Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Тестирование солеустойчивости нормальных и модифицированных форм сельскохозяйственных растений по цитологическим маркерам

Диссертация: Тестирование солеустойчивости нормальных и модифицированных форм сельскохозяйственных растений по цитологическим маркерам
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

На основе анализа ультраструктурной организации ядрышек показано, что активность синтеза рРНК в клетках меристемы корпя зависит от концентрации использованных реагентов: низкие дозы маннитола и ЫаС1, ЫагЗС^ приводят к структурным изменениям ядрышек, свидетельствующим об активации синтеза рРНК, а высокие дозы солей (но не маннитола) частично ипгибируют этот процесс. Ультраструктурпый анализ клеток… Читать ещё >

Содержание

  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Солевой стресс и засоление, воздействие на растения
      • 1. 1. 1. Засоление как фактор среды
      • 1. 1. 2. Механизм действия солей на растения и адаптация
    • 1. 2. Воздействие солевого стресса и засоления на растения
      • 1. 2. 1. Влияние солей на рост и морфологию растеиий
      • 1. 2. 2. Влияние солей па мезоструктуру тканей и органов растеиий
      • 1. 2. 3. Влияние солей на ультраструктуру клеток растений
      • 1. 2. 4. Влияние стрессовых факторов па структуру и функции цитоскелета
      • 1. 2. 5. Влияние стрессовых факторов на клеточный цикл меристемы растений
      • 1. 2. 6. Влияние солей на физиологические параметры
      • 1. 2. 7. Влияние солей на биохимические процессы
      • 1. 2. 8. Влияние солей на транспорт и накопление ионов
      • 1. 2. 9. Роль осмотически активных веществ в формировании солеустойчивости
      • 1. 2. 10. Роль белков в формировании солеустойчивости
    • 1. 3. Способы повышения солеустойчивости растений
      • 1. 3. 1. Традиционные методы^
      • 1. 3. 2. Современные биотехнологические методы и генетическая инженерия
    • 1. 4. Методы оценки соле- и стрессоустойчивости растений
      • 1. 4. 1. Традиционные методы
      • 1. 4. 2. Другие методы оценки устойчивости
    • 1. 5. Мобилизация запасных веществ, влияние стрессовых факторов
      • 1. 5. 1. Мобилизация запасных веществ при прорастаиии
      • 1. 5. 2. Запасные белки
      • 1. 5. 3. Запасные полисахариды
      • 1. 5. 4. Запасные липиды
  • МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Схема постановки эксперимента
    • 2. 2. Фиксация и подготовка препаратов для ультраструктурного анализа
    • 2. 3. Приготовление пленок — подложек
    • 2. 4. Микротомия препаратов для ультраструктуриого анализа
    • 2. 5. Выявление тубулиповых компонентов цитоскелета (микротрубочек) клеток корня
    • 2. 6. Определение пигментов
    • 2. 7. Определение пролина
    • 2. 8. Статистическая обработка
  • РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Биометрические показатели контрольных растений и растений, развивающихся в условиях осмотического стресса ф 3.1.1. Всхожесть семян'
      • 3. 1. 2. Динамика роста корня
      • 3. 1. 3. Динамика изменения сырой биомассы
      • 3. 1. 4. Содержание пролина
      • 3. 1. 5. Содержание пигментов в надземных органах проростков
        • 3. 1. 5. 1. Содержание хлорофилла
        • 3. 1. 5. 2. Содержание каратиноидов
      • 3. 1. 6. Жизнеспособность проростков после развития в условиях осмотического стресса
    • 3. 2. Сравнительный анализ структурной организации основных внутриклеточных компартментов контрольных растении и растении, развивающихся в условиях осмотического стресса
      • 3. 2. 1. Цитоскелет
  • Ф 3.2.1.1. Интерфазный цитоскелет
    • 3. 2. 1. 2. Цитоскелет при подготовке клеток к делеиию (С2-фаза, профаза)
      • 3. 2. 1. 3. Прометафаза
      • 3. 2. 1. 4. Метафаза
      • 3. 2. 1. 5. Телофаза
      • 3. 2. 2. Ультраструктура интерфазных ядер
      • 3. 2. 3. Динамика утилизации крахмальных зерен в пластидах клеток корневой ® меристемы и семядолей
      • 3. 2. 3. 1. Клетки мезофилла семядолей
  • Щ 3.2.3.2. Клетки меристемы корней
    • 3. 2. 4. Динамика утилизации белковых тел и организация вакуолей в клетках корней и семядолей
      • 3. 2. 4. 1. Клетки мезофилла семядолей
      • 3. 2. 4. 2. Клетки корня
      • 3. 2. 5. Динамика утилизации олеосом в клетках корней и семядолей
      • 3. 2. 5. 1. Клетки мезофилла семядолей ф 3.2.5.2. Клетки меристемы корня
    • 3. 3. Сравнительный анализ анатомического строения семядольных листьев люцерны сорта Надежда и устойчивого к засолению №С1 Клона
      • 3. 3. 1. Сорт Надежда
      • 3. 3. 2. Клон
  • ОБСУЖДЕНИЕ
    • 4. 1. Эффекты КаС1, КагБС^ и маннитола на биометрические и физиологические параметры проростков при прорастании в различных изоосмотических концентрациях

    4.2. Эффекты №С1, КагБС^ и маннитола на структуру тубулинового цитоскелета (микротрубочек) на разных фазах клеточного цикла в клетках меристематической зоны корня при прорастании семян люцерны в различных изоосмотических концентрациях

    4.3. Эффекты ИаС1, КагБО^ и маннитола на ультраструктурную организацию ядрышка ® клеток меристематической зоны корпя при прорастании семян люцерны в различных изоосмотических концентрациях

    4.4. Эффекты КаС1, КагБС^ и маннитола на утилизацию крахмала в клетках-ф мезофилла семядолей и меристематической зоны корня проростков люцерны при прорастании в различных изоосмотических концентрациях

    4.5. Эффекты №С1, КагБС^ и маннитола на утилизацию запасных липидов в клетках мезофилла семядолей и меристематической зоны корня проростков люцерны при прорастании в различных изоосмотических концентрациях

    4.6. Эффекты КаС1, КагБС^ и маннитола на утилизацию запасных белков в клетках мезофилла семядолей и меристематической зоны корня проростков люцерны при прорастании в различных изоосмотических концентрациях

    4.7. Сравнение анатомической структуры семядольных листьев Клона 124 и сорта Щ Надежда при прорастании в различных изоосмотических концентрациях ЫаС1 и маннитола :

Тестирование солеустойчивости нормальных и модифицированных форм сельскохозяйственных растений по цитологическим маркерам (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Известно, что различные абиотические факторы, такие как почвенное засоление, недостаток влаги (засуха), экстремальные температуры и гипоксия, являются основными причинами снижения продуктивности сельскохозяйственных растений. По прогнозам FAO [2005], к 2050 году засуха и засоление почв могут привести к значительному ухудшению качества более чем 50% возделываемых земель во многих регионах мира.

Особую опасность для эффективного земледелия представляет повышенное содержание в почве неорганических ионов, так как их избыток оказывает сильное ингибирующее воздействие на рост и урожайность культурных растений. Именно по этой причине выведение солеустойчивых форм до настоящего времени является одной из приоритетных задач селекционной работы. Тем не менее, успехи в этой области нельзя считать значительными. Проведенное в начале 90-х годов обобщение данных о внедренных в практику солеустойчивых сортах, показало, что их количество составляет менее 30 [Flowers and Yeo, 1995]. С 1993 по 2000 г в журнале Crop Science были зарегистрированы только три новых солеустойчивых сорта [Flowers, 2004]. Это означает, что «классическая» селекция давно столкнулась с проблемой отсутствия в имеющемся наследственном фонде старых сортов — доноров признаков устойчивости к засолению. Привнесение в культурные разновидности таких свойств из отдаленных сородичей занимает несколько лет работы и зачастую упирается в ограничения, накладываемые барьером несовместимости при скрещиваниях.

Существенный прорыв в решении проблемы повышения солеустойчивости сельскохозяйственных культур наметился после внедрения в селекционную практику биотехнологических приемов. До настоящего времени биотехнологии в этой области базировались на различных методах клеточной селекции, однако в последние 10 лет почти полностью переключились на современные методы генной инженерии, с использованием генетических систем, контролирующих биосинтез осмолитов, ионный гомеостаз и детоксикацию. К белкам, которые кодируются перечисленными генами, относятся транскрипционные факторы [Winikov, 2000]- ферменты, отвечающие за синтез осмопротекторов [Mohanty et al., 2002]- мембранные белки-переносчики ионов [Apse et al., 1999], белки-шапероны [Sugino et al., 1999] и многие другие. Большая работа проводится по выявлению в растениях, устойчивых к засолению, новых генов, ответственных за синтез белков, связанных с солеустойчивостью. Так, в России клонированы гены, Н+пирофосфотазы [Дьякова и др., 2005], у-глутамилкиназы и глутамил-у-семиальдегид-дегидрогеназы [Сохансандж и др., 1998] и Ыа+/Н+антипортеров [Бабаков А.В.].

Необходимо учитывать, что создание генетических конструкций для последующей трансформации нужных культур является только первым этапом в длительном процессе выведения нового сорта. Одним из лимитирующих факторов на этом пути является время, необходимое для выращивания нескольких поколений трансформированных растений и испытания их устойчивости в полевых условиях. Как это не парадоксально, но до настоящего времени не предложены методы, позволяющие уже на ранних этапах развития отбирать потенциально устойчивые к засолению экземпляры для их дальнейшего выращивания [Flowers, 2004]. Теоретическим обоснованием возможности разработки такого рода методов служат две группы данных. Во-первых, снижение содержания воды в клетках при водном дефиците и сопутствующее увеличение концентрации ионов в цитоплазме вызывают денатурацию белков, угнетение их ферментативной активности и существенные нарушения в целостности биомембран. Во-вторых, в ответ на действие стрессовых факторов усиливается и/или подавляется экспрессия некоторых генов, что, в свою очередь, приводит к синтезу и накоплению новых белков. Очевидно, что следствием перечисленных эффектов солевого воздействия могут быть нарушения метаболизма, проявляющиеся как на уровне целого растения, так и на клеточном уровне. Действительно, по некоторым данным действие солей на растения приводит к нарушению их роста [Parida and Das, 2005] и существенно сказывается на структуре клеток и ультраструктурной организации пластид [Парамонова и др., 2004; Усатов и др., 2004].

