Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Экспрессия маркеров клеток-предшественников и факторов ангиогенеза стромальными клетками жировой ткани

Диссертация: Экспрессия маркеров клеток-предшественников и факторов ангиогенеза стромальными клетками жировой ткани
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Сердечно-сосудистые заболевания являются наиболее частой причиной смертности во всем мире. Традиционные методы лечения данных заболеваний — медикаментозная терапия и хирургическое вмешательство (ангиопластика и аортокоронарное шунтирование). Каждый из этих подходов имеет свои недостатки: медикаментозное лечение — низкую эффективность, ангиопластика — необходимость повторения процедуры каждые… Читать ещё >

Содержание

  • Список сокращений
  • Обзор литературы
  • Концепция роста и развития сосудистой сети
  • Васкулогенез. Предшественники эндотелиальных клеток
  • Гипоксия — механизм запуска ангиогенеза
  • Ангиогенез. Стабилизация стенки сосуда
  • Артериогенез. Ремоделирование стенки сосуда
  • Лейкоциты и тромбоциты в ангиогенезе
  • Протеазы в ангиогенезе и артериогенезе
  • Генная терапия
  • Генетические векторы
  • Факторы, используемые для стимуляции ангиогенеза
  • Клетки организма как основа клеточной терапии
  • Представление о терапевтическом воздействии клеток
  • Эмбриональные стволовые клетки
  • Моноядерные клетки костного мозга
  • Мезенхимальные стволовые клетки
  • Предшественнники эндотелиальных клеток
  • Миобласты
  • Зрелые дифференцированные клетки взрослого организма
  • Стромальные клетки жировой ткани
  • Нейрональная дифференциация
  • Дифференциация СКЖТ в клетки соединительной ткани
  • Дифференциация СКЖТ в жировую ткань
  • Дифференциация СКЖТ в костную ткань
  • Дифференциация СКЖТ в хрящевую ткань
  • Дифференциация СКЖТ в миогенную ткань
  • Дифференциация СКЖТ в кардиомиоциты
  • Клональный анализ клеток СКЖТ
  • СКЖТ и гематопоэз
  • Материал и методы исследования
  • Эксперименты с культурами клеток
  • Выделение стромальных клеток жировой ткани
  • Выделение клеток из жировой ткани человека
  • Выделение клеток из жирового отложения мыши
  • Культивирование СКЖТ
  • Анализ экспрессии антигенов на поверхности клеток
  • Культивирование СКЖТ человека в условиях гипоксии
  • Анализ способности СКЖТ человека к адипоцитарной дифференциации
  • Молекулярные и биохимические эксперименты
  • Анализ накопления факторов, секретируемых СКЖТ человека, в среде культивирования
  • Определение активности бета-галактозидазы
  • Анализ экспрессии мРНК СКЖТ человека
  • Выделение РНК
  • Реакция обратной транскрипции и полимеразно-цепная реакция в реальном времени
  • Анализ влияния среды культивирования СКЖТ человека на рост ЭК
  • Трансфекция СКЖТ человека
  • Плазмидная трансфекция клеток
  • Трансфекция клеток аденовирусом
  • Трансфекция клеток лентивирусом
  • Эксперименты на животных
  • Имплантация чСКЖТ в матригеле
  • Оценка выживаемости и миграции клеток
  • Модель ишемии нижней конечности мыши и трансплантация СКЖТ
  • Измерение кровотока
  • Иммуногистохимический анализ
  • Подготовка тканей
  • Детектирование антигена мыши СЭ31 на срезах мышц и матригелей
  • Детектирование антигенов человека СЭЗ1 и СЭ34 на срезах жировой ткани и щитовидной железы
  • Подсчет капилляров
  • Статистическая обработка данных
  • Результаты исследования
  • Выделение и культивирование СКЖТ человека
  • Выделение и культивирование СКЖТ мыши
  • Экспрессия антигенов на поверхности СКЖТ человека
  • Экспрессия антигенов на поверхности СКЖТ мыши
  • Влияние среды культивирования СКЖТ человека на способность клеток к адипоцитарной дифференциации
  • Экспрессия факторов роста СКЖТ человека
  • Влияние среды культивирования СКЖТ человека на пролиферацию эндотелиальных клеток
  • Развитие сосудистой сети в клеточном имплантате
  • Влияние системного введения СКЖТ человека на ангиогенез и восстановление кровотока в конечности мыши
  • Анализ эффективности трансфекции СКЖТ человека
  • Оценка выживания и миграции в мышечной ткани локально введенных чСКЖТ Анализ влияния высокалорийной диеты на аккумуляцию СКЖТ в жировой ткани мыши
  • Обсуждение результатов
  • СКЖТ: анализ антигенов
  • Влияние диеты на аккумуляцию СКЖТ
  • Терапевтический потенциал СКЖТ
  • Повышение терапевтического эффекта СКЖТ
  • Возможные побочные эффекты использования СКЖТ
  • Выводы

Экспрессия маркеров клеток-предшественников и факторов ангиогенеза стромальными клетками жировой ткани (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Сердечно-сосудистые заболевания являются наиболее частой причиной смертности во всем мире. Традиционные методы лечения данных заболеваний — медикаментозная терапия и хирургическое вмешательство (ангиопластика и аортокоронарное шунтирование). Каждый из этих подходов имеет свои недостатки: медикаментозное лечение — низкую эффективность, ангиопластика — необходимость повторения процедуры каждые три-пять лет, аортокоронарное шунтирование — необходимость проведения операции на открытом сердце. Кроме того, перечисленные методы лечения являются весьма дорогостоящими.

Одними из наиболее приоритетных направлений современной биомедицины и биотехнологии являются клеточная и тканевая трансплантологии. Огромное значение для пластической и восстановительной хирургии имеет аутологическая трансплантация клеток и тканей. Они всё шире применяются для восстановления тканей после удаления раковых образований, для замещения костных и хрящевых дефектов, а также для восстановления кожного покрова после ожогов. Исследования последних лет показали огромный потенциал клеточной трансплантологии для восстановления повреждений тканей сердца и мозга, вызванных инфарктами, инсультами и дегенеративными заболеваниями, а также при лечении ишемических болезней нижних конечностей и восстановлении функций печени и стимуляции кроветворения.

С точки зрения лабораторных и клинических испытаний в клеточной терапии наиболее изученными на данный момент являются эмбриональные стволовые клетки [13], скелетные миобласты [4−6], мезенхимальные клетки костного мозга (МККМ) [7, 8] и культивированные предшественники эндотелиальных клеток [7, 9, 10].

Несмотря на наличие терапевтического эффекта для многих типов клеток, сложность их получения в достаточном количестве и невозможность рутинного использования по этическим причинам (в случае эмбриональных стволовых клеток), а также болезненность процедуры получения клеток у пациентов (например, скелетных миобластов и МККМ), приводят к необходимости поиска других источников мультипотентных клеток.

Недавно было обнаружено, что в жировой ткани человека сконцентрирована популяция С034-позитивных (СЭ34+) клеток [11]. Экспрессия антигена С034 характерна для гематопоэтических клеток-предшественников [12−14], субпопуляций эндотелиальных клеток мелких сосудов [15−17], а также для субпопуляций стомальных клеток и их предшественников в костном мозге и ряде других органов [18−20]. Ранее было показано, что С034+ клетки способны дифференцироваться в эндотелиальные [21, 22] игладкомышечные клетки [22], а также в эпителиальные и нейрональные клетки [23]. Весьма вероятно, что клетки, полученные при обработке жировой ткани, представляют собой мультипотентные клетки стромы, принимающие участие в формировании жирового отложения [24].

Одним из наиболее важных преимуществ стромальных клеток жировой ткани при возможном их использовании в терапевтических целях является относительная легкость их выделения из ткани в значительном количестве. В результате ферментативной обработки коллагеназой образцов жировой ткани, полученной в результате косметической липосакции или в ходе хирургического удаления жирового отложения, выделяется суспензия отдельных клеток. Последующее центрифугирование полученной суспензии приводит к формированию осадочной фракции клеток, содержащей высокий процент СБ34+ клеток [25, 26].

