Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Биохимический анализ гиалуронидазного взаимодействия с эндотелиальным гликокаликсом при нарушениях микроциркуляции

Диссертация: Биохимический анализ гиалуронидазного взаимодействия с эндотелиальным гликокаликсом при нарушениях микроциркуляции
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В целом, полученные результаты демонстрируют, что ферментативное воздействие нативной гиалуронидазы на компонент ЭГК — гиалуронан, в превентивном режиме с последующей ишемией (схема 1), способствует достоверно ускоренному восстановлению уровня исходной микроциркуляции. Ы-ацетилгексозаминовые (у восстанавливающего конца) формы продуктов деградации ЭГК, появляющиеся при ишемии инактивируют… Читать ещё >

Содержание

  • Список используемых сокращений

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Структура и функции эндотелиального гликокаликса системы кровообращения

1.1 Эндотелиальная выстилка сосудов.

1.2 Эндотелиальный гликокаликс.

1.2.1 Визуализация эндотелиального гликокаликса.

1.2.2 Биохимический состав и структура гликокаликса.

1.2.3 Протеогликаны и гликозаминогликаны.

1.2.3.1 Мембранные протеогликаны.

1.2.3.2 Растворимые протеогликаны.

1.2.4 Гликопротеины.

1.2.5 Общая структура эндотелиального гликокаликса.

1.3 Функции гликокаликса.

1−3.1 Эндотелиальный гликокаликс как регулятор сосудистой проницаемости.

1.3.2 Гликокаликс как сенсор и преобразователь напряжение сдвига кровотока.

1.3.3 Гликокаликс как регулятор взаимодействий эндотелия и клеток крови.

1.3.4 Гликокаликс как регулятор микроокружения клеток эндотелия.

1.4 Участие гликокаликса в развитии патологических процессов.

1−5 Регуляция структуры гликокаликса (роль ферментных производных).

1.6 Определение цели и постановка задач исследования.

2 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ Флоуметрическое исследование участия эндотелиального гликокаликса в нарушениях микроциркуляции с помощью производных гиалуронидазы и хондроитинсульфата

2.1 Материалы.

22 Методы.

3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Результаты.

3.2 Обсуждение результатов.

Биохимический анализ гиалуронидазного взаимодействия с эндотелиальным гликокаликсом при нарушениях микроциркуляции (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Сердечно-сосудистые заболевания (ССЗ) являются на сегодняшний день одной из ведущих причин инвалидности и смертности населения развитых стран мира. Необходимость совершенствования существующих и разработки новых средств лечения ССЗ требует изучения факторов риска, развития стратегий диагностики и профилактики, фармакологических и хирургических методов [1]. Важной целью подобных разработок является устранение последствий острого коронарного синдрома (ОКС), частного случая прогрессирующей ишемической болезни сердца (ИБС). ОКС, представленный нестабильной стенокардией, острым мелкоочаговым и трансмуральным инфарктом миокарда (ОИМ), внезапной сердечной смертью, доминирует по частоте распространения и количеству неблагоприятных исходов [2]. Большое внимание клиницистов сосредотачивается на ОИМ с подъемом БТ-сегмента (8ТЕМ!) и другом остром состоянии, внезапной сердечной смерти, из-за быстроты протекания этих патологических процессов и высокого уровня смертности [2, 3].

Острое критическое состояние может быть вызвано закупоркой коронарной артерии в результате: разрыва воспаленной бляшки с дальнейшей окклюзией просвета коронарной артерии тромбом (атеротромбоз) — сужения просвета коронарной артерии при атеросклеротическом поражении (стеноз) — или из-за внезапного увеличения нагрузки на миокард [4]. Это приводит к несоответствию потребности кардиомиоцитов в кислороде и нутриентах с пропускной способностью пораженной коронарной артерии и, как следствие, нарушению сократительной способности кардиомиоцитов и метаболизма миокарда с последующим развитием некроза этой ткани. Размер инфаркта служит первичным определяющим критерием прогноза выживаемости больного. Восстановление коронарного кровотока — реперфузия — за кратчайшие сроки с момента возникновения ОКС позволяет сократить зону инфаркта, восстановить (пусть и с некоторыми компенсаторными издержками) сократительную способность кардиомиоцитов, снизить возможность появления осложнений и наступления летального исхода. Таким образом, целью проводимой реперфузионной терапии является скорейшее восстановление кровоснабжения для исключения возможности формирования застойных зон в системе циркуляции и расширения областей миокардиального некроза.

Современная реперфузионная терапия ОКС заключается в восстановлении коронарного кровотока с помощью фармакологических и интервенционных подходов. Помимо этого в настоящий момент формируется несколько альтернативных методик терапии ОКС, таких как терапевтический ангиогенез и терапия стволовыми клетками [5, 6]. Фармакологические стратегии реканализации коронарной артерии заключаются в проведении тромболизиса препаратами на основе активаторов плазминогена тканевого и урокиназного типа, стрептокиназой с последующим поддержанием целевого состояния при помощи различных классов антитромботических препаратов [7]. Из интервенциальных подходов наиболее широкое распространение сегодня получил набор процедур чрескожных коронарных вмешательств (ЧКВ) [8]. К ЧКВ, в основе которых лежат подходы, направленные на увеличение просвета стенозированной артерии с помощью введенного через сосуд катетера, относятся процедуры баллонной ангиопластики и установки стентов, в том числе с лекарственным покрытием. Сочетание ЧКВ с фармакологическими средствами (фракционированные гепарины, ингибиторы мембранных гликопротеинов ПЬ/Ша тромбоцитов, тромболитики) может улучшать результаты вмешательства. Благодаря этим подходам успешная реваскуляризация коронарной артерии может быть достигнута более чем в 90% случаев проведения ЧКВ.

