Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Строение и развитие туловищного мозга в онтогенезе Nereididae (Annelida, Polychaeta)

Диссертация: Строение и развитие туловищного мозга в онтогенезе Nereididae (Annelida, Polychaeta)
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В последнее время полихеты семейства Nereididae, а именно два вида, Alitta (раннее Nereis) virens и Platynereis dumerilii стали одними из модельных объектов для многих дисциплин биологии, главным образом, для молекулярной биологии развития. Было выяснено, что некоторые гены, играющие важную роль в развитии и росте, в частности гены Нохи РдгаЯох-кластеров, имеют домены экспрессии, помимо прочего… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ВВЕДЕНИЕ
  • 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 2. 1. Краткая характеристика объектов исследования
    • 2. 2. Краткое описание развития А1Ша уггет и Platynereis с1итегйИ
    • 2. 3. Представления о сегментном составе тела аннелид
    • 2. 4. Данные о сегментном составе личинки нереидид
    • 2. 5. Молекулярно-биологические данные о характере сегментации полихет
    • 2. 6. Строение заднего конца тела полихет
    • 2. 7. Общие сведения о строении нервной системы нереидид
    • 2. 8. Особенности распределения и роль катехоламинов, серотонина и РМКРамида в нервной системе аннелид
    • 2. 9. Развитие нервной системы у полихет
  • 3. МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА
    • 3. 1. Сбор, содержание и постановка эмбриональной культуры А1Ша уггет
    • 3. 2. Особенности содержания лабораторной культуры Platynereis с1итегНи
    • 3. 3. Использованные гистологические методики
    • 3. 4. Методы флуоресцентного и непрямого иммуногистохимического окрашивания
    • 3. 5. Методы электронной микроскопии
    • 3. 6. Список использованных обозначений
  • 4. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 4. 1. Строение полностью сформированного постларвального сегмента
      • 4. 1. 1. Краткая характеристика строения постларвальных туловищных сегментов
      • 4. 1. 2. Серотонинергическая нервная система постларвальных туловищных сегментов
      • 4. 1. 3. РМКРамидергическая нервная система постларвальных туловищных сегментов
      • 4. 1. 4. Катехоламинергическая нервная система постларвальных туловищных сегментов
    • 4. 2. Строение заднего конца тела червя
      • 4. 2. 1. Строение пигидия и зоны роста
      • 4. 2. 2. Зона формирования постларвальных сегментов
    • 4. 3. Строение подглоточного ганглия и ганглиев первых щетинконосных сегментов
    • 4. 4. Развитие нервной системы в морфогенезе
      • 4. 4. 1. Серотонинергическая нервная система. I
      • 4. 4. 2. РМКРамидергическая нервная система
      • 4. 4. 3. Катехоламинергическая нервная система
    • 4. 5. Развитие параподий ларвальных сегментов укет
  • 5. ОБСУЖДЕНИЕ
    • 5. 1. Строение ганглия типичного туловищного сегмента
    • 5. 2. Строение подглоточного ганглия и ганглиев первых щетинконосных сегментов
    • 5. 3. Строение и иннервация заднего конца тела
    • 5. 4. Нервная система и параподии в личиночном развитии

Строение и развитие туловищного мозга в онтогенезе Nereididae (Annelida, Polychaeta) (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Нервная система считается одной из наиболее эволюционно-консервативных систем органов. Данные о ее строении часто используются при анализе филогенетических взаимоотношений [Orrhage, Muller, 2005]. Широкое распространение методов иммуногистохимии и конфокальной сканирующей микроскопии спровоцировало новый виток в изучении нервной системы. Также стало возможным проследить процесс нейрогенеза на уровне отдельных нейронов и их проекций [Незлин, 2010]. Тем не менее, на данный момент существует удивительно мало данных о строении ганглиев брюшной нервной цепочки и развитии нервной системы аннелид, полученных с помощью этих методов [Brinkmann, Wanninger, 2008].

В последнее время полихеты семейства Nereididae, а именно два вида, Alitta (раннее Nereis) virens и Platynereis dumerilii стали одними из модельных объектов для многих дисциплин биологии, главным образом, для молекулярной биологии развития. Было выяснено, что некоторые гены, играющие важную роль в развитии и росте, в частности гены Нохи РдгаЯох-кластеров, имеют домены экспрессии, помимо прочего и в различных частях брюшной нервной цепочки [Kulakova et al., 2007; Kulakova et al., 2008]. Таким образом, для понимания процессов, происходящих во время личиночного развития и постларвального роста, нам представляется важным охарактеризовать строение и этапы формирования нервной системы у этих организмов.

Согласно теории первичной гетерономности сегментов П. П. Иванова, все тело аннелид можно подразделить на два отдела: ларвальный и постларвальный, которые различаются по строению и механизмам формирования [Иванов, 1937; 1944]. Из гипосферы трохофоры единовременно образуется группа сегментов, называемых ларвальными. После образования личиночного тела начинается развитие так называемых постларвальных сегментов в предпигидиальной области. Они закладываются последовательно один за другим.