Работы, проведенные группами иследователей в США, Германии, Франции и Японии, продемонстрировали, что популяция клеток, выделенная с помощью коллагеназной обработки жировой ткани, обладает способностью дифференцироваться в различные типы клеток. При культивировании в специально подобранных условиях клетки, относящиеся к стромальной, а не к адипоцитарной фракции жировой ткани, были способны дифференцироваться в адипоциты, хондроциты, в клетки костной ткани и другие типы клеток [27, 28].

К настоящему времени стромальные клетки жировой ткани (СКЖТ) были выделены из таких биологических видов, как человек [28], свинья [29], крыса [30, 31] и мышь [32]. Все популяции клеток, выделенные из разных видов, хотя и отличаются по набору основных маркеров, представленных на их мембранах, тем не менее содержат высокий процент клеток, обладающих схожей способностью дифференцироваться в различные типы клеток.

Цель данной работы заключалась в изучении проангиогенных свойств стромальных клеток жировой ткани и возможности их использования для стимуляции ангиогенеза при ишемии тканей в экспериментах на животных.

Для достижения этой цели необходимо было решить следующие экспериментальные задачи:• подобрать оптимальную методику выделения и культивирования СКЖТ человека и мыши-• проанализировать уровень экспрессии маркерных антигенов клеток-предшественников и эндотелиальных клеток на поверхности СКЖТ человека имыши, а также динамику экспрессии этих антигенов в процессе культивирования с помощью метода иммунофлюоресценции-• оценить экспрессию и секрецию СКЖТ ряда ангиогенных факторов роста в условиях нормоксии и гипоксии с помощью ПЦР в реальном времени и ИФА-• исследовать влияние культуральной среды СКЖТ, культивировавшихся в условиях нормоксии и гипоксии, на жизнеспособность и пролиферацию эндотелиальных клеток-• подобрать оптимальный метод трансфекции СКЖТ генетическими векторами различных типов и оценить динамику экспрессии трансгенов после различных методов трансфекции-• изучить способность СКЖТ стимулировать ангиогенез на моделях подкожного имплантанта и ишемии задней конечности мыши-• изучить влияние высококалорийной диеты на аккумуляцию мультипотентных клеток в жировой ткани.

В ходе данной работы впервые было показано, что гетерогенная популяция свежевыделенных СКЖТ содержит высокий процент клеток, экспрессирующих антигены клеток-предшественников (СБ34 для человека и 8са-1 для мыши) — проведен анализ динамики экспрессии маркеров клеток-предшественников в процессе культивирования СКЖТ и показано обогащение популяции СКЖТ человека клетками, несущими маркеры мезенхимальных клеток костного мозга и уменьшение клеток, экспрессирующих антиген СЭ34.

Установлено, что СКЖТ человека секретируют в значительном количестве такие ангиогенные факторы, как УБвР, НОР, ЪРСР и др.- экспрессия и секреция этих факторов усиливается в 2−5 раз при культивировании клеток в условиях гипоксии.

Показано, что продукты секреции СКЖТ человека способствуют выживанию и пролиферации эндотелиальных клеток, а также стимулируют развитие сосудистой сети в подкожных имплантантах матригеля у мыши. Внутривенное введение иммунодефицитным мышам СКЖТ человека способствует восстановлению кровотока и предотвращению развития некроза стопы в ишемизированной конечности мыши.

Установлено, что СКЖТ человека поддаются трансфекции с высокой эффективностью вне зависимости от используемого вектора (плазмида, аденоили лентивирус). Показано, что высококалорийная диета вызывает аккумуляцию СКЖТ мыши в жировом отложении.

Результаты данной работы могут служить основой для разработки новых технологий использования стромальных клеток жировой ткани для аутологической клеточной трансплантации с целью стимуляции ангиогенеза при заболеваниях сердечно-сосудистой системы, связанных с нарушением кровоснабжения тканей, а также для их использования в качестве переносчиков терапевтических генов.

выводы.

1. Отработана методика выделения и культивирования стромальных клеток жировой ткани человека и мыши.

2. Популяции свежевыделенных СКЖТ гетерогенны и характеризуются высоким содержанием клеток, экспрессирующих антигены низкодифференцированных клеток-предшественников — СБ34 в случае клеток человека и 8са-1 — в случае мыши. По мере культивирования СКЖТ человека наблюдается обогащение популяции клетками, несущими маркеры мезен-химальных клеток костного мозга (>90%), и снижение доли С034-позитивных клеток. Продолжительное культивирование СКЖТ мыши приводит к обогащению популяции 8са-1 позитивными клетками, вплоть до 98%.

3. Стромальные клетки жировой ткани человека секретируют широкий набор проангиогенных факторов, таких как УЕСР, ЬРвР, РЮР и др., экспрессия которых усиливается в условиях гипоксии.

4. Гипоксия стимулирует пролиферацию СКЖТ человека, а среда культивирования СКЖТ обеспечивает выживаемость эндотелиальных клеток и стимулирует их пролиферацию в обедненной ростовыми факторами среде.

5. Имплантация СКЖТ человека в матригеле под кожу иммунодефицитным мышам стимулирует развитие капиллярной сети в имплантате, а внутривенное введение этих клеток мышам с ишемией задней конечности стимулирует ангиогенез в ишемизированных скелетных мышцах, что приводит к восстановлению кровотока в конечности.

6. При введении СКЖТ человека в мышцы задней конечности иммунодефицитных мышей до 20% клеток выживают в течение первой недели и мигрируют из области введения.

7. Стромальные клетки жировой ткани человека поддаются плазмидной, аденои лентивирусным трансфекциям с высокой эффективностью, сохраняют высокую экспрессию трансгена до 14 — 30 дней. СКЖТ, трансфицированные плазмидой, кодирующей УЕвР, секретируют в среду культивирования в 20 раз больше УЕвР, чем интактные клетки.