Успешное использование стратегий экстренной реперфузионной терапии за последние десятилетия сформировали так называемую «концепцию открытой артерии» [9]. Согласно ей своевременное восстановление требуемой проходимости инфарктсвязанной артерии сохраняет целостность миокарда и моторную функцию желудочков сердца, что определяет благоприятный клинический исход. При этом для максимального сокращения размера зоны некроза необходимо как можно раньше провести требуемые терапевтические процедуры. Тем не менее, очевидные положения этой концепции в ряде случаев не подтверждаются в клинической практике [10, 11]. Современная реперфузионная терапия способна ограничивать размер ОИМ примерно на 50% у половины пациентов, тогда как для четверти пациентов из общего числа размер обратимого поражения составляет более 75%. Стоит отметить, что вышеуказанные подходы в большинстве случаев хорошо подходят пациентам со сравнительно небольшим размером обратимого поражения миокарда (менее 20% левого желудочка), но не всегда эффективны в случае больных с большими размерами обратимого поражения [1]. В этих случаях проводимая терапия не достигает восстановления функции поврежденного миокарда и сопровождается значительным развитием сопутствующих осложнений, обусловленных реперфузионным поражением и нарушениями микроциркуляции. Необходимость поиска дополнительных методов терапии этих осложнений была показана с помощью методов электрокардиографии, эхокардиографии, магнитно-резонансной и позитронно-эмиссионной томографии (МРТ и ПЭТ), ангиографии с использованием полуколичественной классификации уровня микроциркуляторной перфузии, допплерографии [7, 12, 13]. Реальное функциональное восстановление миокарда наблюдается при достижении адекватного восстановления тканевой перфузии зоны инфаркта. За прошедшее десятилетие была пересмотрена концепция открытой артерии с созданием концепции оптимальной реперфузии [9, 14]. Согласно ей реперфузионная терапия должна наряду с достаточной реканализацией коронарной артерии обеспечивать адекватное восстановление перфузии на уровне системы микроциркуляции. Последняя представляет собой значительную долю системы кровообращения, реализующую доставку циркулирующей крови и обмен кислородом, нутриентами и метаболитами жизнедеятельности к клеткам органов и тканей организма [15]. Нарушения ее функций могут быть вызваны рядом патологических процессов, таких как сепсис, гиповолюмический и кардиогенный шок [16]. Кроме того, причиной развития микроциркуляторных нарушений может выступать развитие явления по-гейош [17−21]. Таким образом, устранение нарушений микроциркуляции становится значимой целью при терапии тяжелых случаев ОКС.

Существующие на текущий момент представления о молекулярных и клеточных механизмах по-гейо? игнорируют роль одного из его возможных участников. Им является белково-углеводная выстилка клеток сосудистого эндотелия, называемая гликокаликсом (далее ЭГК, эндотелиальный гликокаликс). Учитывая повсеместную распространенность этой структуры, ее размеры и биологические функции (которые, к слову, мало учитывается при изучении процессов функционирования системы микроциркуляции), она не может быть не задействована в явлении по-геАо?.

Целью настоящего исследования стало определение участия эндотелиального гликокаликса в развитии постишемических нарушений системы микроциркуляции. Для достижения поставленной цели мы использовали подход, основывающийся на применении участвующих в катаболизме гликокаликса ферментных препаратов. Известно, что структура гликокаликса определяется группой протеогликанов, гликопротеинов и гликоз-аминогликанов эндотелия, и белков кровотока [22]. Благодаря своим свойствам, гликокаликс принимает участие в ряде функций, поддерживающих метаболизм системы кровообращения. В условиях патологии происходит полная или частичная утрата этой структуры, что приводит к нарушению целостности сосудистой стенки и изменению ее функций. Группа гликозидазных ферментов принимает участие в катаболизме гликозаминогликанов ЭГК, в результате чего они становятся эффективным инструментом для исследования функции гликокаликса в норме и патологии. Функционирование этих ферментов происходит в условиях сахаридного микроокружения (сахариды кровотокагликозаминогликаны гликокаликса и их фрагменты), регулирующего их структуру и специфические активности. При этом ковалентная модификация структуры белков (в том числе и гликозидаз, участвующих в катаболизме гликокаликса) альдоспиртами (процесс, известный как гликирование), а также образование электростатических комплексов с блокированием активного центра биокатализатора приводит к значительной инактивации ферментов [23]. Поэтому исследование взаимодействия гликозидазных ферментов с гликирующими агентами различной природы актуальны для изучения состояния ЭГК в условиях модельной патологии. Данный подход может быть полезен для разработки терапевтических средств лечения заболеваний, связанных с нарушением функционирования системы микроциркуляции.

Таким образом, были определены основные направления исследования: 1) разработка гиалуронидазного теста участия ЭГК микроциркуляции в развитии микрососудистых поражений при ишемии/реперфузии- 2) тестирование предложенных ферментных соединений на модели ишемии/реперфузии задней конечности крысы.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Структура и функции эндотелиального гликокаликса системы кровообращения.

выводы.

1. Модификация бычьей тестикулярной гиалуронидазы хондроитинеульфатом стабилизирует ее эндогликозидазную активность по отношению к инактивирующему гликированию моно- (глюкоза и галактоза) и ди- (целлобиоза, мальтоза, лактоза) сахаридами.