В то же время существуют и альтернативные точки зрения [Manton, 1949; Anderson, 1959; 1966]. По мнению этих авторов, первичная гетерономность тела связана лишь с особенностями личиночного развития.

В состав тела представителей Nereididae входят как ларвальные, так и постларвальные сегменты: перистомиум и первые два щетинконосных сегмента являются по своему происхождению ларвальными, в то время как все последующие туловищные сегменты — постарвальными. Для проверки теории первичной гетерономности представляется необходимым провести сравнительный анализ строения сегментов и процессов их формирования в ларвальном и постларвальном отделах. Параподии, обладающие большим количеством элементов и различающиеся по своему строению в ларвальном и постларвальном отделах тела [Хлебович, 1996], являются одним из удобных объектов для подобного рода анализа.

Нервная система играет существенную роль при формировании сегментов тела у полихет. Было показано, что удаление брюшной нервной цепочки в заднем конце тела ведет к образованию сегментов, лишенных параподий и брюшного кровеносного сосуда [Combaz, Boilly, 1970]. Поэтому строение и развитие параподий следует рассматривать в непосредственной связи со строением брюшного мозга.

Цель работы: Выявить основные особенности организации и этапы формирования брюшного мозга в контексте строения и развития ларвальных и постларвальных сегментов тела у полихет Alitta virens и Platynereis dumerilii.

В соответствии с этой целью были поставлены следующие задачи:

1. Проанализировать строение ганглия брюшной нервной цепочки постларвального туловищного сегмента.

2. Описать и проанализировать общее строение и иннервацию заднего конца тела (пилидий, зону роста и зону формирования сегментов).

3. Проанализировать строение ганглиев и параподий первых щетинконосных сегментов червя.

4. Проследить и проанализировать развитие нервной системы и параподий ларвальных сегментов в ходе личиночного развития.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

7. ВЫВОДЫ.

1. Обнаружена пространственная дорсо-вентральная регионализация ганглия туловищного сегмента Nereididae в отношении распределения серотонинергических нейронов и ростро-каудальная регионализация в отношении FMRF амиди катехоламинергических нейронов.

2. Строение и иннервация пигидия Nereididae не соответствует классическим представлениям о пигидии полихет. В нем содержится целом и мускульные элементы. Иннервация пигидиального отдела представлена терминальными отделами брюшных нервных стволов с разветвленными отростками и циркумпигидиальном нервным кольцом.

3. Строение ганглиев ларвальных и постларвальных сегментов Nereididae, несмотря на схожесть начальных этапов формирования, различно. Обнаружены существенные несоответствия в количестве и распределении нейронов в ганглиях ларвальных и постларвальных сегментов. Полученные результаты согласуются с концепцией П. П. Иванова о первичной гетерономности сегментов у аннелид.

4. Развитие нервной системы Nereididae начинается с образования серотонин-положительного нейрона в гипосфере личинки и РМ1*Рамидергических нейронов в апикальном органе. Дифференцировка нейронов ганглиев ларвальных сегментов личинки происходит в ростро-каудальном направлении на основе каркаса противоположно-направленных отростков пионерного серотонин-положительного нейрона.

5. В состав тела личинки Nereididae входят четыре ларвальных сегмента: сильно эмбрионизированный «нулевой», а также хорошо развитые первый, второй и третий ларвальные сегменты.

8. БЛАГОДАРНОСТИ.

Автор выражает глубокую благодарность ЦКП «Хромас», сотрудникам кафедры цитологии и гистологии за предоставленную возможность работы на оборудовании, а также сотрудникам лаборатории экспериментальной цитологии БиНИИ СПбГУ за возможность работать на базе лаборатории, предоставленный материал и ценные советы при написании. Особую благодарность выражаю О. Б. Лавровой за неоценимую всестороннюю помощь в разрешении различных вопросов при выполнении и написании работы.

Автор благодарен В. А. Крапивину, Г. К. Федорову и К. В. Шунькиной за помощь в сборе материала. Также автор благодарит проф., д.б.н. за помощь при изучении материала и поддержку при.

Ю.В. Мамкаева выполнении исследования. Отдельную благодарность выражаю доц., к.б.н. И. А. Тихомирову сыгравшему важную роль в становлении моего научного мировоззрения. Также выражаю благодарность зав. лаборатории эволюционной морфологии Зоологического института РАН, д.б.н. О. В. Зайцевой, и д.б.н. Е. Е. Воронежской (Институт биологии развития РАН) за помощь и ценные советы, данные в процессе написания диссертации.

Отдельно выражаю глубокую благодарность своему научному руководителю, д.б.н., проф. Г. С. Опосареву за терпение, помощь и всестороннюю поддержку, оказанную при выполнении исследования и написании диссертации.

Работа поддержана грантами РФФИ (06−04−48 544-а), РФФИ (09−04−1 309-а), РФФИ (09−04−10 108-к) и РФФИ (10−04−10 039-к).