8. Высококалорийная диета, приводящая к развитию жирового отложения, повышает общее количество выделяемых СКЖТ, но не оказывает значительного влияния на соотношение популяций клеток в выделяемых образцах.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Klug MG, Soonpaa MH, Koh GY, Field LJ: Genetically selected cardiomyocytes from differentiating embronic stem cells form stable intracardiac grafts. J Clin Invest 1996−98:216−224.
  2. Smith AG: Embryo-derived stem cells: of mice and men. Annu Rev Cell Dev Biol 2001−17:435−462.
  3. Yamashita J, Itoh H, Hirashima M, Ogawa M, Nishikawa S, Yurugi T, Naito M, Nakao K: Flkl-positive cells derived from embryonic stem cells serve as vascular progenitors. Nature 2000−408:92−96.
  4. Menasche P: Skeletal muscle satellite cell transplantation. Cardiovasc Res 2003−58:351 357.
  5. Kawamoto A, Gwon HC, Iwaguro H, Yamaguchi JI, Uchida S, Masuda H, Silver M, Ma H, Kearney M, Isner JM, Asahara T: Therapeutic potential of ex vivo expanded endothelial progenitor cells for myocardial ischemia. Circulation 2001−103:634−637.
  6. Masuda H, Kalka C, Asahara T: Endothelial progenitor cells for regeneration. Hum Cell 2000- 13:153−160.
  7. Stashower M, Smith K, Williams J, Skelton H: Stromal progenitor cells present within liposuction and reduction abdominoplasty fat for autologous transfer to aged skin. Dermatol Surg 1999−25:945−949.
  8. Andrews RG, Singer JW, Bernstein ID: Monoclonal antibody 12−8 recognizes a115. kd molecule present on both unipotent and multipotent hematopoietic colony-forming cells and their precursors. Blood 1986−67:842−845.
  9. Civin CI, Strauss LC, Brovall C, Fackler MJ, Schwartz JF, Shaper JH: Antigenic analysis of hematopoiesis. III. A hematopoietic progenitor cell surface antigen defined by a monoclonal antibody raised against KG-la cells. J Immunol 1984−133:157−165.
  10. Katz FE, Tindle R, Sutherland DR, Greaves MF: Identification of a membrane glycoprotein associated with haemopoietic progenitor cells. Leuk Res 1985−9:191−198.
  11. Baumheter S, Singer MS, Henzel W, Hemmerich S, Renz M, Rosen SD, Lasky LA: Binding of L-selectin to the vascular sialomucin CD34. Science 1993−262:436−438.
  12. Delia D, Lampugnani MG, Resnati M, Dejana E, Aiello A, Fontanella E, Soligo D, Pierotti MA, Greaves MF: CD34 expression is regulated reciprocally with adhesion molecules in vascular endothelial cells in vitro. Blood 1993−81:1001−1008.
  13. Fina L, Molgaard HV, Robertson D, Bradley NJ, Monaghan P, Delia D, Sutherland DR, Baker MA, Greaves MF: Expression of the CD34 gene in vascular endothelial cells. Blood 1990−75:2417−2426.
  14. Garcia-Pacheco JM, Oliver C, Kimatrai M, Blanco FJ, Olivares EG: Human decidual stromal cells express CD34 and STRO-1 and are related to bone marrow stromal precursors. Mol Hum Reprod 2001 -7:1151−1157.
  15. Kuroda N, Nakayama H, Miyazaki E, Hayashi Y, Toi M, Hiroi M, Enzan H: Distribution and role of CD34-positive stromal cells and myofibroblasts in human normal testicular stroma. Histol Histopathol 2004−19:743−751.
  16. Simmons PJ, Torok-Storb B: CD34 expression by stromal precursors in normal human adult bone marrow. Blood 1991−78:2848−2853.
  17. Wijelath ES, Rahman S, Murray J, Patel Y, Savidge G, Sobel M: Fibronectin promotes VEGF-induced CD34 cell differentiation into endothelial cells. J Vase Surg 2004−39:655−660.
  18. Yeh ET, Zhang S, Wu HD, Korbling M, Willerson JT, Estrov Z: Transdifferentiation of human peripheral blood CD34±enriched cell population into cardiomyocytes, endothelial cells, and smooth muscle cells in vivo. Circulation 2003- 108:20 702 073.
  19. Zhao Y, Glesne D, Huberman E: A human peripheral blood monocyte-derived subset acts as pluripotent stem cells. Proc Natl Acad Sci U S A 2003−100:2426−2431.
  20. Ailhaud G, Grimaldi P, Negrel R: Cellular and molecular aspects of adipose tissue development. Annu Rev Nutr 1992−12:207−233.
  21. Rehman J, Traktuev D, Li J, Merfeld-Clauss S, Temm-Grove CJ, Bovenkerk JE, Pell CL, Johnstone BH, Considine RV, March KL: Secretion of angiogenic and antiapoptotic factors by human adipose stromal cells. Circulation 2004−109:1292−1298.
  22. Zuk PA, Zhu M, Ashjian P, De Ugarte DA, Huang JI, Mizuno H, Alfonso ZC, Fraser JK, Benhaim P, Hedrick MH: Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol Biol Cell 2002−13:4279−4295.
  23. Gronthos S, Franklin DM, Leddy HA, Robey PG, Storms RW, Gimble JM: Surface protein characterization of human adipose tissue-derived stromal cells. J Cell Physiol 2001−189:54−63.
  24. Tchoukalova YD, Hausman DB, Angelova K, Hausman GJ: Tumor necrosis factor-alpha binding in porcine primary stromal-vascular cell cultures. In Vitro Cell Dev Biol Anim 2001−37:303−309.
  25. Huang JI, Beanes SR, Zhu M, Lorenz HP, Hedrick MH, Benhaim P: Rat extramedullary adipose tissue as a source of osteochondrogenic progenitor cells. Plast Reconstr Surg 2002−109:1033−1041- discussion 1042−1033.
  26. Tholpady SS, Katz AJ, Ogle RC: Mesenchymal stem cells from rat visceral fat exhibit multipotential differentiation in vitro. Anat Rec 2003−272A:398−402.
  27. Cousin B, Andre M, Arnaud E, Penicaud L, Casteilla L: Reconstitution of lethally irradiated mice by cells isolated from adipose tissue. Biochem Biophys Res Commun 2003−301:1016−1022.
  28. Noden DM: Embryonic origins and assembly of blood vessels. Am Rev Respir Dis 1989−140:1097−1103.
  29. Asahara T, Takahashi T, Masuda H, Kalka C, Chen D, Iwaguro H, Inai Y, Silver M, Isner JM: VEGF contributes to postnatal neovascularization by mobilizing bone marrow-derived endothelial progenitor cells. Embo J 1999−18:3964−3972.
  30. Rafii S: Circulating endothelial precursors: mystery, reality, and promise. J Clin Invest 2000−105:17−19.
  31. Lin Y, Weisdorf DJ, Solovey A, Hebbel RP: Origins of circulating endothelial cells and endothelial outgrowth from blood. J Clin Invest 2000−105:71−77.
  32. McBride JL, Ruiz JC: Ephrin-Al is expressed at sites of vascular development in the mouse. Mech Dev 1998−77:201−204.
  33. Takahashi T, Kalka C, Masuda H, Chen D, Silver M, Kearney M, Magner M, Isner JM, Asahara T: Ischemia- and cytokine-induced mobilization of bone marrow-derived endothelial progenitor cells for neovascularization. Nat Med 1999−5:434−438.
  34. Asahara T, Isner JM: Endothelial progenitor cells for vascular regeneration. J Hematother Stem Cell Res 2002- 11:171−178.
  35. Murayama T, Asahara T: Bone marrow-derived endothelial progenitor cells for vascular regeneration. Curr Opin Mol Ther 2002−4:395−402.
  36. Reyes M, Dudek A, Jahagirdar B, Koodie L, Marker PH, Verfaillie CM: Origin of endothelial progenitors in human postnatal bone marrow. J Clin Invest 2002−109:337−346.
  37. Ferrara N: Role of vascular endothelial growth factor in the regulation of angiogenesis. Kidney Int 1999−56:794−814.
  38. Ferrara N, Carver-Moore K, Chen H, Dowd M, Lu L, O’Shea KS, Powell-Braxton L, Hillan KJ, Moore MW: Heterozygous embryonic lethality induced by targeted inactivation of the VEGF gene. Nature 1996−380:439−442.