2. Гликирование нативной и модифицированной хондроитинеульфатом гиалуронидазы N-ацетилгексозаминами (как в виде индивидуальных соединений, так и в составе структуры фрагментов гиалуронана) значительно инактивирует эндогликозидазную активность модифицированной гиалуронидазы и незначительно влияет на нативный фермент.

3. Противоположное влияние на эндогликозидазную активность нативной и модифицированной хондроитинеульфатом гиалуронидазы монои дисахаридов, с одной стороны, и N-ацетилгексозаминов (расположенных у восстанавливающего конца продуктов деградации эндотелиального гликокаликса), с другой, предполагает использование этих ферментных производных для выяснения участия продуктов деградации эндотелиального гликокаликса в развитии нарушений микроциркуляции, вызванных процессом ишемии с последующей реперфузией.

4. На модели «ишемии/реперфузии» мышц задней конечности крысы превентивное (предышемическое) внутривенное болюсное введение нативной гиалуронидазы быстрее вызывает восстановление исходного уровня микроциркуляции, чем действие модифицированного фермента. Эти результаты свидетельствуют о преобладании в ишемизированной микрососудистой сети продуктов деградации эндотелиального гликокаликса, вносящих вклад в развитие микрососудитых обструкций в ишемизированных тканях и ингибирующих модифицированную хондроитинсульфатом гиалуронидазу.

5. Ингибирующее действие продуктов деградации эндотелиального гликокаликса на модифицированную хондроитинсульфатом гиалуронидазу более выражено после постишемического внутривенного болюсного введения исследуемых агентов.

6. По данным биохимического тестирования с использованием нативной и модифицированной хондроитинсульфатом гиалуронидазы на предложенной модели ишемии с последующей реперфузией мышц задней конечности крысы эндотелиальный гликокаликс участвует в развитии нарушений микроциркуляции.

3.3.

Заключение

.