6.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Суммируя полученные данные, следует отметить несколько важных моментов. Ганглий брюшной нервной цепочки состоит из определенного количества нейронов, расположение которых строго детерминировано. Первые два щетинконосных сегмента по своему происхождению являются вторым и третьим ларвальными сегментами. Строение ганглиев и параподий этих сегментов отличается от последующих. Таким образом, строение ларвальных и поетларвальных сегментов существенно различается. Данное утверждение хорошо согласуется с теорией первичной гетерономности сегментов П. П. Иванова.

С другой стороны, параподии на ларвальных и поетларвальных сегментах изначально имеют сходное строение. При сравнении развития параподий на ларвальных и поетларвальных сегментах видно, что исчезновению подвергаются те части ларвальной параподии, которые в морфогенезе постларвальной параподии формируются позже всего. В развитии туловищного мозга также обнаруживаются сходные черты. Так закладка ганглиев ларвальных сегментов происходит не единовременно, а последовательно в передне-заднем направлении, что характерно для постларвального роста. Схожи и начальные этапы развития серотонини катехоламинергической систем ганглиев ларвальных и поетларвальных сегментов. Следовательно, различия между ларвальными и постларвальными сегментами можно считать чисто онтогенетическими [Иванова-Казас, 1978]. Наличие первичной гетерономности может отражать процесс разделения изначально единой программы развития сегмента на ларвальную и постларвальную.

В литературе существуют противоречивые мнения относительно сущности ларвальных и поетларвальных сегментов. Вслед за О.М. Ивановой-Казас [Иванова-Казас, 1978] мы считаем, следует говорить не о более старых или молодых сегментах, но о древнем или новом способе их формирования. Исходя из результатов данного исследования и анализа литературы мы склоняемся к стробиляционной гипотезе образования сегментированного тела. Вероятно, изначально не доведенное до конца деление привело к появлению организмов, состоящих из небольшого числа метамер. Позднее, возможно, вследствие повторного включения механизмов деления, сформировалась постоянно действующая зона роста, добавляющая новые метамеры в передне-заднем направлении. Похожая ситуация наблюдается у олигохет, бесполое размножение которых является, по всей видимости, регулируемой активацией регенерационных процессов [Ве1у, Vray, 2001]. Так, вероятно, произошло разделение способов формирования ларвальных и постларвальных сегментов на основе изначально единого механизма образования новых метамер.