  39. Shalaby F, Ho J, Stanford WL, Fischer KD, Schuh AC, Schwartz L, Bernstein A, Rossant J: A requirement for Flkl in primitive and definitive hematopoiesis and vasculogenesis. Cell 1997−89:981−990.
  40. Fong GH, Zhang L, Bryce DM, Peng J: Increased hemangioblast commitment, not vascular disorganization, is the primary defect in flt-1 knock-out mice. Development 1999−126:3015−3025.
  41. Rehman J, Li J, Orschell CM, March KL: Peripheral blood «endothelial progenitor cells» are derived from monocyte/macrophages and secrete angiogenic growth factors. Circulation 2003−107:1164−1169.
  42. Mikkola HK, Orkin SH: The search for the hemangioblast. J Hematother Stem Cell Res 2002−11:9−17.
  43. Suda T, Takakura N, Oike Y: Hematopoiesis and angiogenesis. Int J Hematol 2000−71:99−107.
  44. Takakura N, Watanabe T, Suenobu S, Yamada Y, Noda T, Ito Y, Satake M, Suda T: A role for hematopoietic stem cells in promoting angiogenesis. Cell 2000−102:199−209.
  45. Salven P, Hattori K, Heissig B, Rafii S: Interleukin-1 alpha promotes angiogenesis in vivo via VEGFR-2 pathway by inducing inflammatory cell VEGF synthesis and secretion. Faseb J 2002−16:1471−1473.
  46. Banai S, Shweiki D, Pinson A, Chandra M, Lazarovici G, Keshet E: Upregulation of vascular endothelial growth factor expression induced by myocardial ischaemia: implications for coronary angiogenesis. Cardiovasc Res 1994−28:1176−1179.
  47. Jiang BH, Rue E, Wang GL, Roe R, Semenza GL: Dimerization, DNA binding, and transactivation properties of hypoxia-inducible factor 1. J Biol Chem 1996−271:17 771−17 778.
  48. Semenza GL: HIF-1 and human disease: one highly involved factor. Genes Dev 2000−14:1983−1991.
  49. Cormier-Regard S, Nguyen SV, Claycomb WC: Adrenomedullin gene expression is developmentally regulated and induced by hypoxia in rat ventricular cardiac myocytes. J Biol Chem 1998−273:17 787−17 792.
  50. Feldser D, Agani F, Iyer NV, Pak B, Ferreira G, Semenza GL: Reciprocal positive regulation of hypoxia-inducible factor 1 alpha and insulin-like growth factor 2. Cancer Res 1999−59:3915−3918.
  51. Liu Y, Cox SR, Morita T, Kourembanas S: Hypoxia regulates vascular endothelial growth factor gene expression in endothelial cells. Identification of a 5' enhancer. Circ Res 1995−77:638−643.
  52. Maxwell PH, Wiesener MS, Chang GW, Clifford SC, Vaux EC, Cockman ME, Wykoff CC, Pugh CW, Maher ER, Ratcliffe PJ: The tumour suppressor protein VHL targets hypoxia-inducible factors for oxygen-dependent proteolysis. Nature 1999−399:271−275.
  53. Iyer NV, Kotch LE, Agani F, Leung SW, Laughner E, Wenger RH, Gassmann M, Gearhart JD, Lawler AM, Yu AY, Semenza GL: Cellular and developmental control of 02 homeostasis by hypoxia-inducible factor 1 alpha. Genes Dev 1998−12:149−162.
  54. Palmer LA, Semenza GL, Stoler MH, Johns RA: Hypoxia induces type II NOS gene expression in pulmonary artery endothelial cells via HIF-1. Am J Physiol 1998−274:L212−219.
  55. Six I, Kureishi Y, Luo Z, Walsh K: Akt signaling mediates VEGF/VPF vascular permeability in vivo. FEBS Lett 2002−532:67−69.
  56. Eliceiri BP, Paul R, Schwartzberg PL, Hood JD, Leng J, Cheresh DA: Selective requirement for Src kinases during VEGF-induced angiogenesis and vascular permeability. Mol Cell 1999−4:915−924.
  57. Gale NW, Yancopoulos GD: Growth factors acting via endothelial cell-specific receptor tyrosine kinases: VEGFs, angiopoietins, and ephrins in vascular development. Genes Dev 1999−13:1055−1066.
  58. Flaumenhaft R, Rifkin DB: The extracellular regulation of growth factor action. Mol Biol Cell 1992−3:1057−1065.
  59. Houck KA, Leung DW, Rowland AM, Winer J, Ferrara N: Dual regulation of vascular endothelial growth factor bioavailability by genetic and proteolytic mechanisms. J Biol Chem 1992−267:26 031−26 037.
  60. Naldini L, Vigna E, Bardelli A, Follenzi A, Galimi F, Comoglio PM: Biological activation of pro-HGF (hepatocyte growth factor) by urokinase is controlled by a stoichiometric reaction. J Biol Chem 1995−270:603−611.
  61. Carmeliet P: Fibroblast growth factor-1 stimulates branching and survival of myocardial arteries: a goal for therapeutic angiogenesis? Circ Res 2000−87:176−178.
  62. Suri C, Jones PF, Patan S, Bartunkova S, Maisonpierre PC, Davis S, Sato TN, Yancopoulos GD: Requisite role of angiopoietin-1, a ligand for the TIE2 receptor, during embryonic angiogenesis. Cell 1996−87:1171−1180.
  63. Holash J, Maisonpierre PC, Compton D, Boland P, Alexander CR, Zagzag D, Yancopoulos GD, Wiegand SJ: Vessel cooption, regression, and growth in tumors mediated by angiopoietins and VEGF. Science 1999−284:1994−1998.
  64. Papapetropoulos A, Fulton D, Mahboubi K, Kalb RG, O’Connor DS, Li F, Altieri DC, Sessa WC: Angiopoietin-1 inhibits endothelial cell apoptosis via the Akt/survivin pathway. J Biol Chem 2000−275:9102−9105.
  65. Suri C, McClain J, Thurston G, McDonald DM, Zhou H, Oldmixon EH, Sato TN, Yancopoulos GD: Increased vascularization in mice overexpressing angiopoietin-1. Science 1998−282:468−471.
  66. Ilan N, Mahooti S, Rimra DL, Madri JA: PEC AM-1 (CD31) functions as a reservoir for and a modulator of tyrosine-phosphorylated beta-catenin. J Cell Sei 1999- 112 Pt 18:3005−3014.
  67. Huynh-Do U, Stein E, Lane AA, Liu H, Cerretti DP, Daniel TO: Surface densities of ephrin-Bl determine EphB 1-coupled activation of cell attachment through alphavbeta3 and alpha5betal integrins. Embo J 1999−18:2165−2173.
  68. Shima DT, Mailhos C: Vascular developmental biology: getting nervous. Curr Opin Genet Dev 2000−10:536−542.
  69. Wilkinson DG: Eph receptors and ephrins: regulators of guidance and assembly. Int Rev Cytol 2000−196:177−244.
  70. Knudsen KA, Frankowski C, Johnson KR, Wheelock MJ: A role for Cadherins in cellular signaling and differentiation. J Cell Biochem Suppl 1998−30−31:168−176.
  71. Brooks PC, Clark RA, Cheresh DA: Requirement of vascular integrin alpha v beta 3 for angiogenesis. Science 1994−264:569−571.
  72. Brooks PC, Montgomery AM, Rosenfeld M, Reisfeld RA, Hu T, Klier G, Cheresh DA: Integrin alpha v beta 3 antagonists promote tumor regression by inducing apoptosis of angiogenic blood vessels. Cell 1994−79:1157−1164.
  73. Sottile J: Regulation of angiogenesis by extracellular matrix. Biochim Biophys Acta 2004−1654:13−22.
  74. Benjamin LE, Hemo I, Keshet E: A plasticity window for blood vessel remodelling is defined by pericyte coverage of the preformed endothelial network and is regulated by PDGF-B and VEGF. Development 1998−125:1591−1598.
  75. Jain RK: Molecular regulation of vessel maturation. Nat Med 2003−9:685−693.
  76. Lindahl P, Bostrom H, Karlsson L, Hellstrom M, Kaien M, Betsholtz C: Role of platelet-derived growth factors in angiogenesis and alveogenesis. Curr Top Pathol 1999−93:27−33.
  77. Carmeliet P: Developmental biology. One cell, two fates. Nature 2000−408:43, 45.
  78. Dettman RW, Denetclaw W, Jr., Ordahl CP, Bristow J: Common epicardial origin of coronary vascular smooth muscle, perivascular fibroblasts, and intermyocardial fibroblasts in the avian heart. Dev Biol 1998−193:169−181.
  79. Carmeliet P: Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med 2000−6:389−395.