Чрезвычайно удобной моделью для анализа клеточного ответа на разного рода воздействия являются растения, находящиеся на ювенильной стадии роста. Именно в этот период осуществляется мобилизация запасных питательных веществ, и запускаются крупные программы развития не только на уровне клеток, но и на уровне тканей и органов целого растения. Логично предположить, что проращивание в присутствии осмотически активных веществ, влияющих на метаболизм клетки, должно сказаться на динамике тех процессов, в которые вовлечены специализированные клеточные органоиды с депонированными в них белками, липидами и полисахаридами. Именно эти структурные компартменты клетки в процессе акклимации растений к стрессовым факторам могут служить надежными цитологическими маркерами их устойчивости или чувствительности к засолению. Цель работы:

Идентифицировать цитологические маркеры, позволяющие тестировать исходные и модифицированные формы растений на устойчивость к солевому и осмотическому стрессам.

Задачи работы:

1. Охарактеризовать основные биометрические показатели контрольных и экспериментальных растений на ювенильной стадии развития.

2. Выявить возможные нарушения цитоскелета в пролиферирующих клетках корневой меристемы, позволяющие оценить влияние солевого и осмотического воздействий на процессы деления, роста и дифференцировки клеток.

3. Изучить действие маннитола, ЫаС1 и N02804 на структурное состояние аппарата синтеза рибосомной РНК (ядрышка) в клетках меристемы корня.

4. На ультраструктурном уровне изучить динамику мобилизации запасных веществ (полисахаридов, белков и липидов), депонированных в крахмальных зернах, белковых телах и олеосомах, у контрольных растений и растений, развивающихся в присутствии маннитола, ИаС1 и Ыа^О^.

5. Охарактеризовать общие закономерности изменения анатомического строения семядольных листьев растений, подвергнутых солевому и осмотическому воздействию у сорта Надежда и полученного клеточной селекцией клона 124.

6. На основе полученных данных разработать метод, позволяющий на ранних этапах развития тестировать биотехнологически модифицированные растения на их устойчивость к солевому и/или осмотическому стрессу.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Основная цель работы состояла в разработке надежного метода, позволяющего по специально отобранным цитологическим маркерам тестировать трансгенные растения, устойчивые к осмотическим и токсическим факторам засоления. В качестве теоретического обоснования избранного подхода были использованы две группы данных. Во-первых, показано, что снижение содержания воды в. клетках при водном дефиците и сопутствующее увеличение концентрации ионов в цитоплазме вызывают денатурацию белков, угнетение их ферментативной активности и существенные нарушения в целостности биомембран. Во-вторых, в ответ на действие стрессовых факторов усиливается и/или подавляется экспрессия некоторых генов, что, в свою очередь, приводит к синтезу и накоплению новых белков. Очевидно, что следствием перечисленных эффектов солевого воздействия могут быть нарушения метаболизма, проявляющиеся как на уровне целого растения, так и на клеточном уровне.

Анализ современной литературы показывает, что метод тестирования устойчивости растений к солевому стрессу должен отвечать следующим требованиям:

1). Дискриминировать реакцию клеток различных тканей растений на действие осмотических или токсических факторов [Миппэ, 2005];

2). Использоваться на ранних этапах селекции;

3) Наряду с основными биометрическими показателями учитывать реакцию морфо-физиологического состояния генетического аппарата, цитоскелета и компартментов, в которых депонированы запасные питательные вещества (полисахариды, липиды, белки);

4). Служить основой для отбраковки индивидуальных растений-регеиераптов, не отвечающим требованиям протокола селекции, до проведения полевых испытаний.

Для достижения поставленной цели было проведено детальное изучение цитоскелета, генетического аппарата и динамики мобилизации запасных веществ в клетках корневой меристемы и семядолей контрольных растений и растений, развивавшихся в присутствии солей и осмотика, на светооптическом и ультраструктурпом уровне. Необходимость такого рода исследования продиктована тем обстоятельством, что в современной литературе отсутствуют систематические данные о структурном состоянии и динамике перечислеиых клеточных компартментов растений, развивавшихся в условиях засоления. В результате, получены новые данные о влиянии солей и осмотика на цитоскелет интерфазпых и делящихся клеток, на состояние аппарата, ответственного за синтез рибосомной РНК и на динамику мобилизации запасных веществ, депонированных в пластидах, олесомах и белковых телах. Главный вывод из этой части работы — у растений, развивавшихся в условиях засоления среды, по сравнению с контролем, наблюдаются четко тестируемые изменения в струкутре цитоскелета, ядрышка и в динамике мобилизации запасных веществ. При этом удалось показать специфичность действия осмотика и солей, которая по-разному проявляется в общем стимулируещем влиянии низких концентраций солей на рост и развитие растений и их ипгибирующем эффекте в высоких концентрациях. Сравнительный количественный анализ анатомического строения семядолей контрольных и экспериментальных растений убедительно продемонстрировал, что размеры клеток губчатого и столбчатого мезофилла прямо зависят от условий обработки. В присутствии осмотика размеры клеток уменьшаются пропорционально дозе реагента, тогда как №С1 обладает стимулирующим действием в иизких и средних дозах и замедляет рост клеток в высоких концентрациях. Вполне логично предположить, что такого рода эффекты косвенно связаны с изменениями в структуре цитоскелета и/или с нарушепиямив характере мобилизации запасных веществ.

В целом, полученные данные позволяют предложить метод оценки устойчивости растений к осмотическому и солевому стрессам. Суть метода — сравнение последствий солевого и осмотического воздействия в клетках корней и семядолей на перечисленные выше параметры, с возможностью прогнозировать «качество» индивидуальных трансформантов для их дальнейшего использования в селекции. В качестве цитологических маркеров солеустойчивости двудольных растений перспективно использовать наличие или отсутствие на определенных сроках развития семядолей компартментов, в которых депонированы запасные вещества и размер клеток мезофилла. Для соответствующего анализа однодольных растений в качестве маркеров могут быть использованы ядрышки и цитоскелет в клетках корпя.

Эффективность предложенного метода была оценена на примере клона 124, полученного в НИИ кормов им. Вильямса. По результатам анализа очевидно, что полученный клеточной селекцией Клоп 124 в условиях эксперимента не обладает устойчивостью к осмотическому воздействию, но устойчив к повышенным концентрациям №С1. Это означает, что в естественных условиях клон не должен иметь преимуществ перед традиционными сортами в условиях, недостатка почвенной воды, что часто сопутствует засолению. Однако в присутствии в качестве донора соли ЫаС1, клон может быть более устойчив, но только в условиях достаточной водообеспеченности.

На основании анализа биометрических и физиологических показателей подобраны условия (время обработки и концентрация реагентов) для ультраструктурного анализа основных клеточных компартмептов и динамики мобилизации запасных веществ в растениях, развивающихся в условиях солевого (ЫаС1, N32804) и осмотического (маппитол) воздействий.

Впервые показано, что действие маннитола, ЫаС1 и ИагБС^ индуцирует специфические и зависимые от дозы реагентов нарушения цитоскелета как в интерфазных, так и в делящихся клетках меристемы корня.

На основе анализа ультраструктурной организации ядрышек показано, что активность синтеза рРНК в клетках меристемы корпя зависит от концентрации использованных реагентов: низкие дозы маннитола и ЫаС1, ЫагЗС^ приводят к структурным изменениям ядрышек, свидетельствующим об активации синтеза рРНК, а высокие дозы солей (но не маннитола) частично ипгибируют этот процесс. Ультраструктурпый анализ клеток корневой меристемы и семядолей контрольных и экспериментальных растений показал, что динамика процесса мобилизации запасных веществ, депонированных в крахмальных зернах, белковых телах и олеосомах, зависит от типа использованного реагента и от его дозы. Разработан количественный метод, позволяющий по размеру клеток столбчатого и губчатого мезофилла семядолей тестировать чувствительность растений к пролонгированному действию ЫаС1 и маннитола.

На примере сравнительного анализа растений люцерны сорта «Надежда» и растений, полученных методом клеточной селекции (Клон 124) показано, что предложенный метод позволяет надежно дискриминировать устойчивость растений к осмотическому и солевому воздействию.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Автор выражает большую благодарность своим коллегам — сотрудникам ВНИИСБ: Кононенко Н. В, за активную помощь в выполнении работымоим родителяминженерам Барановой Г. Б., Баранову A.A. за огромную помощь в технической и моральной поддержке исследованияГулевичу A.A. за помощь в критическом обсуждении полученных результатовдругим сотрудникам за благожелательное отношение.

Особую благодарность выражаю своему научному руководителю Полякову В. Ю. за внимательное отношение к результатам работы, формирование и поддержку ее концепции.

Слова благодарности мне хотелось бы выразить Кадыкову В. А. за помощь в осуществлении электронно-микроскопического анализа и Калининой-Тернер Е.Б. и Калле Е. Г. за обеспечение современной литературой.

Отдельную благодарность хочу высказать в.н.с. Лазаревой Е. М. за помощь в иммуноцитологических исследованиях.