Специализация передних сегментов тела нереидид привела к превращению параподий двух сегментов в перистомиальные усы. Со временем произошло слияние этих сегментов с образованием перистомиума и значительной редукцией переднего сегмента. Следовательно, в развитии нереидид изначально закладывается не три, как считалось ранее, а четыре ларвальных сегмента. Самый передний — так называемый нулевой сегмент не формирует параподий, а сразу дает начало перистомиальнм усам. Далее и первый ларвальный сегмент повторяет его судьбу. Формируется слитное образование — перистомиум, составленное из двух ларвальных сегментов. Это настоящий перистомиум в определении Беклемишева.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.Н. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных. Т. 1. Проморфология. М.: Наука, 1964. с. 432.
  2. О.В., Миничев Ю. С. Нервная система Oweniidae (Polychaeta) // Зоологический журнал. 1972. № 51. С. 1288−1298.
  3. О.В., Миничев Ю. С. Нервная система личинок полихет // Труды Петергофского биологического института. 1978. № 26. С. 37−50.
  4. О.В., Миничев Ю. С., Львова Т. Г., Кулаковский Э. Е. Развитие нервной системы Nephtys minuta (Polychaeta) // Зоологический журнал. 1979. № 63. С. 949−958.
  5. Е.Е., Ивашкин Е. Г. Пионерные нейроны: основа или ограничивающий фактор разнообразия нервных систем Lophotrochozoa? // Онтогенез. 2010. № 41. С. 403−413.
  6. JI.A. Холин- и моноаминергические нейроны многощетинковых червей // Многощетинковые черви. Морфология, систематика, экология / под ред. Скарлато O.A. Л., 1986. С. 30−34.
  7. И.А. Полихеты Северного Ледовитого океана. М.: Янус-К, 2001. 632 с.
  8. П.П. Общая и сравнительная эмбриология. М.: Биомедгиз, 1937. 809 с.
  9. П.П. Первичная и вторичная метамерия тела // Журнал общей биологии. 1944. № 5. С. 61−95.
  10. Иванова-Казас О. М. Современное состояние теории первичной гетерономности сегментов // Зоологический журнал. 1978. № LVTI. С. 1605−1617.
  11. Г. П. Регенерация животных. С-Пб.: Издательство СПбГУ, 1997. с. 480.
  12. Н.М., Андреева Т. Ф., Дондуа А. К. Исследование кластерной организации Яох-генов полихеты Nereis virens II Вестник СПбГУ Сер.З. 2001. № 2. С. 138−141.
  13. М.А., Новикова Е.Л, Елисеева Е. В., Андреева Т. Ф. Экспрессия генов Нох-кластера в постларвальном развитии полихеты Nereis virens в норме и при регенерации // Цитология. 2004. № 46. С. 931−932.
  14. Ю.П. Структурная организация туловищного мозга аннелид. Л.: Наука, 1981. с. 128.
  15. Ю.П. Клеточная организация нейросомита филлодоцид (Polychaeta, Phyllodocidae) // Исследования фауны морей. 1992. № 43. С. 25−31.
  16. H.A. Класс полихет (Polychaeta) // Руководство по зоологии. Т. 2. Беспозвоночные: кольчатые черви, моллюски. Л., 1940. С. 10−136.
  17. В.В. Происхождение билатерально-симметричных животных (Bilateria) //Журнал общей биологии. 2004. № 65. С. 371−388.
  18. Ю.С., Бубко О. В. Некоторые особенности эволюции нервного аппарата трохофорных животных // Зоологический журнал. 1973. № 52. С. 637−648.
  19. Ю.С., Бубко О. В. Анатомические особенности нервной системы кольчатых червей (Annelida) // Труды Петергофского биологического института1. 1978. № 26. С. 17−36.
  20. Ю.С., Бубко О. В. Нервная система трохофоры Harmothoe imbricata (Polychaeta) (к вопросу о наличии у личинок трохофорных животных ортогона) // Зоологический журнал. 1995. № 74. С. 49−57.
  21. Л.П. Золотой век сравнительной морфологии: лазерная сканирующая микроскопия и нейрогенез трохофорных животных // Онтогенез. 2010. № 41. С. 370−380.
  22. М.Ю. Гистологическая организация кишечных эпителиев приапулид, брахиопод, двустворчатых моллюсков и полихет. СПб.: Наука, 1991.248 с.
  23. М.Ю. Кишечная регуляторная система беспозвоночных животных и ее предполагаемая функция у многоклеточных / под ред. Алимов А. Ф. Санкт-Петербург, 2001. 166 с.
  24. Г. И. Микроскопическая техника. М.: Советская наука, 1946. 328 с.
  25. В.А. Морфология личинок полихет. М.: Наука, 1978. с. 125.
  26. Я.И. Являются ли полихеты единым классом или собранием нескольких типов животных // Исследования фауны морей 43(51).
  27. Многощетинковые черви и их экологическое значение. 1992. С. 69−95.
  28. В.В., Тихомиров И. А. Развитие параподий Nereis virens (Sars, 1835) II проблемы эволюционной морфологии животных. Санкт-Петербург, 2006а. С. 112−113.
  29. В.В., Тихомиров И. А. Развитие параподий Nereis virens Sars, 1835 (Annelida: Polychaeta: Nereididae) // Труды С-Петербургского общества естествоиспытателей. Серия 1. 2009. № 97. С. 103−109.
  30. В.В., Тихомиров И. А., Сотникова Е. В. Развитие ларвальных и постларвальных параподий полихеты Nereis virens (Sars, 1835). Annelida: Polychaeta: Nereididae II Вестник СПбГУ Сер.З. 2006. № 4. С. 53−60.