  80. Carmeliet P, Jain RK: Angiogenesis in cancer and other diseases. Nature 2000−407:249−257.
  81. O’Reilly MS, Boehm T, Shing Y, Fukai N, Vasios G, Lane WS, Flynn E, Birkhead JR, Olsen BR, Folkman J: Endostatin: an endogenous inhibitor of angiogenesis and tumor growth. Cell 1997−88:277−285.
  82. O’Reilly MS, Holmgren L, Shing Y, Chen C, Rosenthal RA, Moses M, Lane WS, Cao Y, Sage EH, Folkman J: Angiostatin: a novel angiogenesis inhibitor that mediates the suppression of metastases by a Lewis lung carcinoma. Cell 1994−79:315−328.
  83. Hellstrom M, Gerhardt H, Kaien M, Li X, Eriksson U, Wo Iburg H, Betsholtz C: Lack of pericytes leads to endothelial hyperplasia and abnormal vascular morphogenesis. J Cell Biol 2001−153:543−553.
  84. Lindahl P, Hellstrom M, Kaien M, Betsholtz C: Endothelial-perivascular cell signaling in vascular development: lessons from knockout mice. Curr Opin Lipidol 1998−9:407−411.
  85. Gohongi T, Fukumura D, Boucher Y, Yun CO, Soff GA, Compton C, Todoroki T, Jain RK: Tumor-host interactions in the gallbladder suppress distal angiogenesis and tumor growth: involvement of transforming growth factor betal. Nat Med 1999−5:1203−1208.
  86. Kamiya A, Togawa T: Adaptive regulation of wall shear stress to flow change in the canine carotid artery. Am J Physiol 1980−239:H14−21.
  87. Zarins CK, Zatina MA, Giddens DP, Ku DN, Glagov S: Shear stress regulation of artery lumen diameter in experimental atherogenesis. J Vase Surg 1987−5:413−420.
  88. Helisch A, Schaper W: Arteriogenesis: the development and growth of collateral arteries. Microcirculation 2003−10:83−97.
  89. Scholz D, Ito W, Fleming I, Deindl E, Sauer A, Wiesnet M, Busse R, Schaper J, Schaper W: Ultrastructure and molecular histology of rabbit hind-limb collateral artery growth (arteriogenesis). Virchows Arch 2000−436:257−270.
  90. Shyy YJ, Hsieh HJ, Usami S, Chien S: Fluid shear stress induces a biphasic response of human monocyte chemotactic protein 1 gene expression in vascular endothelium. Proc Natl Acad Sri U S A 1994−91:4678−4682.
  91. Heil M, Ziegelhoeffer T, Pipp F, Kostin S, Martin S, Clauss M, Schaper W: Blood monocyte concentration is critical for enhancement of collateral artery growth. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2002−283:H2411−2419.
  92. Buschmann IR, Hoefer IE, van Royen N, Katzer E, Braun-Dulleaus R, Heil M, Kostin S, Bode C, Schaper W: GM-CSF: a strong arteriogenic factor acting by amplification of monocyte function. Atherosclerosis 2001- 159:343−356.
  93. Voskuil M, van Royen N, Hoefer IE, Seidler R, Guth BD, Bode C, Schaper W, Piek JJ, Buschmann IR: Modulation of collateral artery growth in a porcine hindlimb ligation model using MCP-1. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2003−284:H1422−1428.
  94. Arras M, I to WD, Scholz D, Winkler B, Schaper J, Schaper W: Monocyte activation in angiogenesis and collateral growth in the rabbit hindlimb. J Clin Invest 1998−101:40−50.
  95. Arras M, Strasser R, Mohri M, Doll R, Eckert P, Schaper W, Schaper J: Tumor necrosis factor-alpha is expressed by monocytes/macrophages following cardiac microembolization and is antagonized by cyclosporine. Basic Res Cardiol 1998−93:97−107.
  96. Li DY, Brooke B, Davis EC, Mecham RP, Sorensen LK, Boak BB, Eichwald E, Keating MT: Elastin is an essential determinant of arterial morphogenesis. Nature 1998−393:276−280.
  97. Pereira L, Andrikopoulos K, Tian J, Lee SY, Keene DR, Ono R, Reinhardt DP, Sakai LY, Biery NJ, Bunton T, Dietz HC, Ramirez F: Targetting of the gene encoding fibrillin-1 recapitulates the vascular aspect of Marfan syndrome. Nat Genet 1997−17:218−222.
  98. Norrby K: Mast cells and angiogenesis. Apmis 2002−110:355−371.
  99. Li XF, Charnock-Jones DS, Zhang E, Hiby S, Malik S, Day K, Licence D, Bowen JM, Gardner L, King A, Loke YW, Smith SK: Angiogenic growth factor messenger ribonucleic acids in uterine natural killer cells. J Clin Endocrinol Metab 2001−86:1823−1834.
  100. Sica A, Saccani A, Mantovani A: Tumor-associated macrophages: a molecular perspective. Int Immunopharmacol 2002−2:1045−1054.
  101. Coussens LM, Raymond WW, Bergers G, Laig-Webster M, Behrendtsen O, Werb Z, Caughey GH, Hanahan D: Inflammatory mast cells up-regulate angiogenesis during squamous epithelial carcinogenesis. Genes Dev 1999−13:1382−1397.
  102. Banchereau J, Steinman RM: Dendritic cells and the control of immunity. Nature 1998−392:245−252.
  103. Schmeisser A, Strasser RH: Phenotypic overlap between hematopoietic cells with suggested angioblastic potential and vascular endothelial cells. J Hematother Stem Cell Res 2002−11:69−79.
  104. Carmeliet P: Biomedicine. Clotting factors build blood vessels. Science 2001−293:1602−1604.
  105. Trikha M, Nakada MT: Platelets and cancer: implications for antiangiogenic therapy. Semin Thromb Hemost 2002−28:39−44.
  106. Carmeliet P, Collen D: Development and disease in proteinase-deficient mice: role of the plasminogen, matrix metalloproteinase and coagulation system. Thromb Res 1998−91:255−285.
  107. Jackson C: Matrix metalloproteinases and angiogenesis. Curr Opin Nephrol Hypertens 2002- 11:295−299.
  108. Pepper MS: Role of the matrix metalloproteinase and plasminogen activator-plasmin systems in angiogenesis. Arterioscler Thromb Vase Biol 2001 -21:1104−1117.
  109. Pepper MS: Extracellular proteolysis and angiogenesis. Thromb Haemost 2001−86:346−355.
  110. Luttun A, Dewerchin M, Collen D, Carmeliet P: The role of proteinases in angiogenesis, heart development, restenosis, atherosclerosis, myocardial ischemia, and stroke: insights from genetic studies. Curr Atheroscler Rep 2000−2:407−416.
  111. Keyt BA, Berleau LT, Nguyen HV, Chen H, Heinsohn H, Vandlen R, Ferrara N: The carboxyl-terminal domain (111−165) of vascular endothelial growth factor is critical for its mitogenic potency. J Biol Chem 1996−271:7788−7795.
  112. Plouet J, Moro F, Bertagnolli S, Coldeboeuf N, Mazarguil H, Clamens S, Bayard F: Extracellular cleavage of the vascular endothelial growth factor 189-amino acid form by urokinase is required for its mitogenic effect. J Biol Chem 1997−272:13 390−13 396.
  113. Bajou K, Noel A, Gerard RD, Masson V, Brunner N, Holst-Hansen C, Skobe M, Fusenig NE, Carmeliet P, Collen D, Foidart JM: Absence of host plasminogen activator inhibitor 1 prevents cancer invasion and vascularization. Nat Med 1998−4:923−928.
  114. Nelson AR, Fingleton B, Rothenberg ML, Matrisian LM: Matrix metalloproteinases: biologic activity and clinical implications. J Clin Oncol 2000−18:1135−1149.
  115. Brew K, Dinakarpandian D, Nagase H: Tissue inhibitors of metalloproteinases: evolution, structure and function. Biochim Biophys Acta 2000−1477:267−283.
  116. Pozzi A, Moberg PE, Miles LA, Wagner S, Soloway P, Gardner HA: Elevated matrix metalloprotease and angiostatin levels in integrin alpha 1 knockout mice cause reduced tumor vascularization. Proc Natl Acad Sci U S A 2000−97:2202−2207.
  117. Bein K, Simons M: Thrombospondin type 1 repeats interact with matrix metalloproteinase 2. Regulation of metalloproteinase activity. J Biol Chem 2000−275:32 167−32 173.