Показать весь текст

Список литературы

  1. .А., Чсрнобай Н. П. Особенности хлоропластов зерновых культур в условиях хлоридного засоления среды. I съезд физиологов растений Узбекистана. Тез. докл. Ташкент, 1991. с. 99.
  2. В.Ф., Мордюкович С. С., Игнатьев J1.A. Принципы оценки засухо- и жароустойчивости растений. В кн.: Методы оценки устойчивости растений к неблагоприятным условиям среды. J1., 1976, с. 6−17.
  3. A.M. Влияние засоления почвы на процесс фотосинтеза у пшеницы: Тезисы докладов совещания по физиологии. 1940, с. 166.
  4. Н.С., Бреус И. П. (2004) Продуктивность и питательная ценность растений амаранта под влиянием хлоридного и сульфатного засоления почвы. С.-х. биология. Сер. Биология животных. № 6, с. 92−100.
  5. Атлас ультраструктуры растительных тканей. «Карелия», Петрозаводск, 1980.
  6. Ю.В. Регуляция ионного состава растений в условиях солевого стресса: Тезисы докладов Второго съезда Всесоюзного общества физиологов растений (Минск). Минск, 1990, с. 13.
  7. Гснксль П. А Солеустойчивость растений и пути ее направленного повышения. М., 1954.
  8. П.А. Физиология жаро- и засухоуйсточивости растений. М., 1982.
  9. Е.А., Долгих Ю. И., Бирюков В. В. (2003) Отбор солеустойчивых газонных трав с помощью методов биотехнологии. Биотехнология. 5: 11−15.
  10. М.Н. Физиологическое влияние ионов хлора на растения. Минск, 1968.
  11. И. И., Си нюхни А. М. (1959) Электрофизиологическая характеристика раздражимости растеиий. Докл. ТСХА. Вып. 41:56−58.
  12. Г. В., Виноградова З. С. (1988) Сравнительная солеустойчивость образцов сорго. Науч.-техн. бюл. ВНИИ растениеводства. 183: 35−38.
  13. А.П., Останлюк А. Н., Лысова И. Н., Юрченко В. М., Костюк А. Н., Мопса И. И. (1992) Рост проростков пшеницы и полипептидный состав белков в условиях солевого стресса. Физиология и биохимия культ, растений. 24(6): 554−559.
  14. Н.П., Карти Д.Дж., Мартин Р., Руддер К., Шамсутдннов З. Ш., Шамсутдипов II.3.2004) Об использовании галофитов для реабилитации земель солеуглеводородцого загрязнения и производства кормов. Сельскохозяйственная биология. 6: 78−91.
  15. Г. Н., Ли щук А. И. Отбор засухоустойчивых сортов и подвоев плодовых растений: Методические рекомендации. Ялта, 1974, с.1−18.
  16. Н.В. Влияние засоления почвы на дыхание и фосфорный обмен растений. М., 1973.
  17. A.A. (1994) Быстрая кинетика роста растений при солевом стрессе. (Рост корней). Физиология растений. 41(1): 101−106.
  18. В.И. Особенности возделывания овощных культур на засоленных почвах. Ташкент, 1977.
  19. В.В. Пролиферация клеток в растениях. М., 1987.
  20. Е.Б. (1994) Физиология адаптивных реакций и биотехнологические способы повышения солеустойчивости люцерны. Автореф. диссертации на соиск. уч. ст. к.б.н. М., с. 21.
  21. Т.Б. (1969) Содержание пигментов и интенсивность фотосинтеза у растений в условиях разнокачественного засоления: Тезисы докладов Всесоюзного совещания по солеустойчивости растений. Ташкент, с. 56−57.
  22. Н.И. Т(1991) еоретические и практические аспекты засоления почв и их мелиорация в условиях орошения сухостепной и полупустынной зон Нижнего Поволжья: Автореф. дис. д-ра с.-х. наук. Волгогр. СХИ Волгоград, 35 с.
  23. Ю.Б., Вишспский С. А., Сысоев Л. А. (1991) Действие солевого стресса на активность инвертазы и состояние растворимых углеводов в колеоптилях пшеницы. Физиология и биохимия культ.растений. 23:267−274.
  24. II.В., Кадыков В. А. (1989) A.C. № 1 528 395 «Способ определения морозоустойчивости пшеницы»
  25. Н.В., Кадыков В. А. (1993) Определение морозоустойчивости пшеницы по распределению ДНК-фуксина в фазах клеточного цикла. Физиология и биохимия культ, растений. 25(47): 199−203.
  26. В.В., Ходоров Б. Т., Шсвякова И. И., Ракитии В. Ю. (1991) Индукция тепловым шоком солеустойчивости хлопчатника: участие полиаминов, этилена и пролина. Физиология растений. 38: 1203−1210.
  27. А.Н., Остаилюк А. Н., Лысова И. Н. (1994) Полипептидный состав белков корней проростков ячменя при хлоридном и сульфатном засолении. Физиология и биохимия культ, растений. 26(4): 394−399.
  28. Л.Г., Луцспко Э. К., Аксенова В. А. (1993)Физиология устойчивости растений к неблагоприятным факторам среды. Изд. Ростов, ун-та, Р.-н-Д.
  29. Е.Б., Калинкнпа Л. Г., Бабурина O.K., Мясоедов H.A., Наумова Т. Г. (2002) Ответные реакции Seidlitzia rosmarinus на солевой стресс. Изв. РАН Сер. Биол. 3: 277−286.
  30. Е.Б., Балнокин Ю. В. (1994) Пиноцитоз и его возможная роль в иоином транспорте солеаккумулирующих органов галофитов. Физиология растений. 41: 507−511.
  31. Л.П. (1967) Осмотическое и токсическое действие солей на растения: Автореф. дис.. канд. биол. наук. М.
  32. Л.П., Бикмухаметова С. А. (1973) Влияние NaCI и Na2S04 на функциональную активность фотосинтетического аппарата кукурузы. Физиология растений. 20(4): 798−805.
  33. В.П., Бондарь П. И., Сакало В. Д. (1982)Амилопласты. Нуклеиновые кислоты и ферменты биосинтеза крахмала. Киев, Наукова Думка
  34. Э.К., Марушко Е. А., Кононснко II.B., Леонова Т. Г. (2005) Влияние фузикокцина на ранние этапы роста сорго при высоких концентрациях NaCI. Физиология растений. 52(3): 378−383.
  35. Г. Р. (1963) Физиология приспособления культурных растений к засолению почв. Ростов-н-Д.
  36. Методические указания по определению солеустойчивости кормовых культур по прорастанию семян в солевых растворах. (1974) Л.: ВИР 20 с.
  37. Ф., Бозкук С. (2005) Влияние засоления на содержание полиаминов и некоторых других соединений в различающихся по солеустойчивости растениях подсолнечника. Физиология растений. 52(1): 36−42.
  38. Н.В. (1982) Прорастание семян. В кн.: Физиология семян. М., Наука, с. 223−274.
  39. Н. В, Шевнкова Н. И., Кузнецов Вл. В. (2004) Ультраструктура хлоропластов и их запасных включений в первичных листьях Mesembryantheimim crystallinum при воздействии путресцина и NaCI. Физиология растений. 51(1): 99−109.
  40. Н.В., Шсвякова H.H., Шорнна М. В., Стеиепко Л. А., Ракнтнн В. Ю., Кузнецов Вл. В. (2003) Влияние путресцина на ультраструктуру апопласта мезофилла листьев Mesembryanthemum crystallinum при засолении. Физиология растений. 50(5): 661−673.
  41. И.И., Азимов P.A. (1970) Особенности дыхания хлопчатника в условиях засоления. Доклады АН Узбекской ССР. 3: 57−58.
  42. В.Н. (1974) Физиологические изменения у картофеля при хлоридпом засолении. Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 53(1): 163−169.
  43. Л.Е., Львов И. П., Сафаралпсв П. М., Левенко Б. А. (1993) Активность нитратредуктазы у растений табака, регенерированных из солеустойчивой клеточной линии. Физиология и биохимия культ, растений. 26 (6): 587−590.
  44. Л.Е., Мартыпепко А. И. (1992) Осморегулирование клеточных линий табака, устойчивых к солевому стрессу. Физиология и биохимия культ, растений. 24(4): 383−387.
  45. И.Г. (1951) Влияние засоления почвы на пшеницу. Учен. зап. Казанского госуниверситета. Вып. 3. Кн. 1. с. 61.
  46. И.А. (1986) Солевыносливость древесных растений. Красноярск
  47. JI.A., Голышкина H.A., Агафодорова М. Н. (1985) Некоторые результаты селекции на клеточном уровне клевера и люцерны. Тез. Докл. III Всесоюз. Науч. Конф. Молодых ученых и аспирантов по пробл. кормопроизводства. М., с. 106−108.
  48. А., Неумывакип Л. В., Мосейко H.A., Пирузнн Э. С. (1997) Перенос бактериальных генов синтеза пролина в растения и их экспрессия под контролем различных растительных промоторов. Генетика. 33(7): 906−913.
  49. .П. (1949) Физиология солеустойчивости хлопчатника. М.
  50. .П. (1970) Структура и функции клеток растений при засолении. М.
  51. . Н., Веселовский В. А. (1978) Сверхслабые свечения растений и их прикладное значение. М.
  52. Тур Н.С. (1972) Изучение дыхания и его связь с поглощением солей корнями риса. Тр. Ин-та ботаники АН Казахской ССР. Т. 32. с. 112−118.
  53. Г. В., Градчапинова О. Д., Семушина JI.A. (1970) Морфолого-анатомическое изменение листьев и корней пшеницы при засолении. Бот. журнал. 55(7): 931−937.
  54. Г. В. (1977) Солеустойчивость культурных растений. Л., Колос, с. 255.
  55. Г. В. (1978) Состояние и пути решения проблемы солеустойчивости растений. М., с. 55.
  56. Г. В. (1989) Механизмы адаптации растений к засолению почвы: физиологические и генетические аспекты солеустойчивости. Проблемы солеустойчивости растений. Ташкент, с. 113−141.
  57. A.B., Федорснко Г. М., Щербакова Л. Б., Машкнпа Е. В. (2004) Ультраструктура хлоропластов горчицы Brassica juncea как показатель солерезистентности. Цитология 46(12): 10 351 042.
  58. Э.Е. (1982) Обмен веществ прорастающих семян. В кн.: Физиология семян. М., Наука, с. 275−310.
  59. Химия и биохимия бобовых растений. М.: Агропромиздат, 1986, с. 335.
  60. П.В., Зацепина О. В. (1988) А/орфофункциональная классификация ядрышек Т. 105. Вып. 2. С. 252−268