  31. В.В., Лаврова О. Б., Тихомиров И. А. Первичная гетерономность сегментов у полихет и рост Nereis virens II Вестник СПбГУ Сер.З. 2010. № 2. С. 13−19.
  32. О.О., Евдонин Л. А. Архитектоника нервной системы личиночных стадий Nereis virens Sars (Polychaeta, Nereidae) // Многощетинковые черви. Морфология, систематика, экология. 1985. С. 128−132.
  33. О.О., Евдонин Л. А. Архитектоника нервной системы в личиночном развитии многощетинковых червей // Нервная система морских беспозвоночных. Л., 1988. С. 78−93.
  34. В.В. Многощетинковые черви семейства Nereididae морей России и сопредельных вод // Фауна России и сопредельных стран. Многощетинковые черви. Т. 3. СПб.: Наука, 1996. с. 224.
  35. Anderson D. The embryology of the polychaete Scoloplos armiger // QJ Microsc. Sei. 1959. V. 100. P. 89−166.
  36. Anderson D. The comparative embryology of the Polychaeta // Acta Zoologica. 1966. V. 47. P. 1−42.
  37. Andreeva T.F., Kuk C., Korchagina N.M., Eikern M., Dondua A.K. Cloning and analysis of structural organization of Hox genes in the Polychaete Nereis virens I I Ontogenez. 2001. V. 32. P. 225−233.
  38. Arendt D., Tessmar-Raible K., Snyman H., Dorresteijn A.W., Wittbrodt J. Ciliary photoreceptors with a vertebrate-type opsin in an invertebrate brain // Science (New York, N.Y.). 2004. V. 306. P. 869−871.
  39. Arendt D., Hausen H., Purschke G. The «division of labour» model of eye evolution // Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 2009. V. 364. P. 2809−2817.
  40. Azmitia E.C. Evolution of Serotonin: Sunlight to Suicide // Handbook of the Behavioral Neurobiology of Serotonin / ed. C.P. Muller, B.L. Jacobs. Elsevier, 2010. P. 3−22.
  41. Banse К. Uber Morphologie und Larvalentwicklung von Nereis (Neanthes) succinea (Leuckart) 1847 (Polychaeta errantia) II Zoologische Jahrbucher Abteilung fiier Anatomie und Ontogenie Tiere. 1954. V. 74. P. 160−171.
  42. Bass N.R., Brafield A.E. The Life-Cycle of the Polychaete Nereis virens П
  43. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 1972. V. 52. P. 701−726.
  44. Bely E., Wray G. Evolution of regeneration and fission in annelids: insights from engrailed- and orthodenticle-class gene expression // Development (Cambridge, England). 2001. V. 128. P. 2781−2791.
  45. Berkeley E., Berkeley C. Micronereis nanaimoensis sp. n.: with some Notes on its Life-History I I Journal of the Fisheries Research Board of Canada. 1953. V. 10. P. 85−95.
  46. Boilly B. Origine de mesoderme dans la regeneration posterieure chez Syllis arnica Quatrefages (Annelide Polychete) Il C. R. Acad. Sci. Groupe 12. 1965. V. 261. P. 1561−1564.
  47. Boilly B. Origine des cellules regeneratrices chez Nereis diversicolor O. F. Mtiller (Annelide Polychete) Il Development Genes and Evolution. 1969. V. 162. P. 286−305.
  48. Brinkmann N., Wanninger A. Larval neurogenesis in Sabellaria alveolata reveals plasticity in polychaete neural patterning // Evolution & development. 2008. V. 10. P. 606−618.
  49. Brinkmann N., Wanninger A. Neurogenesis suggests independent evolution of opercula in serpulid polychaetes // BMC evolutionary biology. 2009. V. 9. Iss. 270. P 1−13.
  50. Brooke N.M., Garcia-Fernandez J., Holland P.W. The ParaHox gene cluster is an evolutionary sister of the Hox gene cluster // Nature. 1998. V. 392. P. 920−922.
  51. Bullock T.H., Horridge G.A. Structure and function in the nervous systems of invertebrates. 1965. Vol. 2. San Francisco: WH Freeman, 798 p.
  52. Cazaux C. Etude morphologique du developpement larvaire d’Annelides Polychetes (bassin d’Arcachon) II. Phyllodocidae, Syllidae, Nereidae // Arch, zool. exptl. gen. 1969. Y. 110. P. 145−202.
  53. Clark M.E. Histochemical Localization of Monoamines in the Nervous System of the Polychaete Nephtys II Proceedings of the Royal Society Ser. B: Biological Sciences. 1966. V. 165. P. 308−325.
  54. Clark R.B. The influence of size on the structure of the brain of Nephtys II Zool. Jahrb. Physiol. 1957. V. 67. P. 261−282.
  55. Clark M.E., Clark R.B. Growth and regeneration in Nephtys // Zool. Jahrb. Physiol. 1962. V. 70, P. 271−315.
  56. Combaz A., Boilly B. Etude experimentale et histologique de la regeneration caudale en l’absence de chaine nerveuse chez les Nereidae (Annelides Polychetes) // C. R. Acad Sci. serie D. 1970. V. 271. P. 92−95.
  57. Combaz A., Boilly B. Influence de la chaine nerveuse sur la regeneration caudale de Nereis diversicolor O.F. Muller (Annelide Polychete) // Annales d’Embryologie, de Morphogenese. 1974. V. 7. P. 171−197.
  58. Copf T., Schroder R., Averof M. Ancestral role of caudal genes in axis elongation and segmentation // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2004. V. 101. P. 17 711−17 715.
  59. Dales R.P. The reproduction and larval development of Nereis diversicolor O.F. Muller // J. mar. boil. Ass. U.K. 1950. V. 29. P. 321−360.