  118. Yla-Herttuala S, Martin JF: Cardiovascular gene therapy. Lancet 2000−355:213 222.
  119. Kootstra NA, Verma IM: Gene therapy with viral vectors. Annu Rev Pharmacol Toxicol 2003−43:413−439.
  120. Yang Y, Nunes FA, Berencsi K, Furth EE, Gonczol E, Wilson JM: Cellular immunity to viral antigens limits El-deleted adenoviruses for gene therapy. Proc Natl Acad Sci USA 1994−91:4407−4411.
  121. Muruve DA, Barnes MJ, Stillman IE, Libermann TA: Adenoviral gene therapy leads to rapid induction of multiple chemokines and acute neutrophil-dependent hepatic injury in vivo. Hum Gene Ther 1999−10:965−976.
  122. Zhang Y, Chirmule N, Gao GP, Qian R, Croyle M, Joshi B, Tazelaar J, Wilson JM: Acute cytokine response to systemic adenoviral vectors in mice is mediated by dendritic cells and macrophages. Mol Ther 2001−3:697−707.
  123. Naldini L, Blomer U, Gallay P, Ory D, Mulligan R, Gage FH, Verma IM, Trono D: In vivo gene delivery and stable transduction of nondividing cells by a lentiviral vector. Science 1996−272:263−267.
  124. Trono D: Lentiviral vectors: turning a deadly foe into a therapeutic agent. Gene Ther 2000−7:20−23.
  125. Monahan PE, Samulski RJ: AAV vectors: is clinical success on the horizon? Gene Ther 2000−7:24−30.
  126. Springer ML, Chen AS, Kraft PE, Bednarski M, Blau HM: VEGF gene delivery to muscle: potential role for vasculogenesis in adults. Mol Cell 1998−2:549−558.
  127. Marshall E: Gene therapy. Second child in French trial is found to have leukemia. Science 2003−299:320.
  128. Silvestre JS, Tamarat R, Ebrahimian TG, Le-Roux A, Clergue M, Emmanuel F, Duriez M, Schwartz B, Branellec D, Levy BI: Vascular endothelial growth factor-B promotes in vivo angiogenesis. Circ Res 2003−93:114−123.
  129. Park JE, Chen HH, Winer J, Houck KA, Ferrara N: Placenta growth factor. Potentiation of vascular endothelial growth factor bioactivity, in vitro and in vivo, and high affinity binding to Flt-1 but not to Flk-l/KDR. J Biol Chem 1994−269:25 646−25 654.
  130. Davis S, Aldrich TH, Jones PF, Acheson A, Compton DL, Jain V, Ryan TE, Bruno J, Radziejewski C, Maisonpierre PC, Yancopoulos GD: Isolation of angiopoietin-1, a ligand for the TIE2 receptor, by secretion-trap expression cloning. Cell 1996−87:1161−1169.
  131. Shyu KG, Manor O, Magner M, Yancopoulos GD, Isner JM: Direct intramuscular injection of plasmid DNA encoding angiopoietin-1 but not angiopoietin-2 augments revascularization in the rabbit ischemic hindlimb. Circulation 1998−98:2081−2087.
  132. Arsic N, Zentilin L, Zacchigna S, Santoro D, Stanta G, Salvi A, Sinagra G, Giacca M: Induction of functional neovascularization by combined VEGF and angiopoietin-1 gene transfer using AAV vectors. Mol Ther 2003−7:450−459.
  133. Chae JK, Kim I, Lim ST, Chung MJ, Kim WH, Kim HG, Ko JK, Koh GY: Coadministration of angiopoietin-1 and vascular endothelial growth factor enhances collateral vascularization. Arterioscler Thromb Vase Biol 2000−20:2573−2578.
  134. Javerzat S, Auguste P, Bikfalvi A: The role of fibroblast growth factors in vascular development. Trends Mol Med 2002−8:483−489.
  135. Galzie Z, Kinsella AR, Smith J A: Fibroblast growth factors and their receptors. Biochem Cell Biol 1997−75:669−685.
  136. Grines CL, Watkins MW, Helmer G, Penny W, Brinker J, Marmur JD, West A, Rade JJ, Marrott P, Hammond HK, Engler RL: Angiogenic Gene Therapy (AGENT) trial in patients with stable angina pectoris. Circulation 2002−105:1291−1297.
  137. Rosen EM, Grant DS, Kleinman HK, Goldberg ID, Bhargava MM, Nickoloff BJ, Kinsella JL, Polverini P: Scatter factor (hepatocyte growth factor) is a potent angiogenesis factor in vivo. Symp Soc Exp Biol 1993−47:227−234.
  138. Camussi G, Montrucchio G, Lupia E, Soldi R, Comoglio PM, Bussolino F: Angiogenesis induced in vivo by hepatocyte growth factor is mediated by platelet-activating factor synthesis from macrophages. J Immunol 1997−158:1302−1309.
  139. Sengupta S, Gherardi E, Sellers LA, Wood JM, Sasisekharan R, Fan TP: Hepatocyte growth factor/scatter factor can induce angiogenesis independently of vascular endothelial growth factor. Arterioscler Thromb Vase Biol 2003−23:69−75.
  140. Zhang YW, Su Y, Volpert OV, Vande Woude GF: Hepatocyte growth factor/scatter factor mediates angiogenesis through positive VEGF and negative thrombospondin 1 regulation. Proc Natl Acad Sci U S A 2003−100:12 718−12 723.
  141. Ito WD, Arras M, Winkler B, Scholz D, Schaper J, Schaper W: Monocyte chemotactic protein-1 increases collateral and peripheral conductance after femoral artery occlusion. Circ Res 1997−80:829−837.
  142. Nabel EG: Stem cells combined with gene transfer for therapeutic vasculogenesis: magic bullets? Circulation 2002−105:672−674.
  143. Iwaguro H, Yamaguchi J, Kalka C, Murasawa S, Masuda H, Hayashi S, Silver M, Li T, Isner JM, Asahara T: Endothelial progenitor cell vascular endothelial growth factor gene transfer for vascular regeneration. Circulation 2002−105:732−738.
  144. Levenberg S, Golub JS, Amit M, Itskovitz-Eldor J, Langer R: Endothelial cells derived from human embryonic stem cells. Proc Natl Acad Sci U S A 2002−99:4391−4396.
  145. Shintani S, Murohara T, Ikeda H, Ueno T, Sasaki K, Duan J, Imaizumi T: Augmentation of postnatal neovascularization with autologous bone marrow transplantation. Circulation 2001 — 103:897−903.
  146. Tomita S, Li RK, Weisel RD, Mickle DA, Kim EJ, Sakai T, Jia ZQ: Autologous transplantation of bone marrow cells improves damaged heart function. Circulation 1999−100:11 247−256.
  147. Strauer BE, Brehm M, Zeus T, Kostering M, Hernandez A, Sorg RV, Kogler G, Wernet P: Repair of infarcted myocardium by autologous intracoronary mononuclear bone marrow cell transplantation in humans. Circulation 2002−106:1913−1918.
  148. Conget PA, Minguell JJ: Phenotypical and functional properties of human bone marrow mesenchymal progenitor cells. J Cell Physiol 1999−181:67−73.
  149. Minguell JJ, Erices A, Conget P: Mesenchymal stem cells. Exp Biol Med (Maywood) 2001−226:507−520.
  150. Pittenger MF, Mackay AM, Beck SC, Jaiswal RK, Douglas R, Mosca JD, Moorman MA, Simonetti DW, Craig S, Marshak DR: Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science 1999−284:143−147.
  151. Fukuda K: Development of regenerative cardiomyocytes from mesenchymal stem cells for cardiovascular tissue engineering. Artif Organs 2001−25:187−193.
  152. Torna C, Pittenger MF, Cahill KS, Byrne BJ, Kessler PD: Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart. Circulation 2002−105:93−98.
  153. Asahara T, Murohara T, Sullivan A, Silver M, van der Zee R, Li T, Witzenbichler B, Schatteman G, Isner JM: Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. Science 1997−275:964−967.
  154. Kalka C, Masuda H, Takahashi T, Kalka-Moll WM, Silver M, Kearney M, Li T, Isner JM, Asahara T: Transplantation of ex vivo expanded endothelial progenitor cells for therapeutic neovascularization. Proc Natl Acad Sei U S A 2000−97:3422−3427.
  155. Kang HJ, Kim SC, Kim YJ, Kim CW, Kim JG, Ahn HS, Park SI, Jung MH, Choi BC, Kimm K: Short-term phytohaemagglutinin-activated mononuclear cells induce endothelial progenitor cells from cord blood CD34+ cells. Br J Haematol 2001 -113:962−969.