В целом, полученные результаты демонстрируют, что ферментативное воздействие нативной гиалуронидазы на компонент ЭГК — гиалуронан, в превентивном режиме с последующей ишемией (схема 1), способствует достоверно ускоренному восстановлению уровня исходной микроциркуляции. Ы-ацетилгексозаминовые (у восстанавливающего конца) формы продуктов деградации ЭГК, появляющиеся при ишемии инактивируют модифицированное хондроитинсульфатом производное гиалуронидазы. «Ударное» действие накопленных при ишемии продуктов деградации ЭГК становится еще более выраженным при «остром» введении исследуемых соединений (схема 2). Инактивируется как ковалентный, так и электростатический комплекс нативной гиалуронидазы с хондроитинсульфатом. Данные вейвлет-спектров позволяют предполагать (схема 2) удержание гликокаликсом модифицированной гиалуронидазы, свободного хондроитинсульфата и его комплекса с нативной гиалуронидазой, что способствует замедленному восстановлению исходного уровня микроциркуляции. Кроме того, в этих условиях теряется антиишемическая защита микрососудистой поверхности свободным хондроитинсульфатом и его смесью с нативной гиалуронидазой. Тормозящее действие БСА в обеих исследуемых схемах эксперимента и инактивация продуктами деградации ЭГК модифицированной гиалуронидазы непреложно указывают на значимость стабильной гиалуронидазной активности для скорейшего восстановления адекватного уровня микроциркуляции. Полученные результаты достоверно свидетельствуют об участии ЭГК в микроциркуляторных нарушениях. Это обосновывает разработку новых терапевтических подходов, направленных на сохранение и/или восстановление структры эндотелиального гликокаликса, в случаях отсутствия «оптимальной» реперфузии у пациентов с острыми сердечно-сосудистыми поражениями.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Miura Т., Miki Т. Limitation of myocardial infarct size in the clinical setting: current status and challenges in translating animal experiments into clinical therapy. Basic Res. Cardiol., 2008, 103(6), 501−513.
  2. Malach M., Imperato P.J. Acute myocardial infarction and acute coronary syndrome: then and now (1950−2005). Prev. Cardiol., 2006, 9(4), 228−234.
  3. El-Sherif N., Khan A., Savarese J., Turitto G. Pathophysiology, risk stratification, and management of sudden cardiac death in coronary artery disease. Cardiol. J., 2010, 17(1), 4−10.
  4. Kumar A., Cannon C.P. Acute coronary syndromes: diagnosis and management- part I: Mayo Clin. Proc., 2009, 84(10), 917−938- part II: Mayo Clin. Proc., 2009, 84(11), 1021−1036
  5. Renault M.A., Losordo D.W. Therapeutic myocardial angiogenesis. Microvasc. Res., 2007, 74(2−3), 159−171.
  6. Hosoda Т., Kajstura J., Leri A., Anversa P. Mechanisms of myocardial regeneration. Circ. J., 2010, 74(1), 13−17.
  7. Gray D. Thrombolysis: past, present, and future. Postgrad. Med. J., 2006, 82(968), 372−375.
  8. Smith E.J., Mathur A., Rothman M.T. Recent advances in primary percutaneous intervention for acute myocardial infarction. Heart, 2005, 91(12), 1533−1536.
  9. Roe M.T., Ohman E.M., Maas A.C., Christenson R.H., Mahaffey K.W., Granger C.B., Harrington R.A., Califf R.M., Krucoff M.W. Shifting the open-artery hypothesis downstream: the quest for optimal reperfusion. J. Am. Coll. Cardiol., 2001, 37(1), 9−18.
  10. Kloner R.A., Forman M.B., Gibbons R.J., Ross A.M., Alexander R.W., Stone G.W. Impact of time to therapy and reperfusion modality on the efficacy of adenosine in acute myocardial infarction: the AMISTAD-2 trial. Eur. Heart J., 2006, 27(20), 2400−2405.
  11. Morrow D.A., de Lemos J.A. Assessing the success of fibrinolysis: can we let the interventionalist rest? Am. Heart J., 2003, 145(3), 380−382.
  12. Zarrabi A., Eftekhari H., Casscells S.W., Madjid M. The open-artery hypothesis revisited. Tex. Heart Inst. J., 2006, 33(3), 345−352.
  13. Rezkalla S.H., Kloner R.A. No-reflow phenomenon. Circulation, 2002, 105(5), 656−662.
  14. Ito H. No-reflow phenomenon in patients with acute myocardial infarction: its pathophysiology and clinical implications. Acta Med. Okayama, 2009, 63(4), 161−168.
  15. Reffelmann T., Kloner R.A. Microvascular alterations after temporary coronary artery occlusion: The no-reflow phenomenon. J. Cardiovasc. Pharmacol. Ther., 2004, 9(3), 163−172.
  16. Buja L.M. Myocardial ischemia and reperfusion injury. Cardiovasc. Pathol., 2005, 14(4), 170−175.
  17. Lee C.H., Tse H.F. Microvascular obstruction after percutaneous coronary intervention. Catheter. Cardiovasc. Interv., 2010, 75(3), 369−377.
  18. Pries A.R., Secomb T.W., Gaehtgens P. The endothelial surface layer. Pflugers Arch. Eur. J. Physiol., 2000, 440, 653−666.
  19. Goldin A., Beckman J.A. Schmidt A.M., Creager M.A. Advanced glycation end products: sparking the development of diabetic vascular injury. Circulation, 2006, 114(6), 597−605.
  20. Galley H.F., Webster N.R. Physiology of the endothelium. Br. J. Anaesth., 2004, 93(1), 105−113.
  21. Aird W.C. Phenotypic heterogeneity of the endothelium: part I. Structure, function, and mechanisms. Circ. Res., 2007, 100(2), 158−173- part II. Representative vascular beds. Circ. Res., 2007, 100(2), 174−190.
  22. Ando J., Yamamoto K. Vascular mechanobiology: endothelial cell responses to fluid shear stress. Circ. J., 2009, 73(11), 1983−1992.