  61. Э.В. (1970) Формирование генеративных органов и урожай ячменя при засолении почвы. Сельскохозяйственная биология. 5(3): 351−354.
  62. A.A. (1973) Выделение органических веществ из клеток растений в связи с функциональным состоянием плазматических мембран. Успехи современной биологии. 76: 82−95.
  63. A.A. (1969) Глобулярная и молекулярная организация мембранной системы хлоропластов и митохондрий. В кн.: Хлоропласта и митохондрии. М., Наука, с. 28−64.
  64. A.A. (1956) Солеустойчивость растений. М.
  65. Эмбриология растений. Т.2, М.: Агропромиздат, 1990, 462 с.
  66. A., Wolf J., Nick P. (2003) Activation-tagged tobacco mutants that are tolerant to antimicrotubular herbicides are cross-resistant to chilling stress. Transgenic Res. 12(5): 615−29.
  67. A., Wang Q.Y., Khoklilova L., Nick P. (2003) Is microtubule disassembly a trigger for cold acclimation? Plant Cell Physiol. 4(7): 676−86.
  68. M.A., Goinis M.E., Snurky W.M. (1991) Plant growth, metabolism and adaptation in relation to stress condition. Effect of salinity on the internal solute concentration in Phaseolus vulgaris. J. Plant Physiol. 138(6): 722−727.
  69. P., Kingsley S.J., Vivekanandan M. (2000) Effect of salinity oil photosynthesis and biochemical characteristics in milberry genotypes. Photosynthetica 38: 287−290.
  70. Alamgir A.N.M., Ali M.Y. (1999) Effect of salinity on leaf pigments, sugar and protein concentrations and chloroplast ATPase activity of rice (Oryza sativa L.). Bangladesh J. Bot. 28: 145−149.
  71. Amen RD (1968) A model of seed dormancy. Bot. Rev. 34:1−31.
  72. Andrews P., Haugh L., Jones JKN (1953) Mannose-containing polysaccharides. 111. The polysaccharides in the seeds of Iris ochroleucaeuca and 1. Sibirica. J. С hem. Soc. I 186−1 192.
  73. AliDinar H.M., Ebert G., Ludders P. (1999) Growth, chlorophyll content, photosynthesis and water relations in guava (Psidium guajava L.) under salinity and different nitrogen supply. Gartenbauwissenccaft 64: 54−59.
  74. Amzallag G.N., Lerner H.R., Poljakoff-Mayber A. (1990) Induction of increased salt tolerance in Sorghum bicolor by NaCl pretreatment. J. Exp. Bot. 41: 29−34.
  75. P., Galatis В., Katsaros C., Schnepf E. (1990) Tubulin conformation in microtubule-free cells of Vigna sinensis. An immunofhiorescent and electron microscopy study. Protoplasma. 154: 132−143.
  76. M.P., Aharon G.S., Snedden W.A., Blumwald E. (1999) Salt tolerance conferred by overexpression of vacuolar Na+/H±antiporter in Arabidopsis. Science. 285: 1256−1258.
  77. F.M. (1976) Mobilization of storage proteins of seeds. Annu Rev Plant Physiol 27: 95−117,
  78. P., Thomas J.C., Vernon D.M., Bohvert H.J., Jonsen R.G. (1992) Distinct cellular and organismic responses to salt stress. Plant Cell Physiol. 33(8): 1215−1223.
  79. J., Traas J., Pastuglia M. (2001) Molecular aspects of microtubule dynamics in plant". Curr. Opin. Plant Biol. 4: 513−519.
  80. Ben-Hayyim C., Vaadin C.J., Williams B.C. (1989) Proteins associated with salt adaptation in citrus and tomato cells: Involvement of 26 kD polypeptides. Physiol. Plant. 77(3): 332−340.
  81. Bailey K.M., Cherry J.H., Rollins ML, Altschul A.M. (1963) A study of protein bodies during germination of peanut (Arachis hypogaea) seed. Am J Bot 50: 523−532
  82. M.E., Carter J. V. (1991) Microtubules in mesophyll cells of spinach: visualization and responses to freezing, low temperature, and dehydration. Plant Physiol. 97: 175−181.
  83. Baumgartner В., Chrispeels M. J (1977) Purification and characterization of vicilin peptidohydrolase, the major endopeptidase in the cotyledons of mung-bean seedlings. Eur J Biochem 77:223−233
  84. B., Tokuyasu K.T., Chrispccls M.J. (1978) Localization of vicilin peptidohydrolase in the cotyledons of mung-bean seedlings by immunofluorescence microscopy. J. Cell Biol. 79:10−19.
  85. C.G. (1982) Characteristics of starch in developing pea seeds//Phytochemistry. Vol.21,N 1.-P.37−39.
  86. F., Fcrte N., Brulcy S., Voultoury R., Verger R., Arondel V. (2001) Oil-bodies as substrates for lipolytic enzymes. Biochem. Biophys. Acta 1531(1−2): 47−58.
  87. Bacic A, Stone BA (1979) Chemical composition of ateurone’cell walls from wheat and barley. Proc 29th Annu Conf Royal Australian Chem Inst, Cereal Chem Div, Adelaide, pp. 36−38
  88. G.M., Manners D.J. (1978) Structural analysis and enzymic solubilization of barley endosperm cell walls. Carbohydr. Res. 61: 107−118.
  89. Ben Miled D.D., Zarrouk M., Cherif A. (2000) Sodium chloride effects on lipase activity in germinating rape seeds. Biochem. Soc. Transactions. 28(6): 899−902.
  90. J.D., Black M. (1978) Physiology and biochemistry of seeds, vol 1. Springer, Berlin Heidelberg New York
  91. J.M., Mercer F.V. (1966) Subcellular organization of the cotyledons in germinating seeds and seedlings of Pisum sativum L. Aust J Biol Sci 19:69−84
  92. Briarty LG, Coult DA, Boulter D (1970) Protein bodies of germinating seeds of Vicia faba. J Exp Bot 21:513−524,
  93. L., Guernsey F.S. (1966) Changes in some nitrogenous components during the germination of pea seeds. Plant Physiol 41:1455−1458
  94. Bccvcrs H (1979) Microbodies in higher plants. Annu Rev Plant Physiol 30:159
  95. Barton LV (1965a) Dormancy in seeds imposed by the seed-coat. In: Ruhland W (ed) Encyclopedia of Plant Physiology, vol XV12. Springer, Berlin, pp 727−745
  96. Barton LV (1965) Seed dormancy: General survey of dormancy types in seeds and dormancy imposed by external agents. In: Ruhland W (cd) Encyclopedia of Plant Physiology, vol XV/2. Springer, Berlin, pp 699−720,
  97. Bailey RW (1971) Polysaccharides in the Leguminosae. In: Harborne JB, Boulter D., Turner B.L. (eds) Chemotaxonomy of the Leguminosae. Academic Press, New York London, pp. 503−541
  98. E.B., Hasenstcin K.H. (1995) Growth and microtubule orientation of Zea mays roots subjected to osmotic stress. Int. J. Plant Sci. 156(6): 774−83.
  99. Bino R.J., de Vrics J.N., Kraak L., van Pijlen J.G. (1992) Flow cytometric determination of nuclear replication stages in tomato seeds during priming and germination. Ann. Bot. 69: 231−236.
  100. R.J., Lanteri S., Verhocvcn II.A., Kraak II.L. (1993) Flow cytometric determination of nuclear replication stages in seed tissues. Ann. Bot. 72: 181−187.
  101. Bao Y., Kost B., Cliua N.-H. (2001) Reduced expression of alpha-tubulin genes in Arabidopsis lhaliana specifically affects root growth and morphology, root hair development and root gravitropism. Plant J. 28:145−157.
  102. M.B., Ferraro F., Floris C., Innocenti A.M. (1991) Response of meristematic cells to osmotic stress in Triticam durum. Biochem. Physiol. Pflanz. 187: 453−457.
  103. Bracale M., Levi M., Savini C., Dicorato W., Grazia Galli M. (1997) Water deficit in pea root tips: effect on cell cycle and on the production of dehydrin-like proteins. Ann. Bot. 79: 593−600.
  104. Briat, J.-F. & Lobreaux, S. (1997) Iron transport and storage in plants. Trends Plant Sci. 2, 187−192 Bursscns S., Van Montagu M., Inze D. (1998) The cell cycle in Arabidopsis. Plant Physiol. Biochem. 36:9−19.
  105. Bursscns S., dc Almeida Engler J., Bccckman T., Richard C., Shaul O., Ferreira P., Van Montagu M., Inzc D. (2000) Developmental expression of the Arabidopsis lhaliana CycA2-J gene. Planta 211: 623 631.
  106. Bruns S., Hecht-Buchholz C. (1990) Light and electron-microscope studies on the leaves of several potato cultivars after application of salt at various developmental stages. Potato Res. 33: 33−41.
  107. Bullowa S., Ncgbi M., Ozeri Y (1975) Role of temperature, light, and growth regulators in germination in Anemone coronaria L. Aust J Plant Physiol 2:91−100
  108. N., Bouharmout J. (1992) NaCl tolerant plant of Poncirus trifoliata regenerated from tolerant cell lines. Theor. Appl. Genet. 83(4): 509−514. *
  109. A., Itai C. (1975) Preconditioning of tobacco and bean leaves to heat shock by high temperature orNaCl. Physiol. Plant. 35: 80−84.
  110. L., Caldcrini O., Meskicnc I., Binarova P. (2000) Regulation of cell division and the cytoskeleton by mitogen-activated protein kinases in higher plants. Results Probl. Cell Differ. 27: 95−117.
  111. Borochov-Neori H., Borochov A. (1991) Response of melon plants to salt. 1. Growth, morphology and roots membrane properties. J. Plant Physiol. 139: 100−105.
  112. II.J., Shevelcva E. (1998) Plant stress adaptations making metabolism move. Curr. Opin. Plant Biol. 1:267−274.
  113. Boughanmi N., Michonneau P., Verdus M.-C., Piton F., Ferjani E., Bizid E., Flcurat-Lessard P.2003) Structural changes induced by NaCl in companion and transfer cells of Medicago sativa blades. Protoplasma 220: 179−187.