  156. Shi Q, Rafii S, Wu MH, Wijelath ES, Yu C, Ishida A, Fujita Y, Kothari S, Mohle R, Sauvage LR, Moore MA, Storb RF, Hammond WP: Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cells. Blood 1998−92:362−367.
  157. Quirici N, Soligo D, Caneva L, Servida F, Bossolasco P, Deliliers GL: Differentiation and expansion of endothelial cells from human bone marrow CD133(+) cells. Br J Haematol 2001- 115:186−194.
  158. Murohara T, Ikeda H, Duan J, Shintani S, Sasaki K, Eguchi H, Onitsuka I, Matsui K, Imaizumi T: Transplanted cord blood-derived endothelial precursor cells augment postnatal neovascularization. J Clin Invest 2000−105:1527−1536.
  159. Campion DR: The muscle satellite cell: a review. Int Rev Cytol 1984−87:225−251.
  160. Menasche P, Hagege AA, Scorsin M, Pouzet B, Desnos M, Duboc D, Schwartz K, Vilquin JT, Marolleau JP: Myoblast transplantation for heart failure. Lancet 2001−357:279−280.
  161. Koh GY, Klug MG, Soonpaa MH, Field LJ: Differentiation and long-term survival of C2C12 myoblast grafts in heart. J Clin Invest 1993−92:1548−1554.
  162. Murry CE, Wiseman RW, Schwartz SM, Hauschka SD: Skeletal myoblast transplantation for repair of myocardial necrosis. J Clin Invest 1996−98:2512−2523.
  163. Atkins BZ, Lewis CW, Kraus WE, Hutcheson KA, Glower DD, Taylor DA: Intracardiac transplantation of skeletal myoblasts yields two populations of striated cells in situ. Ann Thorac Surg 1999−67:124−129.
  164. Suzuki K, Murtuza B, Smolenski RT, Sammut IA, Suzuki N, Kaneda Y, Yacoub MH: Cell transplantation for the treatment of acute myocardial infarction using vascular endothelial growth factor-expressing skeletal myoblasts. Circulation 2001−104:1207−212.
  165. Reinlib L, Field L: Cell transplantation as future therapy for cardiovascular disease? A workshop of the National Heart, Lurig, and Blood Institute. Circulation 2000- 101: E182−187.
  166. Koh GY, Soonpaa MH, Klug MG, Pride HP, Cooper BJ, Zipes DP, Field LJ: Stable fetal cardiomyocyte grafts in the hearts of dystrophic mice and dogs. J Clin Invest 1995−96:2034−2042.
  167. Li RK, Jia ZQ, Weisel RD, Merante F, Mickle DA: Smooth muscle cell transplantation into myocardial scar tissue improves heart function. J Mol Cell Cardiol 1999−31:513−522.
  168. Rajnoch C, Chachques JC, Berrebi A, Bruneval P, Benoit MO, Carpentier A: Cellular therapy reverses myocardial dysfunction. J Thorac Cardiovasc Surg 2001−121:871−878.
  169. Taylor DA, Atkins BZ, Hungspreugs P, Jones TR, Reedy MC, Hutcheson KA, Glower DD, Kraus WE: Regenerating functional myocardium: improved performance after skeletal myoblast transplantation. Nat Med 1998−4:929−933.
  170. Zuk PA, Zhu M, Mizuno H, Huang J, Futrell JW, Katz AJ, Benhaim P, Lorenz HP, Hedrick MH: Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng 2001−7:211−228.
  171. Wickham MQ, Erickson GR, Gimble JM, Vail TP, Guilak F: Multipotent stromal cells derived from the infrapatellar fat pad of the knee. Clin Orthop 2003:196−212.
  172. Barry FP, Boynton RE, Haynesworth S, Murphy JM, Zaia J: The monoclonal antibody SH-2, raised against human mesenchymal stem cells, recognizes an epitope on endoglin (CD 105). Biochem Biophys Res Commun 1999−265:134−139.
  173. Bruder SP, Kurth AA, Shea M, Hayes WC, Jaiswal N, Kadiyala S: Bone regeneration by implantation of purified, culture-expanded human mesenchymal stem cells. J Orthop Res 1998−16:155−162.
  174. Haynesworth SE, Baber MA, Caplan AI: Cell surface antigens on human marrow-derived mesenchymal cells are detected by monoclonal antibodies. Bone 1992−13:69−80.
  175. Kuznetsov SA, Friedenstein AJ, Robey PG: Factors required for bone marrow stromal fibroblast colony formation in vitro. Br J Haematol 1997−97:561−570.
  176. Majumdar MK, Thiede MA, Mosca JD, Moorman M, Gerson SL: Phenotypic and functional comparison of cultures of marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) and stromal cells. J Cell Physiol 1998−176:57−66.
  177. Safford KM, Hicok KC, Safford SD, Halvorsen YD, Wilkison WO, Gimble JM, Rice HE: Neurogenic differentiation of murine and human adipose-derived stromal cells. Biochem Biophys Res Commun 2002−294:371−379.
  178. Kang SK, Jun ES, Bae YC, Jung JS: Interactions between human adipose stromal cells and mouse neural stem cells in vitro. Brain Res Dev Brain Res 2003−145:141−149.
  179. Kang SK, Lee DH, Bae YC, Kim HK, Baik SY, Jung JS: Improvement of neurological deficits by intracerebral transplantation of human adipose tissue-derived stromal cells after cerebral ischemia in rats. Exp Neurol 2003−183:355−366.
  180. Kawasaki H, Mizuseki K, Nishikawa S, Kaneko S, Kuwana Y, Nakanishi S, Nishikawa SI, Sasai Y: Induction of midbrain dopaminergic neurons from ES cells by stromal cell-derived inducing activity. Neuron 2000−28:31−40.
  181. Chen X, Katakowski M, Li Y, Lu D, Wang L, Zhang L, Chen J, Xu Y, Gautam S, Mahmood A, Chopp M: Human bone marrow stromal cell cultures conditioned by traumatic brain tissue extracts: growth factor production. J Neurosci Res 2002−69:687−691.
  182. Li Y, Chen J, Chen XG, Wang L, Gautam SC, Xu YX, Katakowski M, Zhang LJ, Lu M, Janakiraman N, Chopp M: Human marrow stromal cell therapy for stroke in rat: neurotrophins and functional recovery. Neurology 2002−59:514−523.
  183. Jonasson L, Hansson GK, Bondjers G, Bengtsson G, Olivecrona T: Immunohistochemical localization of lipoprotein lipase in human adipose tissue. Atherosclerosis 1984−51:313−326.
  184. Ducy P, Zhang R, Geoffroy V, Ridall AL, Karsenty G: Osf2/Cbfal: a transcriptional activator of osteoblast differentiation. Cell 1997−89:747−754.
  185. Benson MD, Bargeon JL, Xiao G, Thomas PE, Kim A, Cui Y, Franceschi RT: Identification of a homeodomain binding element in the bone sialoprotein gene promoter that is required for its osteoblast-selective expression. J Biol Chem 2000−275:13 907−13 917.
  186. Lieberman JR, Le LQ, Wu L, Finerman GA, Berk A, Witte ON, Stevenson S: Regional gene therapy with a BMP-2-producing murine stromal cell line induces heterotopic and orthotopic bone formation in rodents. J Orthop Res 1998−16:330−339.
  187. Mizuno H, Zuk PA, Zhu M, Lorenz HP, Benhaim P, Hedrick MH: Myogenic differentiation by human processed lipoaspirate cells. Plast Reconstr Surg 2002−109:199−209- discussion 210−191.
  188. Abderrahim-Ferkoune A, Bezy O, Astri-Roques S, Elabd C, Ailhaud G, Amri EZ: Transdifferentiation of preadipose cells into smooth muscle-like cells: role of aortic carboxypeptidase-like protein. Exp Cell Res 2004−293:219−228.
  189. Pfeffer MA, Braunwald E: Ventricular remodeling after myocardial infarction. Experimental observations and clinical implications. Circulation 1990−81:1161−1172.
  190. Orlic D: Adult bone marrow stem cells regenerate myocardium in ischemic heart disease. Ann N Y Acad Sei 2003−996:152−157.
  191. Orlic D, Kajstura J, Chimenti S, Bodine DM, Leri A, Anversa P: Bone marrow stem cells regenerate infarcted myocardium. Pediatr Transplant 2003−7 Suppl 3:86−88.