  23. Pechanova O., Simko F. The role of nitric oxide in the maintenance of vasoactive balance. Physiol. Res., 2007, 56 Suppl 2, S7-S16.
  24. Davies P.F. Flow-mediated endothelial mechanotransduction. Physiol. Rev., 1995,75(3), 519−560.
  25. Tanaka K.A., Key N.S., Levy J.H. Blood coagulation: hemostasis and thrombin regulation. Anesth. Analg., 2009, 108(5), 1433−1446.
  26. Dignan R.J., Kadletz M., Dyke C. M, Lutz H.A., Yeh T. Jr, Wechsler A.S. Microvascular dysfunction after myocardial ischemia. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 1995, 109(5), 892−897.
  27. Hadi H.A., Carr C.S., A1 Suwaidi J. Endothelial dysfunction: cardiovascular risk factors, therapy, and outcome. Vase. Health Risk Manag., 2005, 1(3), 183−198.
  28. Weinbaum S., Tarbell J.M., Damiano E.R. The structure and function of the endothelial glycocalyx layer. Annu. Rev. Biomed. Eng., 2007, 9, 121−167.
  29. Adamson R.H., Clough G. Plasma proteins modify the endothelial cell glycocalyx of frog mesenteric microvessels. J. Physiol., 1992, 445, 473−486.
  30. Ueda A., Shimomura M., Ikeda M., Yamaguchi R., Tanishita K. Effect of glycocalyx on shear-dependent albumin uptake in endothelial cells. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2004, 287(5), H2287-H2294.
  31. Hjalmarsson C., Johansson B.R., Haraldsson B. Electron microscopic evaluation of the endothelial surface layer of glomerular capillaries. Microvasc. Res., 2004, 67(1), 9−17.
  32. Rostgaard J., Qvortrup K. Sieve plugs in fenestrae of glomerular capillaries -site of the filtration barrier? Cells Tissues Organs, 2002, 170(2−3), 132−138.
  33. Weinbaum S., Zhang X., Han Y., Vink H., Cowin S.C. Mechanotransduction and flow across the endothelial glycocalyx. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003, 100(13), 7988−7995.
  34. Vink H., Duling B.R. Identification of distinct luminal domains for macromolecules, erythrocytes, and leukocytes within mammalian capillaries. Circ. Res., 1996, 79(3), 581−589.
  35. Constantinescu A.A., Vink H., Spaan J.A. Endothelial cell glycocalyx modulates immobilization of leukocytes at the endothelial surface. Arterioscler. Thromb. Vase. Biol., 2003, 23(9), 1541−1547.
  36. Vink H., Constantinescu A.A., Spaan J.A. Oxidized lipoproteins degrade the endothelial surface layer: implications for platelet-endothelial cell adhesion. Circulation, 2000, 101(13), 1500−1502.
  37. Mulivor A.W., Lipowsky H.H. Inflammation- and ischemia-induced shedding of venular glycocalyx. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2004, 286(5), H1672-H1680.
  38. Lawrenson J.G., Cassella J.P., Hayes A.J., Firth J.A., Allt G. Endothelial glycoconjugates: a comparative lectin study of the brain, retina and myocardium. J. Anat., 2000, 196(Pt 1), 55−60.
  39. Lipowsky H.H. Microvascular rheology and hemodynamics. Microcirculation, 2005, 12(1), 5−15.
  40. Reitsma S., Slaaf D.W., Vink H., van Zandvoort M.A., oude Egbrink M.G. The endothelial glycocalyx: composition, functions, and visualization. Pflugers Arch., 2007, 454(3), 345−359.
  41. Gandhi N.S., Mancera R.L. The structure of glycosaminoglycans and their interactions with proteins. Chem. Biol. Drug Des., 2008, 72(6), 455−482.
  42. Sugahara K., Kitagawa H. Heparin and heparan sulfate biosynthesis. IUBMB Life, 2002, 54(4), 163−175.
  43. Silbert J.E., Sugumaran G. Biosynthesis of chondroitin/dermatan sulfate. IUBMB Life, 2002, 54(4), 177−186.
  44. Jackson D.G. Immunological functions of hyaluronan and its receptors in the lymphatics. Immunol. Rev., 2009, 230(1), 216−231.
  45. Essentials of Glycobiology, Second Edition, edit. Varki A., Cummings R.D., Esko J.D., Freeze H.H., Hart G.W., Etzler M.E., Cold spring harbor laboratory press, 2009, 784 pp.
  46. Tkachenko E., Rhodes J.M., Simons M. Syndecans: new kids on the signaling block. Circ. Res., 2005, 96(5), 488−500.
  47. Fransson L.A., Belting M., Cheng F., Jonsson M., Mani K., Sandgren S. Novel aspects of glypican glycobiology. Cell Mol., Life Sci., 2004, 61, 10 161 024.
  48. Wight T.N. Arterial remodeling in vascular disease: a key role for hyaluronan and versican. Front. Biosci., 2008, 13, 4933−4937.
  49. Zarbock A., Ley K. Neutrophil adhesion and activation under flow. Microcirculation, 2009, 16(1), 31−42.
  50. Sperandio M., Ley K. The physiology and pathophysiology of P-selectin. Mod. Asp. Immunobiol., 2005, 15, 24−26.
  51. Woodfin A., Voisin M.B., Nourshargh S. PECAM-1: a multi-functional molecule in inflammation and vascular biology. Arterioscler. Thromb. Vase. Biol., 2007, 27(12), 2514−2523.
  52. Du X. Signaling and regulation of the platelet glycoprotein Ib-IX-V complex. Curr. Opin. Hematol., 2007, 14(3), 262−269.
  53. Henry C.B., Duling B.R. Permeation of the luminal capillary glycocalyx is determined by hyaluronan. Am. J. Physiol., 1999, 277(2 Pt2), H508-H514.
  54. Platts S.H., Duling B.R. Adenosine A3 receptor activation modulates the capillary endothelial glycocalyx. Circ. Res., 2004, 94(1), 77−82.
  55. Adamson R.H., Lenz J.F., Zhang X., Adamson G.N., Weinbaum S., Curry F.E. Oncotic pressures opposing filtration across non-fenestrated rat microvessels. J. Physiol., 2004, 557(Pt 3), 889−907.
  56. A.M., Балашов C.A. Механочувствительность артериального эндотелия. Тверь: Издательство «Триада», 2005, 208 е., стр. 41−58- 70−74.