  114. M.L., Hess F.D., Bresan R.A. (1987) Intracellular compartmentation in ions in salt-adapted tobacco cells. Plant Physiol. 86: 607−614.
  115. M.L., Hasegavva P.M., Pliodcs D. (1988) Solute accumulation in tobacco cells adapted to NaCl. Plant Physiol. 87: 1408−1415.
  116. G., Faltin Z., Gepstein S., Camoin L., Strosberg A.D., Eshdat Y. (1993) Isolation and characterization of salt-associated protein in Citrus. Plant Sci. 88: 129−140.
  117. Caspar T., Lin T.P., Kakefuda G., Bcnbow L., Prciss J., Somcrvillc C. (1991) Mutants of Arabidopsis with altered regulation of starch degradation. Plant Physiol. 95: 1181−1188.
  118. S.F., Thorpe T.A. (1987) Characterization of growth, water relations and proline accumulation in sodium sulfate tolerant callus of Drassica napus L. cv. Westar (Canola). Plant Physiol. 84: 106−111.
  119. K., Chaudhuri M.A. (1997) Effect of short-term NaCI stress on water relations and gas exchange of two jute species. Biol. Plant. 40: 373−380.
  120. J.M. (1988) Meshanism of salinity tolerance in plants. Plant Physiol. 87(30): 547−550.
  121. J.H. (1963) Nucleic acid, mitochondria, and enzyme changes in cotyledons of peanut seeds during germination. Plant Physiol. 38: 440−446.
  122. Chrctten D., Guillot-Salmen T., Balil J. (1992) Lipid and Protein changes in Jojoba callus under salt stress. Physiol. Plant. 869(3): 372−380.
  123. Choi H.I., Hong J.H., Ha J., Kang J., Kim S.Y. (2000) ABFs, a family of ABA-responsive element binding factors. J. Biol. Chem. 275: 1723−1730.
  124. M.J., Boulter D. (1975) Control of storage protein metabolism in the cotyledons of germinating mung beans, Role of endopeptidase. Plant Physiol 55:1031−1037,
  125. M.J., Baumgartncr B., Harris N. (1976) Regulation of reserve protein metabolism in the cotyledons of mung bean seedlings. Proc Natl Acad Sci USA 73:3168−3172,
  126. S.E. (1997) Organ formation at the vegetative shoot meristem. Plant Cell 9: 1067−1076.
  127. A.L. (2001) Plasma membrane-cell wall connections: roles in mitosis and cytokinesis revealed by plasmolysis of Tradescantia virginiana leaf epidermal cells. Protoplasma. 215: 21−34.
  128. CorcIIou F., Brownlcc C., Detivaud L., Kloarcg B., Bouget F.-Y. (2001) Cell cycle in the Fucus zygote parallels a somatic cell cycle but displays a unique translational regulation of cyclin-dependent kinases. Cell. 13: 585−598.
  129. D.J. (1997) Relaxation in high-stress environment: the molecular bases of extensible cell walls and cell enlargement. Plant Cell 9: 1031 -1041.
  130. Couot-Gasteilier J., Vartanian N. (1995) Drought-induced short roots in Arabidopsis thaliana: structural characteristics. Bot. Acta 108: 407−413.
  131. Crocker W, Barton L. V (1957) Physiology of seeds. Chron Bot.
  132. J.C., Bohncrt II.J. (2000) Genomic approaches to plant stress tolerance. Curr.Opin.Plant Biol. 3:117−124.
  133. De Veylder L., de Almeida Engler J., Bursscns S., Mancvski A., Lescure B., Van Montagu M., Engler G., Inze D. (1999) A new D-type cyclin of Arabidopsis thaliana expressed during lateral root primordial formation. Planta208: 453−462.
  134. Dewittc W., Murray J.A.H. (2003) The plant cell cycle. Annu. Rev. Plant Biol. 54: 235−264.
  135. Dix P.J., Street H.E. (1975) Sodium chloride resistant cultured cell lines from Nicotiana sylvestris and Capsicum annuum. Plant Sci. Lett.5: 231−237.
  136. D., Dragiiska R., Yordanova R., Doltchinkova V., Yordanov Y., Atanasov A. (1997) Physiological changes in osmotically stressed detached leaves of alfalfa genotypes selected in vitro. Plant science 129: 147−156.
  137. R., Djilianov D., Denchcv P., Atanassov A. (1996) In vitro selection for osmotic tolcrancc in alfalfa (Medicago sativa L.). Bulg. J. Plant Physiol. 22(3−4): 30−39.
  138. M., Misteli T. (2001) Functional architecture in the cell nucleus. Biochem. J. 356: 297−310.
  139. Edclnian L., Loy J.B. (1987) Regulation of cell division in the subapical shoot meristem of dwarf watermelon seedlings by gibberellic acid and polyethylene glycol 4000. J. Plant Growth Reg. 5: 149−161.
  140. F., Elshourbagy M.N. (2001) Alleviation of changes in protein metabolism in NaCl-stressed wheat seedlings by thiamine. Biol. Plant. 44: 233−239.
  141. Evans P.T., MaInibcrgR.L. (1989) Do Poliamines Have Roles in Plant Development? Annu. Rev. Plant. Physiol. Plant Mol. Biol. 40: 235−269.
  142. M.C., Alfinito S.H. (1984) Proteins produced during salt stress in cell culture. Plant Physiol. 74: 506−509.
  143. M. (1965) Light and seed dormancy. In: Ruhland W (ed) Encyclopedia of Plant Physiology, vol XV/2. Springer, Berlin, pp 804−847,
  144. FAO. (2005) Global network on integrated soil management for sustainable use of salt-affected soils. Rome, Italy: FAO Land and Plant Nutrition Management Service.
  145. C.S., Tanaka C.K. (1989) A comparison of the effect of salt on polipeptides and translatable mRNA in roots of a salt-tolerant and salt-sensitive cultivar of barley. Plant Physiol. 90: 1444−1445.
  146. T.J. (2004) Improving crop salt tolerance. J. Exp. Bot. 55(396): 307−319.
  147. Flowers T.J., Hajibaghcri M.A., Clipson N.J.W. (1986) Halophytes. The Quarterly Review of Biology 61,313−337
  148. Flowers T.J., Yco A.R. (1986) Ion relations of plants under drought and salinity. Austr. J. Plant Physiol. 13:75−91.
  149. Flowers T.J., Yeo A.R. (1995) Breeding for salinity resistance in crop plants where next? Aust. J. Plant Physiol. 22: 875−884.
  150. J., Hsiao T.C. (1994) Transient Responses of Cell Turgor and Growth of Maize Roots as Affected by Changes in Water Potential. Plant Physiol. 104: 247−254.
  151. V. W., Munns D. N. (1973) Effect of salinity on the time course of wheat seedling growth. Plant Physiol. 51:987−988.
  152. Ferreira P.C.G., Hemcrly A.S., de Almeida Engler J., Van Montagu M., Engler G., Inze D. (1994) Developmental expression of the Arabiclopsis cyclin gene eye 1 At. Plant Cell. 6: 1763−1774.
  153. L.E., Maas E.V., Donovan T.J., Youngs V.L. (1986) Effect of salinity on grain and quality, vegetative growth and germination of semi-dwarf and durum wheat. Agron J. 78: 1053−1058.
  154. M.R., Bailey A.D., Weiner A.M., Matera A.G. (1999) Association of snRNA genes with coiled bodies is mediated by nascent snRNA transcripts. Curr. Biol. 9(3): 126−135.
  155. Fincher GB (1975) Morphology and chemical composition of barley endosperm cell walls. J Inst Brew 81:116−122,
  156. J.E., Quatrano R.S. (1997) Plant cell morphogenesis: plasma membrane interactions with the cytoskeleton and cell wall. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 13: 697−743.
  157. Fujikura Y., Dolezel J., Cihalikova J., Btigre L., Heberle-Bors E., Hirt H., Binarova P. (1999) Vicia faba germination: synchronized cell growth and localization of nucleolin and «--tubulin. Seed Sci Res 9: 297−304.
  158. Gadallah M.A.A. (1999) Effects of proline and glycinebetaine on Vicia faba response to salt stress. Biol. Plant. 42: 249−257.
  159. Gierbach J (1937) Germination and seedling production of specie’s of Viburnum. Contrib Boyce Thompson Inst 9:79−90
  160. Gill P.K., Sharma A.D., Singh P., BhuIIar S.S. (2002) Osmotic stress-induced changes in germination, growth and soluble sugar content of Sorghum bicolor (L.) Moench seeds. Bulg. J. Plant Physiol. 28(3−4): 1225.
  161. Gimenez-Abian M.I., Panzera F., Lopez-Saez J.F., Gimenez-Abian J.F., De La Torre C., Gimenez
  162. G. (1998) Immediate disruption of spindle poles and induction of additional microtubuleorganizing centers by a phenylcarbamate, during plant mitosis. Protoplasma. 204: 119−124
  163. M., Ginzburg B.Z. (1985) Ion and glycerol concentration in 12 isolated species of Dunaliellci. J.Exp. Bot. 36: 1064−1074.
  164. Ginzburg M., Weizinger G., Cohen M., Ginzburg B.-Z. (1990) The adaptation of Dunaliella to widely differing salt concentration. J. Exp. Bot. 41:685−692.
  165. S., Rolletschek H., Wobus U., Weber H. (2001) Control of storage protein accumulation during legume seed development. J. Plant physiol. 158:457−464
  166. B.H., Vaada X., Williams B.C. (1989) Proteins associated with salt adaptation in citrus and tobacco cell: Involvement at 26 kD polipeptides. Physiol. Plant. 77: 332−340.
  167. Gornik K., dc Castro R.D., Liu Y., Bino R.J., Groot S.P.C. (1997) Inhibition of cell division during cabbage (Brassica oleracea L.) seed germination. Seed Sci Res 7: 333−340.
  168. H., Munns R. (1980) Mechanism of salt tolerance in nongalophytes. Ann.Rev.Plant Physiol. 31:149−190.
  169. G.B., Senadhira D. (1993) Genetic analysis of salinity tolerance in rice (Oryza sativa L.). Theor. Appl. Genet. 86(2/3): 333−338.