  60. Dhainaut-Courtois N. Etude en microscopie electronique et en fluorescence des mediateurs chimiques du systeme nerveux des Nereidae (Annelides Polychetes) // Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 1972. V. 126. P. 90−103.
  61. Dhainaut-Courtios, N. Localisation en microscopies photonique et electronique de l’activite cholinesterasique chez un Invertebre marin (Nereis pelagica L.,
  62. Annelide, polychete) // C.R. Acad. Sci. Paris. Ser. D. 1977. V. 284. P 941−944.
  63. Dhainaut-Courtois N. Etude cytophysiologique des systemes monoaminergiques et cholinergique des Nereis (Annelides Polychetes). II. Systeme nerveux central //Arch. Biol. 1979. V. 90. P. 273−288.
  64. Dhainaut-Courtois N., Tramu G., Beauvillain J.C., Masson M. A qualitative approach of the Nereis neuropeptides by use of antibodies to several vertebrate peptides //Neurochemistry international. 1986. V. 8. P. 327−338.
  65. Diaz-Miranda L., Escalona de Motta G., Garcia-Arraras J.E. Localization of neuropeptides in the nervous system of the marine annelid Sabellastarte magnifica // Cell and tissue research. 1991. V. 266. P. 209−217.
  66. Dorresteijn A. Cell lineage and gene expression in the development of polychaetes //Hydrobiologia. 2005. V. 535/536. P. 1−22.
  67. Dorsett D. The sensory and motor innervation of Nereis II Proceedings of the Royal Society of London. Series B,. 1964. V. 159. P. 652−667.
  68. Durchon M. Influence du cerveau sur les processus de regeneration caudale chez les Nereidiens (Annelides Polychetes) // Archives de Zoologie experimentale et generale. 1956. V. 94. P. 1−9.
  69. Fischer A., Dorresteijn A. Culturing Platynereis dumerilii. Электронный ресурс. URL: http://www.uni-giessen.de/~gfl307/breeding.htm (дата обращения: 01.08.2011)
  70. Fischer A.H., Henrich T., Arendt D. The normal development of Platynereis dumerilii (Nereididae, Annelida) // Frontiers in zoology. 2010. V. 7. P. 1−31.
  71. Forest D.L., Lindsay S.M. Observations of serotonin and FMRFamide-like immunoreactivity in palp sensory structures and the anterior nervous system of spionid polychaetes // Journal of morphology. 2008. V. 269. P. 544−551.
  72. Frobius A.C., Seaver E.C. ParaHox gene expression in the polychaete annelid Capitella sp. I // Development genes and evolution. 2006. V. 216. P. 81−88.
  73. Fujii K., Ohta N., Sasaki T., Sekizawa Y., Yamada C., Kobayashi H. Immunoreactive FMRFamide in the Nervous System of the Earthworm, Eisenia foetida: Endocrinology//Zoological science. 1989. V. 6. P. 951−961.
  74. Fujii K., Takeda N. Phylogenetic detection of serotonin immunoreactive cells in the central nervous system of invertebrates // Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Comparative Pharmacology. 1988. V. 89. P. 233−239.
  75. Gardner C.R., Walker R.J. The roles of putative neurotransmitters and neuromodulators in annelids and related invertebrates // Progress in Neurobiology. 1982. V. 18. P. 81−120.
  76. Gilpin-Brown J.B. The reproduction and larval development of Nereis fucata II J. mar. boil. Ass. U.K. 1959. V. 38. P. 65−80.
  77. Goto A., Kitamura K., Arai A., Shimizu T. Cell fate analysis of teloblasts in the Tubifex embryo by intracellular injection of HRP // Development, growth & differentiation. 1999a. V. 41. P. 703−713.
  78. Goto A., Kitamura K., Shimizu T. Cell lineage analysis of pattern formation in the Tubifex embryo. I. Segmentation in the mesoderm // The International journal of developmental biology. 1999b. V. 43. P. 317−327.
  79. Grimmelikhuijzen C.J., Westfall J.A. The nervous systems of cnidarians // The nervous systems of invertebrates: an evolutionary and comparative approach / ed. Olaf Breidbach, Wolfram Kutsch. Basel: Birkhauser Verlag, 1995. P. 7−24.
  80. Hamaker J.I. The nervous system of Nereis virens Sars: a study in comparativeneurology//Bul. Mus. Comp. Zool. Harv. 1898. V. XXXII. P. 89−124.
  81. Hay-Schmidt A. The Larval Nervous System of Polygordius lacteus Scheinder, 1868 (Polygordiidae, Polychaeta): Immunocytochemical Data // Acta Zoologica. 1995. V. 76. P. 121−140.
  82. Herlant-Meewis H., Nokin A. Cicatrisation et premiers stades de regeneration pygidiale chez Nereis diversicolor II Annls Soc. r. zool. Belg. 1963. V. 93. P. 137−154.
  83. Hessling R., Muller M.C., Westheide W. CLSM analysis of serotonin-immunoreactive neurons in the central nervous system of Nais variabilis, Slavina appendiculata and Stylaria lacustris (Oligochaeta: Naididae) // Hydrobiologia. 1999. V. 406. P. 223−233.
  84. Hessling R., Purschke G. Immunohistochemical (cLSM) and ultrastructural analysis of the central nervous system and sense organs in Aeolosoma hemprichi (Annelida, Aeolosomatidae) // Zoomorphology. 2000. V. 120. P. 65−78.