  192. Reffelmann T, Dow JS, Dai W, Hale SL, Simkhovich BZ, Kloner RA: Transplantation of neonatal cardiomyocytes after permanent coronary artery occlusion increases regional blood flow of infarcted myocardium. J Mol Cell Cardiol 2003−35:607−613.
  193. Yao M, Dieterle T, Hale SL, Dow JS, Kedes LH, Peterson KL, Kloner RA: Long-term outcome of fetal cell transplantation on postinfarction ventricular remodeling and function. J Mol Cell Cardiol 2003−35:661−670.
  194. Hutcheson KA, Atkins BZ, Hueman MT, Hopkins MB, Glower DD, Taylor DA: Comparison of benefits on myocardial performance of cellular cardiomyoplasty with skeletal myoblasts and fibroblasts. Cell Transplant 2000−9:359−368.
  195. Dib N, Diethrich EB, Campbell A, Goodwin N, Robinson B, Gilbert J, Hobohm DW, Taylor DA: Endoventricular transplantation of allogenic skeletal myoblasts in a porcine model of myocardial infarction. J Endovasc Ther 2002−9:313−319.
  196. Pouzet B, Vilquin JT, Hagege AA, Scorsin M, Messas E, Fiszman M, Schwartz K, Menasche P: Factors affecting functional outcome after autologous skeletal myoblast transplantation. Ann Thorac Surg 2001−71:844−850- discussion 850−841.
  197. Planat-Benard V, Menard C, Andre M, Puceat M, Perez A, Garcia-Verdugo JM, Penicaud L, Casteilla L: Spontaneous cardiomyocyte differentiation from adipose tissue stroma cells. Circ Res 2004−94:223−229.
  198. Ho IC, Kim JH, Rooney JW, Spiegelman BM, Glimcher LH: A potential role for the nuclear factor of activated T cells family of transcriptional regulatory proteins in adipogenesis. ProcNatl Acad Sei U S A 1998−95:15 537−15 541.
  199. Moore KJ, Rosen ED, Fitzgerald ML, Randow F, Andersson LP, Altshuler D, Milstone DS, Mortensen RM, Spiegelman BM, Freeman MW: The role of PPAR-gamma in macrophage differentiation and cholesterol uptake. Nat Med 2001−7:41−47.
  200. Pelton PD, Zhou L, Demarest KT, Burns TP: PPARgamma activation induces the expression of the adipocyte fatty acid binding protein gene in human monocytes. Biochem Biophys Res Commun 1999−261:456−458.
  201. Cousin B, Munoz O, Andre M, Fontanilles AM, Dani C, Cousin JL, Laharrague P, Casteilla L, Penicaud L: A role for preadipocytes as macrophage-like cells. Faseb J 1999- 13:305 312.
  202. Gimble JM, Robinson CE, Wu X, Kelly KA: The function of adipocytes in the bone marrow stroma: an update. Bone 1996−19:421−428.
  203. Lorenz E, Uphoff D, Reid TR, Shelton E: Modification of irradiation injury in mice and guinea pigs by bone marrow injections. J Natl Cancer Inst 1951−12:197−201.
  204. Kodama HA, Amagai Y, Koyama H, Kasai S: A new preadipose cell line derived from newborn mouse calvaria can promote the proliferation of pluripotent hemopoietic stem cells in vitro. J Cell Physiol 1982−112:89−95.
  205. Couffinhal T, Silver M, Zheng LP, Kearney M, Witzenbichler B, Isner JM: Mouse model of angiogenesis. Am J Pathol 1998−152:1667−1679.
  206. Howell JC, Lee WH, Morrison P, Zhong J, Yoder MC, Srour EF: Pluripotent stem cells identified in multiple murine tissues. Ann N Y Acad Sci 2003−996:158−173.
  207. Miranville A, Heeschen C, Sengenes C, Curat CA, Busse R, Bouloumie A: Improvement of postnatal neovascularization by human adipose tissue-derived stem cells. Circulation 2004- 110:349−355.
  208. Majumdar MK, Banks V, Peluso DP, Morris EA: Isolation, characterization, and chondrogenic potential of human bone marrow-derived multipotential stromal cells. J Cell Physiol 2000−185:98−106.
  209. Graham CH, Fitzpatrick TE, McCrae KR: Hypoxia stimulates urokinase receptor expression through a heme protein-dependent pathway. Blood 1998−91:3300−3307.
  210. Young HE, Steele TA, Bray RA, Detmer K, Blake LW, Lucas PW, Black AC, Jr.: Human pluripotent and progenitor cells display cell surface cluster differentiation markers
  211. CD 10, CD 13, CD56, and MHC class-I. Proc Soc Exp Biol Med 1999−221:63−71.
  212. Majdic O, Stockl J, Pickl WF, Bohuslav J, Strobl H, Scheinecker C, Stockinger H, Knapp W: Signaling and induction of enhanced cytoadhesiveness via the hematopoietic progenitor cell surface molecule CD34. Blood 1994−83:1226−1234.
  213. Levine JA, Jensen MD, Eberhardt NL, O’Brien T: Adipocyte macrophage colony-stimulating factor is a mediator of adipose tissue growth. J Clin Invest 1998−101:1557−1564.
  214. Li J, Yu X, Pan W, Unger RH: Gene expression profile of rat adipose tissue at the onset of high-fat-diet obesity. Am J Physiol Endocrinol Metab 2002−282:E1334−1341.
  215. Weisberg SP, McCann D, Desai M, Rosenbaum M, Leibel RL, Ferrante AW, Jr.: Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. J Clin Invest 2003−112:1796−1808.
  216. Curat CA, Miranville A, Sengenes C, Diehl M, Tonus C, Busse R, Bouloumie A: From blood monocytes to adipose tissue-resident macrophages: induction of diapedesis by human mature adipocytes. Diabetes 2004−53:1285−1292.
  217. Morrison SJ, Wandycz AM, Hemmati HD, Wright DE, Weissman IL: Identification of a lineage of multipotent hematopoietic progenitors. Development 1997−124:1929−1939.
  218. Okada S, Nakauchi H, Nagayoshi K, Nishikawa S, Miura Y, Suda T: In vivo and in vitro stem cell function of c-kit- and Sea-1-positive murine hematopoietic cells. Blood 1992−80:3044−3050.
  219. Spangrude GJ, Heimfeld S, Weissman IL: Purification and characterization of mouse hematopoietic stem cells. Science 1988−241:58−62.
  220. Huang H, Auerbach R: Identification and characterization of hematopoietic stem cells from the yolk sac of the early mouse embryo. Proc Natl Acad Sci U S A 1993−90:10 110−10 114.
  221. Izon DJ, Oritani K, Hamel M, Calvo CR, Boyd RL, Kincade PW, Kruisbeek AM: Identification and functional analysis of Ly-6A/E as a thymic and bone marrow stromal antigen. J Immunol 1996−156:2391−2399.
  222. Welm BE, Tepera SB, Venezia T, Graubert TA, Rosen JM, Goodell MA: Sca-l (pos) cells in the mouse mammary gland represent an enriched progenitor cell population. Dev Biol 2002−245:42−56.
  223. Al-Khaldi A, Eliopoulos N, Martineau D, Lejeune L, Lachapelle K, Galipeau J: Postnatal bone marrow stromal cells elicit a potent VEGF-dependent neoangiogenic response in vivo. Gene Ther 2003−10:621−629.
  224. Kinnaird T, Stabile E, Burnett MS, Shou M, Lee CW, Barr S, Fuchs S, Epstein SE: Local delivery of marrow-derived stromal cells augments collateral perfusion through paracrine mechanisms. Circulation 2004−109:1543−1549.
  225. Orlic D, Kajstura J, Chimenti S, Bodine DM, Leri A, Anversa P: Transplanted adult bone marrow cells repair myocardial infarcts in mice. Ann N Y Acad Sci 2001−938:221−229- discussion 229−230.
  226. Kern PA, Svoboda ME, Eckel RH, Van Wyk JJ: Insulinlike growth factor action and production in adipocytes and endothelial cells from human adipose tissue. Diabetes 1989−38:710−717.
  227. Wilkison WO, Choy L, Spiegelman BM: Biosynthetic regulation of monobutyrin, an adipocyte-secreted lipid with angiogenic activity. J Biol Chem 1991−266:16 886−16 891.
  228. Yoon YS, Park JS, Tkebuchava T, Luedeman C, Losordo DW: Unexpected severe calcification after transplantation of bone marrow cells in acute myocardial infarction. Circulation 2004−109:3154−3157.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!