  170. B., Pate J.S. (1969) Transfer cells Plant cells with wall ingrowths, specialized in relation to short distance transport of solutes — Their occurrence, structure, and development. Protoplasma 68: 107−133.
  171. Gunning B.E.S., Hardham A.R. (1982) Microtubules. Ann. Rev. Plant Physiol. 33: 651−698.
  172. Gunning B.E.S., Sammut M. (1990) Rearrangement of microtubules involved in establishing cell division planes start immediately after DNA synthesis and are completed just before mitosis. Plant Cell 2: 1273−1282.
  173. N. (1979) Endoplasmic reticulum in developing seeds in Vicia faba. Planta. 146: 63−69.
  174. Harris N., Chrispeels MJ, Boulter D. (1975) Biochemical and histochemical studies on protease activity and reserve protein metabolism in cotyledons of germinating cowpeas (Vigna unguiculata) J Exp Bot 26:544−554
  175. N., Chrispeels M.J. (1975) Histochemical and biochemical observation on storage protein metabolism and protein body autolysis in cotyledons of germinating mung beans. Plant Physiol 56:292−299
  176. S., Kumagai F. (2002) Dynamic changes and the role of the cytoskeleton during the cell cycle in higher plant cells. Int. Rev. Cytol. 214: 161−191.
  177. Hare P.D., Cress W.A., Van Staden J. (1998) Dissecting the roles of osmolyte accumulation during stress. Plant Cell Environ. 21: 535−553.
  178. M.J. (2004) Control of storage-product synthesis in seeds. Curr Opin Plant Biol. 7(3):302−8
  179. H. (2000) MAP kinases in plant signal transduction. Results and Problems in Cell Differentiation 27: 1−9.1.urkman W.J., Tanaka C.K. (1987) The effect of salt on the pattern of protein synthesis in barley roots. Plant Physiol. 83(6): 517−524.
  180. Halmcr P., Bcvvley JD, Thorpe TA (1975) An enzyme to degrade the lettuce endosperm cell wall during giberellin- and light-induced germination. Nature 258:716−718
  181. Hopf H., Kandler O (1977) Characterization of the «reserve cellulose» of the endosperm of Caruni carvi as a p (l-4)-mannan. Phytochemistry 16:1715−1717.
  182. Horner HT, Arnott HJ (1966) Histochemical and ultrastructural study of pre- and postgerminated Yucca seeds. Bot Gaz 127:48−64
  183. M., Nishimura M. (2003) Entering a new era of research on plant peroxisomes. Curr. Opin. Plant Biol. 6: 577−582.
  184. M. (2000) Plant peroxisomes: molecular basis of the regulation of their function. J. Plant Res. l 13:103−109.
  185. Hajibagheri M.A., Yco A.R., Flowers T.J. (1985) Salt tolerance in Suaeda maritima (L.) Dum.: fine structure and ion concentrations in the apical region of roots. New Phytol. 99: 331−343.
  186. Hemerly A.S., Ferrcira P., dc Almeida Engler J., Van Montagu M., Englcr G., Inzc D. (1993) cdc2a expression in Arabidopsis is linked with competence for cell division. Plant Cell 5: 1711−1723.
  187. E.M., Larkins B.A. (1999) Protein storage bodies and vacuoles. Plant Cell. 11: 601−613.
  188. J.W. (1989) Inhibition of NaCl-induced proline biosynthesis by exogenous proline in halophilic Distichlis spicata suspension culture. J. Exp. Bot. 40(211): 225−232.
  189. J.L., Flowers T.J. (1972) The effect of salt on protein synthesis in the halophyte Sucieda maritima. Planta. 90:361−369.
  190. A.M. (1999) Alterations in protein and esterase patterns of peanut in response to salinity stress. Biol. Plant. 42: 241−248.
  191. Hernandez J.A., Olmos E., Corpas F.J., Sevilla F., del Rio L.A. (1995) Salt-induced oxidative stress in chloroplasts of pea plants. Plant Sci. 105: 151−167.
  192. Hernandez J.A., CampHlo A., Jimenez A., Alacon J.J., Sevilla F. (1999) Response of antioxidant systems and leaf water relations to NaCI stress in pea plants. New Phytol. 141: 241−251.
  193. Hwang Y.-II., Chen S.-C. (1995) Anatomical responses in Kandelia candel (L.) Druce seedlings growing in the presence of different concentrations of NaCI. Bot. Bull. Acad. Sin. 36: 181−188. >
  194. Hwang Y.-H. and Chen S.-C. (1997) Effect of tonicity and additives to the fixative on ultrastructure of mesophyllous cells in Kandelia candel (L.) Druce (Rhizophoraceae). Bot. Bull. Acad. Sin. 38: 21−28.
  195. D., Schildknegt D., Brankman I., Philippsen P., Tabak II.F. (2005) Biogenesis of peroxisomes. Cell. 122:85−9.
  196. Holdworth M., Kurup S., McKibbin R. (1999) Molecular and genetic mechanisms regulating the transition from embryo development to germination. Trends Plant Sci. 4(7): 275−280.
  197. M.K., Powell A.A., Bingham I.J. (2002) Comparison of the seed germination and early seedling growth of soybean in saline conditions. Seed Sci. Res. 12: 165−172.
  198. Horner H.T., Arnott 11. J. (1965) A histochemical and ultrastructural study of Yucca seed proteins. Am. J. Bot. 52:1027−1038.
  199. P., Zatscpina O., Vasilyeva I., Chentsov Y. (1986) An electron microscopic study of nucleolus-organizing regions at some stages of the cell cycle (GO period, G2 period, mitosis). Biol. Cell. 57(3): 197 205.
  200. T.J., Yatsu L.Y., Altschul A.M. (1967) Isolation and characterization of peanut spherosomes. Plant Physiol. 42: 585−597.
  201. J.V., Pressman E. (1979) A structural study of germination in celery (Apium graveolens L.) seed with emphasis on endosperm breakdown. Planta 144:241−248.
  202. J.V. (1984) Seed: Germination. In (E&. By Joiiri B.M.) Embriology of Angiosperms. Springerverlag. Berlin Heidelberg New York Tokyo, p. 199−242.
  203. A., Thiry M., Gocsscns G. (1999) Identification of coiled body-like structures in meristematic cells of Pisum sativum cotyledonary buds. Chromosoma. 108(2): 132−142.
  204. L., Phillips T.E., Rogers S.W., Rogers J.C. (2000) Biogenesis of the protein storage vacuole crystalloid. J. Cell Biol. 150: 755−769.
  205. L., Rogers J.C. (2001) Compartmentation of proteins in the protein storage vacuole, a compound organelle in plant cells. Adv. Bot. Res. 35: 139−173.
  206. Jiang L., Phillips T.E., I la mm C.A., Drozdovvicz Y.M., Rea P.A., Maeshima M., Rogers S.W., Rogers J.C. (2001) The protein storage vacuole: a unique compound organelle. J. Cell Biol. 155: 991−1002.
  207. J., Pireaux J.C., Dizengzemal P. (1990) Changes in properties of barley leaf mitochondria isolated from NaCl-treated plants. Plant Physiol. 94:125−129.
  208. E.G. (1984) Nucleolar nomenclature. J. Cell Sci. 67: 217−220.
  209. Kao W.Y., Tsai H.C., Tsai T.T. (2001) Effect of NaCI and nitrogen availability on growth and photosynthesis of seedlings of a mangrove species, Kandelia kartdel (L.) Druce. J. Plant Physiol. 158: 841 -846.
  210. T.H., Elcfthcriou E.R., Tsckos I., Galatis B., Apostolakos P. (1995) Colchicine-induced paracrystals in root cells of wheat (Triticum aestivum L.). Anil. Bot. 76: 23−30.
  211. Kciper F.J., Chen D.M., De Filippis L.F. (1998) Respiratory, photosynthetic and ultrastuctural changes accompanying salt adaptation in culture of Eucalyptus microcorys. J. Plant Physiol. 152: 564−573.
  212. R.A., Hake S. (1997) Shoot meristem formation in vegetative development. Plant Cell. 9: 1001−1010.
  213. H. (2000) Calcium signaling during abiotic stress in plants. Int. Rev. Cytol. 195: 269−324.
  214. R.A., Cliaparzadch N. (1998) The effects of NaCI and CaCl2 on photosyntesis and growth of alfalfa plants. Photosynthetica 35: 151−154.
  215. R.A., Mostofi Y. (1998) Effects of NaCI on photosynthetic pigments, saccharides, and chloroplast ultrastructure in leaves of tomato cultivars. Photosynthetica 35: 151−154.
  216. G., Apostolakos P., Galatis B. (2002) Hyperosmotic stress induces formation of tubulin macrotubules in root-tip cells of Triticum turgidum: their probable involvement in protoplast volume control. Plant Cell Physiol. 43(8): 911−922.
  217. G., Apostolakos P., Galatis B. (2002) Hyperosmotic stress-induced actin filament reorganization in leaf cells of Chlorophyton comosum. J. Exp. Bot. 53(375): 1699−710.
  218. Kost B., Chua N.-H. (2002) The plant cytoskeleton: vacuoles and cell walls make the difference. Cell. 108:9−12.
  219. Khan AA (1977) Seed dormancy: Changing concepts and theories. In: Khan AA (ed) The physiology and biochemistry of seed dormancy and germination. North-Holland, Amsterdam, pp 29−50,
  220. Koller D., Mayer A., Poljakoff-Mayber A., Klein S. (1962) Seed germination. Annu Rev Plant Physiol. 13:437−457.
  221. Kennedy B.F., De Fillippis L.F. (1999) Physiological and oxidative response to NaCI of the salt tolerant Grevillea ilicifolici and the salt sensitive Grevillea arenaria. J. Plant Physiol. 155: 746−754.
  222. H., Saneoka H., Nehira K., Adilla R., Premachandra G.S., Fujita K. (1999) Effect of salinity on growth, photosynthesis and mineral composition in leguminous plant Alhagipseudoalhagi (Bieb.). Soil Sei. Plant Nutr. 45: 851−862.