  85. Hessling R., Westheide W. CLSM analysis of development and structure of the central nervous system of Enchytraeus crypticus («Oligochaeta», Enchytraeidae) 11 Zoomorphology. 1999. V. 119. P. 37−47.
  86. Hill S.D. Origin of the Regeneration Blastema in Polychaete Annelids // Integrative and Comparative Biology. 1970. V. 10. P. 101−112.
  87. Hofmann D. Untersuchungen zur regeneration des hinterendes bei Platynereis dumerilii (Audouin et Milne-Edwards) (Annelida, Polychaeta) // Zool. Jb. Abt. Allg. Zool. Physiol. 1966. V. 72. P. 374−430.
  88. Holland P.W. Beyond the Hox: how widespread is homeobox gene clustering? // Journal of anatomy. 2001. V. 199. P. 13−23.
  89. Hulsebosch C.E., Bittner G.D. Morphology and number of neurons in two species of polychaetes // The Journal of comparative neurology. 1981. V. 198. P. 65−75.
  90. Iwanoff P. Die entwicklung der larvalsegmente bei den anneliden // Zoomorphology. 1928. V. 10. P. 62−161.
  91. Kirschstein R.L., Skirboll L.R. Stem cells: scientific progress and future research directions. National Institutes of Health, Dept. of Health and Human Services, 2001. 222 p.
  92. Kulakova M. A., Kostyuchenko R.P., Andreeva T.F., Dondua A.K. The abdominal-B-like gene expression during larval development of Nereis virens (polychaeta) // Mechanisms of development. 2002. V. 115. P. 177−179.
  93. Kulakova M. A., Cook C.E., Andreeva T.F. ParaHox gene expression in larval and postlarval development of the polychaete Nereis virens (Annelida, Lophotrochozoa) // BMC developmental biology. 2008. V. 8. P. 61.
  94. Lacalli T. Structure and organization of the nervous system in the trochophore larva of Spirobranchus // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 1984. V. 306. P. 79−135.
  95. Lacalli T.C. The larval reticulum in Phyllodoce (Polychaeta, Phyllodocida) // Zoomorphology. 1988. V. 108. P. 61−68.
  96. Lent C.M. Serotonergic modulation of the feeding behavior of the medicinal leech // Brain research bulletin. 1985. V. 14. P. 643−55.
  97. Lindvall O., Bjorklund A. The glyoxylic acid fluorescence histochemical method: a detailed account of the methodology for the visualization of central catecholamine neurons //Histochemistry. 1974. V. 39. P. 97−127.
  98. Lopez-Vera E., Aguilar M.B., Heimer de la Cotera E.P. FMRFamide and related peptides in the phylum mollusca // Peptides. 2008. V. 29. P. 310−317.
  99. Manaranche R., L’Hermite P. Etude des Amines Biogenes de Glycera convoluta K. (Annelide Polychete) // Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 1973. V. 137. P. 21−36.
  100. McDougall C., Chen W.-C., Shimeld S.M., Ferrier D.E.K. The development of the larval nervous system, musculature and ciliary bands of Pomatoceros lamarckii (Annelida): heterochrony in polychaetes // Frontiers in zoology. 2006. V. 3. P. 16.
  101. Miron M.J., Anctil M. Serotoninlike immunoreactivity in the central andperipheral nervous system of the scale worm Harmothoe imbricata (Polychaeta) I I The Journal of comparative neurology. 1988. V. 275. P. 429−440.
  102. Myhrberg H.E. Monoaminergic Mechanisms in the Nervous System of Lumbricus terrestris (L.) // Cell & Tissue Research. 1967. V. 81. P. 311−343.
  103. Miiller M.C.M., Westheide W. Comparative analysis of the nervous systems in presumptive progenetic dinophilid and dorvilleid polychaetes (Annelida) by immunohistochemistry and cLSM //Acta Zoologica. 2002. V. 83. P. 33−48.
  104. Nardelli-Haefliger D., Shankland M. Lox2, a putative leech segment identity gene, is expressed in the same segmental domain in different stem cell lineages // Development (Cambridge, England). 1992. V. 116. P. 697−710.
  105. Nezlin L.P., Voronezhskaya E.E. Novel, posterior sensory organ in the trochophore larva of Phyllodoce maculata (Polychaeta) // Proceedings. Biological sciences / The Royal Society. 2003. V. 270 Supp. 1. P. SI59−62.
  106. Nielsen C. Trochophora larvae: cell-lineages, ciliary bands, and body regions. 1. Annelida and Mollusca // Journal of experimental zoology. Part B, Molecular and developmental evolution. 2004. V. 302. P. 35−68.
  107. Nielsen C. Trochophora larvae and adult body regions in annelids: some conclusions // Hydrobiologia. 2005. V. 535/536. P. 23−24.
  108. Nusbaum J. Weitere Regenerationsstudien an Polychaeten. liber Regeneration von Nereis diversicolor IIZ. Wiss. Zool. 1908. V. 89. P. 109−163.
  109. Orrhage L., Miiller M.C.M. Morphology of the nervous system of Polychaeta (Annelida) // Hydrobiologia. 2005. V. 535−536. P. 79−111.
  110. Paulus T., Miiller M.C.M. Cell proliferation dynamics and morphological differentiation during regeneration in Dorvillea bermudensis (Polychaeta, Dorvilleidae) // Journal of morphology. 2006. V. 267. P. 393−403.
