 82. P. 703−710.
322. Wolf O., Jeschke W.D., Hartung W. Long distance transport of abscisic acid in NaCI treated plants of Lupinus albus // J. of Exp. Bot.- 1990. V. 41. P.593−600.
323. Wright S.T.C., Hiron R.W.P. (+) abscisic acid, the growth inhibitor induced in detached wheat leaves by a period of wilting // Nature. 1969. V. 224. P. 719−720.
324. Wu S-J., Ding L., Zhu J-K. SOS1, a genetic locus essential for last tolerance and potassium acquisition // Plant Cell. 1996. V. 8. P. 617−627.
325. Wu Y., Meeley R.B., Cosgrove D.J. Analysis and expression of the alpha-expansin and beta-expansin gene families in Maize // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 222 232.
326. Xiong L., Zhu J-K. Regulation of abscisic acid biosynthesis // Plant Physiol. September 2003. V. 133. P. 29−36.
327. Yamagami M., Haga K., Napier R.M., lino M. Two distinct signaling pathways participate in auxin-induced swelling of pea epidermal Protoplasts // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 735−747.
328. Yeo A. Molecular biology of salt tolerance in the context of whole-plant physiology. J. Exp. Bot. 1998. V. 49. № 323. P. 915−929.
329. Yeo AR, Caporn SJM, Flowers TJ. The effects of salinity upon photosynthesis in Rice (Oriza sativa L.): gas exchange by individual leaves in relation to their salt content // J. Exp Botany. 1985. 36. 1240−1248.
330. Zeevaart J.A.D., Creelman R.A. Metabolism and physiology of abscisic acid // Annu. Rev. Plant Physiol.- 1988. V. 39. P. 439−473.
331. Zhang J., Davies W.J. Abscisic acid produced in dehydrating roots may enable the plant to measure the water status of the soil. // Plant Cell Environ. -1989. — V. 12.-P. 73−81.
332. Zhang J and Davies WJ. Does ABA in the xylem control the rate of leaf growth in soil-dried maize and sunflower plants? // J. Exp. Bot. 1990. V. 41. P. 1125−1132.
333. Zhang J., Nguyen H.T. & Blum A. Genetic analysis of osmotic adjustment in crop plants // J. Exp Bot. 1999. V. 50. P. 291−302.
334. Zhang JZ, Creelman RA.,Zhtf J-K. From laboratory to field. Using information from Arabidopsis to engineer salt, cold, and drought tolerance in crops // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 615−621.
335. Zhao K., Munns R., King R.W. Abscisic acid synthesis in NaCI treated barley, cotton and saltbush // Aust. J. of Plant Physiol.- 1991. V. 18. — P. 17−24.
336. Zhu C., Schraut D., Hartung W., Schafiher A.R. Differential responses of maize MIP genes to salt stress and ABA // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 2971 -2981.
337. Zhu J.-K. Genetic analysis of plant salt tolerance using Arabidopsis. Plant Physiol. 2000. V. 124. P. 941−948.
338. Zhu J.-K., Liu J., Xiong L. Genetic analysis of salt tolerance in Arabidopsis: Evidence for critical role of potassium nutrition // Plant Cell. 1998. V. 10. P. 11 811 191.
339. Zhu J-K. Salt and drought stress signal transduction in plants // Ann. Rev. Plant Biol. 2002. V. 53. P. 247−273.
340. Zimmermann HM, Hartmann K, Schreiber L, Steudle E. Chemical composition of apoplastic transport barriers in relation to radial conductivity of com roots (Zea mays L.) // Planta. 2000. V. 210. P. 302−311.