  57. Jones Е.А., le Noble F., Eichmann A. What determines blood vessel structure? Genetic prespecification vs. hemodynamics. Physiology (Bethesda), 2006, 21, 388−395.
  58. Caro C.G. Discovery of the role of wall shear in atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vase. Biol., 2009, 29(2), 158−161.
  59. Chappell D., Jacob M., Rehm M., Stoeckelhuber M., Welsch U., Conzen P., Becker B.F. Heparinase selectively sheds heparan sulphate from the endothelial glycocalyx. Biol. Chem., 2008, 389(1), 79−82.
  60. Thi M.M., Tarbell J.M., Weinbaum S., Spray D.C. The role of the glycocalyx in reorganization of the actin cytoskeleton under fluid shear stress: a «bumper-car» model. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 2004, 101(47), 1 648 316 488.
  61. Yao Y., Rabodzey A., Dewey C.F. Jr. Glycocalyx modulates the motility and proliferative response of vascular endothelium to fluid shear stress. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2007, 293(2), H1023-H1030.
  62. B.A. Капилляры / под общ. ред. Савельева С. В. М.: ВЕДИ, 2007,288 с., стр. 30−31.
  63. Liu X., Miller M.J., Joshi M.S., Sadowska-Krowicka H., Clark D.A., Lancaster J.R. Jr. Diffusion-limited reaction of free nitric oxide with erythrocytes. J. Biol. Chem., 1998, 273(30), 18 709−18 713.
  64. Vaughn M.W., Kuo L., Kiao J.C. Effective diffusion distance of nitric oxide in the microcirculation. Am. J. Physiol., 1998, 274(5 Pt 2), H1705-H1714.
  65. Frenette P. S., Johnson R.C., Hynes R.O., Wagner D.D. Platelets roll on stimulated endothelium in vivo: an interaction mediated by endothelial P-selectin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, 92(16), 7450−7454.
  66. Robbins M., Topol E.J. Inflammation in acute coronary syndromes. Cleve. Clin. J. Med., 2002, 69 Suppl 2, SII130-SII142.
  67. Zarbock A., Ley K. Mechanisms and consequences of neutrophil interaction with the endothelium. Am. J. Pathol., 2008, 172(1), 1−7.
  68. Henry C.B., Duling B.R. TNF-alpha increases entry of macromolecules into luminal endothelial cell glycocalyx. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2000, 279(6), H2815-H2823.
  69. Butler L.M., Rainger G.E., Nash G.B. A role for the endothelial glycosaminoglycan hyaluronan in neutrophil recruitment by endothelial cells cultured for prolonged periods. Exp. Cell Res., 2009, 315(19), 3433−3441.
  70. Zhao Y., Chien S., Weinbaum S. Dynamic contact forces on leukocyte microvilli and their penetration of the endothelial glycocalyx. Biophys. J., 2001, 80(3), 1124−1140.
  71. Janssen G.H., Tangelder G.J., Oude Egbrink M.G., Reneman R.S. Spontaneous leukocyte rolling in venules in untraumatized skin of conscious and anesthetized animals. Am. J. Physiol., 1994, 267(3 Pt 2), HI 199-H1204.
  72. Harmer N.J. Insights into the role of heparan sulphate in fibroblast growth factor signalling. Biochem. Soc. Trans., 2006, 34(Pt 3), 442−445.
  73. Wilsie L.C., Orlando R.A. The low density lipoprotein receptor-related protein complexes with cell surface heparan sulfate proteoglycans to regulate proteoglycan-mediated lipoprotein catabolism. J. Biol. Chem., 2003, 278(18), 15 758−15 764.
  74. Mambetsariev N., Mirzapoiazova T., Mambetsariev B., Sammani S., Lennon F.E., Garcia J.G., Singleton P.A. Hyaluronic acid binding protein 2 is a novel regulator of vascular integrity. Arterioscler. Thromb. Vase. Biol., 2010, 30(3), 483−490.
  75. Quinsey N.S., Greedy A.L., Bottomley S.P., Whisstock J.C., Pike R.N. Antithrombin: in control of coagulation. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2004, 36(3), 386−389.
  76. Ho G., Broze G.J. Jr, Schwartz A.L. Role of heparan sulfate proteoglycans in the uptake and degradation of tissue factor pathway inhibitor-coagulation factor Xa complexes. J. Biol. Chem., 1997, 272(27), 16 838−16 844.
  77. Kumagai R., Lu X., Kassab G.S. Role of glycocalyx in flow-induced production of nitric oxide and reactive oxygen species. Free Radic. Biol. Med., 2009, 47(5), 600−607.
  78. Zweier J.L., Talukder M.A. The role of oxidants and free radicals in reperfusion injury. Cardiovasc. Res., 2006, 70(2), 181−190.
  79. Rehm M., Bruegger D., Christ F., Conzen P., Thiel M., Jacob M., Chappell
  80. D., Stoeckelhuber M., Welsch U., Reichart B., Peter K., Becker B.F. Shedding of the endothelial glycocalyx in patients undergoing major vascular surgery with global and regional ischemia. Circulation, 2007, 116(17), 18 961 906.
  81. Brower J.B., Targovnik J.H., Caplan M.R., Massia S.P. High glucose-mediated loss of cell surface heparan sulfate proteoglycan impairs the endothelial shear stress responce. Cytoskeletion, 2010, 67, 135−141.
  82. Nieuwdorp M., Mooij H.L., Kroon J., Atasever B., Spaan J.A., Ince C., Holleman F., Diamant M., Heine R.J., Hoekstra J.B., Kastelein J.J., Stroes
  83. E.S., Vink H. Endothelial glycocalyx damage coincides with microalbuminuria in type 1 diabetes. Diabetes, 2006, 55, 1127−1132.
  84. Meuwese M.C., Stroes E.S.G., Vink H., van den Berg B. Continuous infusion of hyaluronidase reduces systemic glycocalyx volume and associates with increased molecular clearance meeting abstract. FASEB J., 2008, 22, 924.20.
  85. Henry C.B., Duling B.R. TNF-alpha increases entry of macromolecules into luminal endothelial cell glycocalyx. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2000, 279, H2815-H2823.