  223. M., Gupta S.D., Pannerselvam R. (2000) Enhancement of peroxidase, polyphenol oxidase and superoxide dismutase activities by triadimefon in NaCl stressed Raphanus sativus L. Biol. Plant. 43:317−320.
  224. G.E., Marin K., Gonzalez C. (1997) Polypeptide profile in Prosopis seedlings growing in saline conditions. Pliyton-Int. J. Exp. Bot. 61: 17−24.
  225. McNeil S.D., Nuccio M.L., Hanson A.D. (1999) Betaines and related osmoprotectant: targets for metabolic engineering of stress resistance. Plant Physiol. 120: 945−949.
  226. R. (2002) Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell Environ. 25: 239−250.
  227. R. (2005) Genes and salt tolerance: bringing them together. New Phytol. 167(3): 645−663.
  228. C.B., Schmitt J.M., Bohnert H.J. (1989) Expression during salt stress and nucleotic sequence of cDNA for Ferredoxin-NADP±reductase from Mesembryanthemum crystaUimun. Plant Physiol. 89(3): 817−822.
  229. Mayer A.M., Poljakoff-Mayber A. (1975) The germination of seeds. Pergamon, Oxford.
  230. Meier H (1958) On the structure of cell walls and cell wall inannans from ivory nuts and from dates Biochim Biophys Acta 28:229−240
  231. Moijer H.J., Arisz S.A., Van Himbergen J.A., Musgrave A., Munnik T. (2001) Hyperosmotic stress rapidly generates lyso-phosphatidic acid in Chlcimydomonas. Plant J. 25: 541−548.
  232. DJ., Stone BA. (1973) Studies of wheat endosperm. I. Chemical composition and ultrastructure of the cell walls. Aust J Biol Sci 26:793−812.
  233. Martin AC (1946) The comparative internal morphology of seeds. Am Midi Nat 36:513−660
  234. Millerd A., Whitfeld PR (1973) Deoxyribonucleic acid and ribonucleic acid synthesis during the cell expansion phase of cotyledon development in Vicia faba L. Plant Physiol 51:1005−1010.
  235. T., Koshiba T. (1979) Histochemical studies on mobilization of storage components in cotyledons of germinating Phaseolus nmngo seeds. Bot. Mag. Tokyo 92:325−332.
  236. T. (1979) Hydrolytic enzyme activities and degradation of storage components in cotyledons of germinating Phaseolus nmngo seeds. Bot Mag Tokyo 92:1−12.
  237. Y. (1999) The preprophase band of microtubules: its function as a cytokinetic apparatus in higher plants. Int. Rev. Cytol. 187: 1−49.
  238. S., Takeoka Y., Miyake H. (2000) Effects of sodium chloride on foliar ultrastructure of sweet potato {lpomoea batatas Lam.) plantlets grown under light and dark conditions in vitro. J. Plant Physiol. 157: 661−667.
  239. J., Mathur N., Hulsknmp M. (2002) Simultaneous visualization of peroxisomes and cytoskeletal elements reveals actin and not microtubule-based peroxisome motility in plants. Plant Physiol. 128: 1031−1045.
  240. K., Judel G.K. (1981) Effect of light intensity on the activity of starch synthesizing enzymes and starch synthesis in developing wheat grains//lbid. V01.51.N1.-P.13−18.
  241. A., Kathuria H., Ferjani A., Sakamoto A., Molianty P., Murata N., Tyagi A.K. (2002) Transgenics of an elite indica rice variety Pusa Basmati 1 harbouring the codA gene are highly tolerant to salt stress. Theor. Appl. Genet. 106(1): 51−57.
  242. Mollenhauer H.II., Totten C (1971 a) Studies on seeds I. Fixation of seeds. J Cell Biol 48:387−394,
  243. MoIIcnhaucr H.H., Totten C (1971 b) Studies on seeds 11. Origin and degradation of lipid vesicles in pea and bean cotyledons. J Cell Biol 48:395−405.
  244. R., Passioura J. (1986) Na, K and CI in xylem sap flowing to shoots of NaCI treated barley. J. Exp. Bot. 168: 1032−1042.
  245. MIodzianovvski F. (1978) The fine structure of protein bodies of lupin cotyledons during the course seed germination. Z Pflanzenphysiol 86:1−13
  246. T., Ligterink VV., Meskiene I., Calderini O., Beyerly J., Musgrave A., Hirt H. (1999) Distinct osmo-sensing protein kinase pathways are involved in signaling moderate and severe hyper-osmotic stress. PlantJ. 20:381−388.
  247. R. (2002) Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell and Environment, 25: 239−250
  248. R. (2005) Genes and salt tolerance: bringing them together. New Phytologist, 167: 645−663.
  249. R., Termatt A. (1986) Whole plant responses to salinity. Aust. J. Plant Physiol. 13: 143−160.
  250. Martinez M.C., Jorgensen J-E., Lawton M.A., Lamb C.J., Doerner P.W. (1992) Spatial pattern of cdc2 expression in relation to meristem activity and cell proliferation during plant development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89: 7360−7364.
  251. Mironov V., De Veylder L., Van Montagu M., Inze D. (1999) Cyclin-dependent kinases and cell division in higher plants the nexus. Plant Cell 11: 509−521.
  252. T.Z., Zhelev N.Zh., Popova L.P. (1992) Effect of salinity on the synthesis Ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase in barley leaves. J. Plant Physiol. 140: 46−51.
  253. E.M. (1997) Genetic control of cell division patterns in developing plants. Cell 88: 299 308.
  254. McCoy T.J. (1987) Characterization of alfalfa (Medicago saliva L.) plants regenerated from selected NaCI tolerant cell lines. Plant Cell Rep. 6: 417−422.
  255. McCree K.J., Davis S.D. (1974) Effect of water stress and temperature on leaf size and on size and number of epidermal cells in grain sorghum. Crop Sci. 14: 751−755.
  256. M.L. (1991) NaCI-regulated of tonoplast ATFase 70 kilodalton subunit mRNA in tobacco cells//Piant Physiol. 97, N2.-P. 562−568
  257. E., Gorham J., Beilcs A. (1992) Variation for 22Na uptake in wild emmer wheat. Triticum dicoccoides in Israel: salt tolerance resources for wheat improvement. J. Exp. Bot. 43: 511−518.
  258. P.M. (1993) Rapid and reversible modification of extension capacity of cell walls in elongating maize leaf tissues responding to root addition and removal of NaCI. Plant Cell Environ. 16:11 071 114.
  259. M., Cerda A., Botclla M. (1991) Salt tolerance of two lemon accessions measured by leaf chloride and sodium accumulation. J. Plant Nutr. 14: 623−630.
  260. Nikolaeva MG (1977) Factors controlling the seed dormancy pattern. In: Khan A A (ed) The physiology and biochemistry of seed dormancy and germination. North-Holland, Amsterdam New York Oxford, pp 51−76
  261. Chang Chong W. (1979) Starch and its component ration in developing cotton lcaves//Plant physiology. Vol.63, N5.-P.973−977.
  262. H. (1965 a) Respiration rate, mitochondrial activity, and mitochondrial structure in the cotyledons of Phaseolus vulgaris L. during germination. J Exp Bot 16:667−682
  263. Opik H (1966) Changes in cell fine structure in the cotyledons of Phaseolus vulgaris L. during germination. J Exp Bot 17:427−439
  264. Opik H (1965 b) The form of nuclei in the storage cells of the cotyledons of germinating seeds of Phaseolus vulgaris L. Exp Cell Res 38:517−522,
  265. Ory RL., Yatsu L.Y., Kirchcr H.W. (1968) Association of lipase activity with the spherosomes of Ricinus communis. Arch Biochem Biophys 264:255−264
  266. Parida A.K., Das A.B. (2002) NaCl stress causes changes in photosynthetic pigments, proteins and other metabolic components in the leaves of true mangrove, Bruguiera parviflora, in hydroponic cultures. J. Plant Biol. 45, 28−36.
  267. Parida A.K., Das A.B. (2005) Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotoxicology and Enviromental Safety. 60: 324−349.
  268. Parida A.K., Das A.B., Mittra B. (2003) Effects of NaCl stress on the structure, pigment complex composition and photosynthetic activity of mangrove Bruguiera parviflora chloroplasts. Photosyntethica. 41: 191−200.
  269. Parida A.K., Das A.B., Mittra B. (2004a) Effect of salt on growth, ion accumulation photosynthesis and leaf anatomy of the mangrove, Bruguiera parviflora, Trees-Struct. Funct. 18: 167−174.
  270. Parida A.K., Das A.B., Mittra B., Mohanty P. (2004b) Salt-stress induced alterations in protein profile and protease activity in mangrove, Bruguiera parviflora, Z. Naturforsch. 59: 408−414.
  271. L., Prathapasenan G. (1988) Putrescine reduces NaCl-induced inhibition of germination and early seedling growth of rice (Oryza saliva L.). Aust. J. Plant Physiol. 15: 761−767.
  272. L. Pratapasenan G. (1989) Interactive effect of NaCl salinity and putrescine on shoot growth and activity of IAA oxidase, invertase and amilase of rice. Biochem. und Physiology Planz. 184: 6978.
  273. Prcibc A., Klein H., Jager H.-J. (1978) Role of Poliamines in S02-Polluted Pea Plants. J.Exp.Bot. 29: 1045−1050.
  274. V. (1997) Accumulation and storage of phosphate and minerals. In: Larkins, B. A., Vasil, I. K. (eds.) Cellular and Molecular Biology of Plant Seed Development 1997: 441−477 Kluvver Academic Publishers Dordrecht, The Netherlands.,