  111. Porchet M., Dhainaut-Courtois N. Neuropeptides and monoamines in annelids // Neurohormones in Invertebrates / ed. M.C. Thomdyke, G. Goldsworthy. Cambrige: Cambridge University Press, 1988. P. 219−234.
  112. Price D., Greenberg M.J. Structure of a molluscan cardioexcitatory neuropeptide // Science. 1977. V. 197. P. 670−671.
  113. Price D.A., Greenberg M.J. The hunting of the FaRPs: the distribution of FMRFamide-related peptides // The Biological Bulletin. 1989. V. 177. P. 198 205.
  114. Reglodi D., Slezak S., Lubics A., Szelier M., Elekes K., Lengvari I. Distribution of FMRFamide-like immunoreactivity in the nervous system of Lumbricus terrestris I I Cell and tissue research. 1997. V. 288. P. 575−582.
  115. Reish D.J. The life history and ecology of the polychaetous annelid Nereis grubei (Kinberg) // Occ. Pap. Allan Hancock Fdn. 1954. V. 14. P. 1−46.
  116. Reish D.J. The life history of polychaetous annelid Neanthes caudata (delle Chiaje) including a summary of development of nereid family // Pacif. Sci. 1957. V. 2. P. 216−228.
  117. Rosa de R., Prud’homme B., Balavoine G. Caudal and even-skipped in the annelid Platynereis dumerilii and the ancestry of posterior growth // Evolution & development. 2005. V. 7. P. 574−587.
  118. Schlawny A., Hamann T., Miiller M. A., Pfannenstiel H.-D. The catecholaminergic system of an annelid (Ophryotrocha puerilis, Polychaeta) // Cell and Tissue Research. 1991. V. 265. P. 175−184.
  119. Seaver E.C., Thamm K., Hill S.D. Growth patterns during segmentation in the two polychaete annelids, Capitella sp. and Hydroides elegans: comparisons at distinct life history stages // Evolution & development. 2005. V. 7. P. 312−326.
  120. Shimizu T., Nakamoto A. Segmentation in Annelids: Cellular and Molecular Basis for Metameric Body Plan // Zoological Science. 2001. V. 18. P. 285−298.
  121. Siegel G.J. Basic neurochemistry / ed. G.J. Siegel. Oxford: Elsevier Academic Press, 2006. V. 7. 992 p.
  122. Smith J.E. The nervous anatomy of the body wall segments of Nereidid polychaetes // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. B, Biological Sciences. 1957. V. 240. P. 135−196.
  123. Smith S. A., Nason J., Croll R.P. Distribution of catecholamines in the sea scallop, Placopecten magellanicus II Canadian Journal of Zoology. 1998. V. 76. P. 1254−1262.
  124. Sporhase-Eichmann U., Gras H., Schurmann F.-W. Patterns of serotonin-immunoreactive neurons in the central nervous system of the earthworm Lumbricus terrestris L. II. Rostral and caudal ganglia // Cell and tissue research. 19 876. V. 249. P. 625−632.
  125. Steinmetz P.R.H., Kostyuchenko R.P. Fischer A., Arendt D. The segmental pattern of otx, gbx, and Box genes in the annelid Platynereis dumerilii II Evolution & development. 2011. V. 13. P. 72−79.
  126. Tessmar-Raible K., Raible F., Christodoulou F., Guy K., Rembold M., Hausen H., Arendt D. Conserved sensory-neurosecretory cell types in annelid and fish forebrain: insights into hypothalamus evolution // Cell. 2007. V. 129. P. 1389−1400.
  127. Tzetlin A.B., Filippova A.V. Muscular system in polychaetes (Annelida) //
  128. Hydrobiologia. 2005. V. 535−536. P. 113−126.
  129. Voronezhskaya E.E., Tyurin S.A., Nezlin L.P. Neuronal development in larval chiton Ischnochiton hakodadensis (Mollusca: Polyplacophora) I I The Journal of Comparative Neurology. 2002. V. 444. P. 25−38.
  130. Voronezhskaya E.E., Tsitrin E.B., Nezlin L.P. Neuronal development in larval polychaete Phyllodoce maculata (Phyllodocidae) // The Journal of comparative neurology. 2003. V. 455. P. 299−309.
  131. Walker R.J., Holden-Dye L., Franks C.J. Physiological and pharmacological studies on annelid and nematode body wall muscle // Comparative Biochemistry and Physiology. Part C: Pharmacology, Toxicology and Endocrinology. 1993. V. 106. P. 49−58.
  132. Walker R.J., Papaioannou S., Holden-Dye L. A review of FMRFamide- and RFamide-like peptides in metazoa // Invertebrate neuroscience: IN. 2009. V. 9. P. 111−153.
  133. Weisblat D. A., Huang F.Z. An overview of glossiphoniid leech development // Canadian Journal of Zoology. 2001. V. 79. P. 218−232.
  134. Weisblat D., Shankland M. Cell lineage and segmentation in the leech // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. B, Biological Sciences. 1985. V. 312. P. 39.
  135. Westheide W., McHugh D., Purschke G. Systematization of the Annelida: different approaches // Hydrobiologia. 1999. V. 402. P. 291−307.
  136. Wilson E.B. The cell-lineage of Nereis. A contribution to the cytogeny of the annelid body // Journal of Morphology. 1892. V. 6. P. 361180.
  137. Wilson D.P. The development of Nereis pelagica Linnaeus // J. mar. biol. Ass. U.K. 1932. V. 18. P. 203−217.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!