  86. Marechal X., Favory R., Joulin O., Montaigne D., Hassoun S., Decoster B., Zerimech F., Neviere R. Endothelial glycocalyx damage during endotoxemia coincides with microcirculatory dysfunction and vascular oxidative stress. Shock, 2008, 29(5), 572−576.
  87. Kumagai R., Lu X., Kassab G.S. Role of glycocalyx in flow-induced production of nitric oxide and reactive oxygen species. Free Radic. Biol. Med., 2009, 47(5), 600−607.
  88. Gonzalez-Gay M.A., Gonzalez-Juanatey C., Miranda-Filloy J.A., Garcia-Porrua C., Llorca J., Martin J. Cardiovascular disease in rheumatoid arthritis. Biomed. Pharmacother., 2006, 60(10), 673−677.
  89. А.В. Эффекты гликозаминотликанов в сосудистых событиях. Хим.-фарм. журн., 2008, Т. 42, № 10, 3−13.
  90. Stern R., Jedrzejas M.J. Hyaluronidases: their genomics, structures, and mechanisms of action. Chem. Rev., 2006, 106, 818−839.
  91. Chao K.L., Muthukumar L., Herzberg O. Structure of human hyaluronidase-1, a hyaluronan hydrolyzing enzyme involved in tumor growth and angiogenesis. Biochemistry, 2007, 46(23), 6911−6920.
  92. Stern R., Asari A.A., Sugahara K.N. Hyaluronan fragments: an information-rich system. Eur. J. Cell Biol., 2006, 85(8), 699−715.
  93. Mio K., Stern R. Inhibitors of the hyaluronidases. Matrix Biol., 2002, 21(1), 31−37.
  94. Markovic-Housley Z., Miglierini G., Soldatova L., Rizkallah P.J., Miiller U., Schirmer T. Crystal structure of hyaluronidase, a major allergen of bee venom. Structure, 2000, 8(10), 1025−1035.
  95. Maksimenko A.V., Petrova M.L., Tischenko E.G., Schechilina Y.V. Chemical modification of hyaluronidase regulates its inhibition by heparin. Eur. J. Pharm. Biopharm., 2001, 51(1), 33−38.
  96. A.B., Щечилина Ю. В., Тищенко Е. Г. Модифицированная декстраном гиалуронидаза резистентна к ингибированию гепарином. Биохимия, 2001, 66, 563−572.
  97. А.В., Щечилина Ю. В., Тищенко Е. Г. Гликозаминогликановое микроокружение гиалуронидазы в регуляции ее эндогликозидазной активности. Биохимия, 2003, 68(8), 1055−1062.
  98. Takagaki К., Kojima К., Majima М., Nakamura Т., Kato I., Endo М. Ionspray mass spectrometric analysis of glycosaminoglycan oligosaccharides. Glycoconj. J., 1992, 9(4), 174−179.
  99. Vercruysse K.P., Lauwers A.R., Demeester J.M. Absolute and empirical determination of the enzymatic activity and kinetic investigation of the actionof hyaluronidase on hyaluronan using viscosimetry. Biochem. J., 1995, 306 (Pt 1), 153−160.
  100. A.B., Петрова M.JI., Тищенко Е. Г., Щечилина Ю. В. Регуляция ингибироваиия гепарином гиалуронидазы посредством ее химической модификации. Биоорган, химия, 2000, 26(5), 357−361.
  101. А.В., Тищенко Е. Г. Ковалентная модификация субъединиц супероксиддисмутазы хондроитин сульфатом. Биохимия, 1997, 62(10), 1359−1363.
  102. А.В., Тищенко Е. Г. Модификация каталазы хондроитинсульфатом. Биохимия, 1997, 62(10), 1364−1368.
  103. Bradford М.М. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem., 1976, 72, 248−254.
  104. Spadaro A.C., Draghetta W., Del Lamma S.N., Camargo A.C., Greene L.J. A convenient manual trinitrobenzenesulfonic acid method for monitoring amino acids and peptides in chromatographic column effluents. Anal. Biochem., 1979, 96(2), 317−321.
  105. Goldin A., Beckman J.A. Schmidt A.M., Creager M.A. Advanced glycation end products: sparking the development of diabetic vascular injury. Circulation, 2006, 114(6), 597−605.
  106. Stern R., Kogan G., Jedrzejas M.J., Soltes L. The many ways to cleave hyaluronan. Biotechnol. Adv., 2007, 25(6), 537−557.
  107. Grimsrud P.A., Xie H., Griffin T.J., Bernlohr D.A. Oxidative stress and covalent modification of protein with bioactive aldehydes. J. Biol. Chem., 2008, 283(32), 21 837−21 841.
  108. Laferriere A., Millecamps M., Xanthos D.N., Xiao W.H., Siau C., de Mos M., Sachot C., Ragavendran J.V., Huygen F.J., Bennett G.J., Coderre T.J. Cutaneous tactile allodynia associated with microvascular dysfunction in muscle. Mol. Pain, 2008, 4, 49−60.
  109. Stevens A.P., Hlady V., Dull R.O. Fluorescence correlation spectroscopy can probe albumin dynamics inside lung endothelial glycocalyx. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol., 2007, 293(2), L328-L335.
  110. Cabrales P., Vazquez B.Y., Tsai A.G., Intaglietta M. Microvascular and capillary perfusion following glycocalyx degradation. J. Appl. Physiol., 2007, 102(6), 2251−2259.
  111. Johansen P.G., Marshall R.D., Neuberger A. Carbohydrates in protein. 3 The preparation and some of the properties of a glycopeptide from hen’s-egg albumin. Biochem. J., 1961, 78, 518−527.
  112. Lechner J., Wieland F. Structure and biosynthesis of prokaryotic glycoproteins. Annu. Rev. Biochem., 1989, 58, 173−194.
  113. Spiro R.G. Protein glycosylation: nature, distribution, enzymatic formation, and disease implications of glycopeptide bonds. Glycobiology, 2002, 12(4), 43R-56R.
  114. Chen F., Kakizaki I., Yamaguchi M., Kojima K., Takagaki K., Endo M. Novel products in hyaluronan digested by bovine testicular hyaluronidase. Glycoconj. J., 2009, 26(5), 559−566.
  115. Pollak A., Coradello H., Leban J., Maxa E., Sternberg M., Widhalm K., Lubec G. Inhibition of alkaline phosphatase activity by glucose. Clin. Chim. Acta, 1983, 133(1), 15−24.
  116. Seyfried N.T., Blundell C.D., Day A.J., Almond A. Preparation and application of biologically active fluorescent hyaluronan oligosaccharides. Glycobiology, 2005, 15(3), 303−312.
  117. Ghatak S., Misra S., Toole B.P. Hyaluronan oligosaccharides inhibit anchorage-independent growth of tumor cells by suppressing the phosphoinositide 3-kinase/Akt cell survival pathway. J. Biol. Chem., 2002, 277(41), 38 013−38 020.
  118. Blaisdell F.W. The pathophysiology of skeletal muscle ischemia and the reperfusion syndrome: a review. Cardiovasc. Surg., 2002, 10(6), 620−630.
  119. Makitie J., Teravainen H. Histochemical studies of striated muscle after temporary ischemia in the rat. Acta neuropath. (Berl.), 1977, 37, 101−109.
  120. Petrasek P.F., Homer-Vanniasinkam S., Walker P.M. Determinants of ischemic injury to skeletal muscle. J. Vase. Surg., 1994, 19(4), 623−631.
  121. Newman R.J. Metabolic effects of tourniquet ischaemia studied by nuclear magnetic resonance spectroscopy. J. Bone Joint Surg. Br., 1984, 66(3), 434 440.
  122. Szokoly M., Nemeth N., Hamar J., Furka I., Miko I. Early systemic effects of hind limb ischemia-reperfusion on hemodynamics and acid-base balance in the rat. Microsurgery, 2006, 26(8), 585−589.
  123. Taylor J.C., Li Z., Yang H.T., Laughlin M.H., Terjung R.L. Alpha-adrenergic inhibition increases collateral circuit conductance in rats following acute occlusion of the femoral artery. J. Physiol., 2008, 586(6), 1649−1667.
  124. Fitzal F., DeLano F.A., Young C., Schmid-Schonbein G.W. Early capillary no-reflow during low-flow reperfusion after hind limb ischemia in the rat. Ann. Plast. Surg., 2002, 49(2), 170−180.
  125. Yassin M.M., Barros D’Sa A.A., Parks G., Abdulkadir A.S., Halliday I., Rowlands B.J. Mortality following lower limb ischemia-reperfusion: a systemic inflammatory response? World J. Surg., 1996, 20(8), 961−966.
  126. Akimau P., Yoshiya K., Hosotsubo H., Takakuwa T., Tanaka H., Sugimoto H. New experimental model of crush injury of the hindlimbs in rats. J. Trauma, 2005, 58(1), 51−58.
  127. Redfern W.S., Little R.A., Stoner H.B., Marshall H.W. Effect of limb ischaemia on blood pressure and the blood pressure-heart rate reflex in the rat. Q. J. Exp. Physiol., 1984, 69(4), 763−779.
  128. Little R.A. Heat production after injury. Br. Med. Bull, 1985, 41(3), 226−231.
  129. Scudder J.D., Blystone R.V., Pulliam D.A. Control of anesthesia-induced hypothermia by ambient temperature regulation in rats. J. Therm. Biol., 2009, 34(4), 176−182.
  130. Knappe T., Mittlmeier T., Eipel C., Amon M., Menger M.D., Vollmar B. Effect of systemic hypothermia on local soft tissue trauma-induced microcirculatory and cellular dysfunction in mice. Crit. Care Med., 2005, 33(8), 1805−1813.
  131. Szokoly M., Nemeth N., Hamar J., Furka I., Miko I. Early systemic effects of hind limb ischemia-reperfusion on hemodynamics and acid-base balance in the rat. Microsurgery, 2006, 26(8), 585−589.
  132. Skjeldal S., Torvik A., Nordsletten L., Kirkeby O.J., Grogaard B., Svindland A., Reikeras O. Local hypothermia during ischemia or reperfusion in skeletal muscles. Res. Exp. Med. (Berl.), 1993, 193(2), 73−80.
  133. Hudetz A.G., Wood J.D., Biswal B.B., Krolo I., Kampine J.P. Effect of hemodilution on RBC velocity, supply rate, and hematocrit in the cerebral capillary network. J. Appl. Physiol., 1999, 87(2), 505−509.
  134. А.И., Сидоров B.B. Лазерная допплеровская флоуметрия микроциркуляции крови. М.: Медицина, 2005. 254 с.
  135. Funk W., Intaglietta М. Spontaneous arteriolar vasomotion. Prog. Appl. Microcirc., 1983,3,66−82.
  136. Kastrup J., Billow J., Lassen N.A. Vasomotion in human skin before and after local heating recorded with laser Doppler flowmetry. A method for induction of vasomotion. Int. J. Microcirc. Clin. Exp., 1989, 8(2), 205−215.
  137. А.И. Динамический колебательный контур регуляции капиллярной гемодинамики. Физиол. чел., 2007, 33(5), 95−103.
  138. Kvernmo H.D., Stefanovska A., Kirkeboen К.A., Kvernebo К. Oscillations in the human cutaneous blood perfusion signal modified by endothelium-dependent and endothelium-independent vasodilators. Microvasc. Res., 1999, 57(3), 298−309.
  139. Platts S.H., Linden J., Duling B.R. Rapid modification of the glycocalyx caused by ischemia-reperfusion is inhibited by adenosine A2A receptor activation. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2003, 284(6), H2360-H2367.
  140. Tarbell J.M. Shear stress and the endothelial transport barrier. Cardiovasc. Res., 2010, 87(2), 320−330.
  141. Liu Y., Li H., Bubolz A.H., Zhang D.X., Gutterman D.D. Endothelial cytoskeletal elements are critical for flow-mediated dilation in human coronary arterioles. Med. Biol. Eng. Comput., 2008, 46(5), 469−478.
  142. Graier W.F., Hecker M. Endothelial H202: a bad guy turning good? Arterioscler. Thromb. Vase. Biol., 2008, 28(10), 1691−1693.
  143. Maksimenko A.V. Experimental antioxidant biotherapy for protection of the vascular wall by modified forms of superoxide dismutase and catalase. Curr. Pharm. Des., 2005, 11(16), 2007−2016.
  144. Camaioni A., Hascall V.C., Yanagishita M., Salustri A. Effects of exogenous hyaluronic acid and serum on matrix organization and stability in the mouse cumulus cell-oocyte complex. J. Biol. Chem., 1993, 268(27), 20 473−20 481.
  145. Wight T.N., Merrilees M.J. Proteoglycans in atherosclerosis and restenosis: key roles for versican. Circ. Res., 2004, 94(9), 1158−1167.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!