  275. A., Arumugam R., Venkatesalu V. (1998) Growth and photosynthetic characterics of Ceriops roxburghiana under NaCI stress. Photosyntetica 35, 285−287.
  276. S. (1986) Protein synthesis in maize callus exposed to NaCI and mannitol. Plant Cell Rep. 5:430−434.
  277. S. (1987) Salinity stress induces tissue specific protein in barley seedlings. Plant Physiol. 84:324−331.
  278. R.S. (1986) Genetic diversity for salt-stress resistance of wheat in India. Rachis. 5: 32−37.
  279. R.E. (1974) Osmotic and specific ion effects on the germination of alfalfa. Canad. J. Bot. 52: 803−808.
  280. Reichheld J.-P., Vernoux T., Lardon F., Van Montagu M., Inze D. (1999) Specific checkpoints regulate plant cell cycle progression in response to oxidative stress. Plant J. 17: 647−656.
  281. R., Soria T., Cuartero J. (2001) Tomato plant water uptake and planMvater relationships under saline growth conditions. Plant Sci. 160, 265−272
  282. E.H., Ellis R.H. (1989) Water and seed survival. Ann. Bot. 63: 39−52.
  283. N.L., Tanaka Ch.K., Hurkman W.J. (1990) Time-dependent changes in polypeptides and translatable mRNA levels caused by NaCI in barley roots. Physiol. Plant. 78(1): 128−134.
  284. V., Varotto S. (2002) Insights into the Gl/S transition in plants. Planta 215: 345−356.
  285. N.L., Tanaka Ch.K. Hurkman W.J. (1990) Time-dependent changes in polypeptides and translatable mRNA levels caused by NaCI in barley roots. Physiol. Plant. 78(1): 128−134.
  286. E.S. (1963) The use of lead citrat at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy. J. Cell Biol. 17: 208−212.
  287. Roberts EII (1972b) Dormancy: A factor affecting seed survival in the soil. In: Roberts EH (ed) Viability of seeds. Chapman and Hall, London, pp. 321−359,
  288. Rogers ME, Noble CL. Halloran GM, Nicholas ME. (1995) The effect of NaCI on the germination and early seedling growth of white clover (Trifolium repens L.) populations selected for high and low salinity tolerance. Seed Science Technology 23: 277−287
  289. A., Himmelhosh S., Lamir A. A. (1991) 150 kilodalton cell surface protein is induced by salt in the galotolerant green alga Dunaliellct salina. Plant Physiol. 95(3): 822−831.
  290. Safarncjad A., Collin H.A., Bruce K.D., McNeilly T. (1996) Characterization of alfalfa (Medicago saliva L.) following in vitro selection for salt tolerance. Euphytica. 92: 55−61.
  291. J., Baluska F., Hirt H. (2004) From signal to cell polarity: mitogen-activated protein kinases as sensors and effectors of cytoskeleton dynamicity. J. Exp. Bot. 55(395): 189−98.
  292. Santa-Cruz A., Acosta A., Perez-AIfocea F., Bolarin M.C. (1997) Changes in free polyamine levels induced by salt stress in leaves of cultivated and wild tomato species. Physiol.Plant. 101: 341−346.
  293. M.M., Silk W.K., Burman P. (1997) Effect of water stress on cortical cell division rates within the apical meristem of primary roots of maize. Plant Physiol. 114: 519−527.
  294. Serrato Valenti G., Ferro M., Ferraro D., Riveros F. (1991) Anatomical changes in Prosopis tamarugo Phil. Seedlings growing at different levels of NaCI salinity. Ann. Bot. 70: 47−53.
  295. Serrano R., Mulet J.M., Rios G., Marquez J., de Larrinoa I., Leube M., Mendizabal I., Pascual-Ahuir A., Proft M., Ros R., Montesinos C. (1999) A glimpse of the mechanisms of ion homeostasis during salt stress. J.Exp.Bot. 50: 1023−1036.
  296. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. (1997) Gene expression and signal transduction in wrter-stress response. Plant Physiol. 115: 327−334.
  297. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. (2000) Molecular responses to dehydration and low temperature: differences and cross-talk between two stress signaling pathways. Curr. Opin. Plant Biol. 3: 217−223.
  298. R., Lauchli A. (1977) Salt- and flooding tolerance of Puccinelliapeisonis: I. The effect of NaCI- and KCl-salinity on growth at varied oxygen supply to the root. Z. Pflanzenphysiol. 83: 35−42.
  299. N. (1998) Plant resistance to environmental stress. Curr. Opin. Plant Biol. 9: 214−219.
  300. P.J., Jordan E.G. (1995) The nucleolus. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 11: 93−121.
  301. S.J., Rains D.W. (1984) Cell culture techniques: selection and physiological studies of salt tolerance. In: Staples R.C. and Toenniessen G.H. (Eds.) Salinity tolerance in plants: strategies for crop improvement. Wiley-lnterscience, pp. 321−334.
  302. L.K. (1973) The origin and development of organelles in germinating embryos of Didens cernua: Ultrastructural effects of cycloheximide, actinomycino D and chloramphenicol. Ann Bot Fenn 10:71−88
  303. N.K., Handa A.K., Ilnscgawa P.M., Bressan R.A. (1985) Proteins associated with adaptation of cultured tobacco cells to NaCI. Plant Physiol. 79: 126−139.
  304. S., Negrutiu I., Jacobs M. (1992) Characterization and regeneration of salt- and water-stress mutants from protoplast culture of Nicotianaplumbaginifolia (Viviami). Theor. Appl. Genet. 83: 613 619.
  305. Soussi M., LIuch C., Ocana A. (1998) Effects of salt stress on growth, photosynthesis and nitrogen fixation in chick-pea (Cicer arietinum L.). J. Exp. Bot. 49: 1329−1337.
  306. Scgcrs G., Gadisseur I., Bcrgounioux C., tie Almeida Engler J., Jacqmard A., Van Montagu M., Inze D. (1996) The Arabidopsis cyclin-dependent kinase gene cdc2b At is preferentially expressed during S and G2 phases of cell cycle. Plant J., 10: 601−612.
  307. Shaul O., Mironov V., Burssens S., Van Montagu M., Inze D. (1996) Two Arabidopsis cyclin promoters mediate distinctive transcriptional oscillation in synchronized tobacco BY-2 cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 4868−4872.
  308. Sharp R.E., Kuhn Silk W., Hsiao T.C. (1988) Growth of the maize primary root at law water potentials. I. Spatial distribution of expansive growth. Plant Physiol. 87: 50−57.
  309. Shen Y.G., Zhang W.K., Yan D.Q. (2003) Characterization of a DRE-binding transcription factor from a halophyte Atriplex hortensis. Theor. Appl.Genet. 107(1): 155−61.
  310. J.W., Masucci J.D., Wang H. (1997) Building a root: the control of pattering and morphogenesis diring root development. Plant Cell 9: 1089−1098.
  311. Schuppler U., He P.-H., John P.C.L., Munns R. (1998) Effect of water stress on cell division and dell-division-cycle 2−1 ike cell-cycle kinase activity in wheat leaves. Plant Physiol. 117: 667−678.
  312. W., Stitt M., Schulze E.D., Ncuhaus H.E., Fichtncr K. (1991) A quantification of the significance of assimilatory starch for growth of Arabidopsis thaliana L.Heynh. Plant Physiol. 95: 890−895.
  313. A., Gholipoor M., Zeinali E. (2006) Seed reserve utilization and seedling growth of wheat as affected by drought and salinity. Environ. Exp. Bot. 55: 195−200.
  314. Sorrell D.A., Combettes B., Chaubet-Gigot N., Gigot C., Murray J.A.H. (1999) Distinct cyclin D genes show mitotic accumulation or constant levels of transcripts in tobacco Bright Yellovv-2 cells. Plant Physiol 119: 343−351.
  315. Y., Cahaner A., Zamir D. (1992) Breeding tomatoes for salt tolerance: inheritance of salt tolerance and related traits in interspecific population. Theor. Appl. Genet. 84(¾): 390−396.
  316. D.L., Flinn A.M. (1967) Histology and histochemistry of cotyledons of Pisum arvense L. During germination. Planta 74:72−85
  317. D.L. (1971) Nuclear changes in cotyledons of Pisum arvense L. During germination. Ann Bot 35:51 1−521
  318. A.M., Zeeman S.C., Smith S.M. (2005) Starch degradation. Annu. Rev. Plant Biol. 56: 7393.
  319. Smith M.K., McComb J.A. (1983) Selection for NaCl tolerance in cell cultures of Medicugo saliva and recovery of plants from NaCI-tolerant cell lines. Plant Cell Rep. 2: 126−128.
  320. L.M. Paulson R.E. (1968) The fine structure of the embryo of Lactuca sativa II. Changes during germination. Can. J. Bot. 46:1447−1453.
  321. Stokes P (1952) A physiological study of embryo development in Ileracleum sphondylium L. 111. The effect of temperature on after-ripening. Ann Bot 64:572−576,
  322. Stokes P (1965) Temperature and seed dormancy. In: Ruhland W (ed) Encyclopedia of Plant Physiology, vol XV/2. Springer, Berlin, pp 746−803,
  323. Stokes P (1952) A physiological study of embryo development in Heracleum sphondylium L.l. The effect of temperature on embryo development. Ann. Bot. 16: 441−447.
  324. Stokes P (1953) A physiological study of embryo development’in Heracleum sphondylium L.I. The effect of temperature on metabolism. Ann. Bot. 65:157−169.
  325. Sugino M., Hibino T., Tanaka Y., Nii N., Takabc T., Takabe T. (1999) Overexpression of DnaK from a halotolerant cyanobacterium Aphanothece halophyla acquires resistance to salt stress in transgenic tobacco plants. Plant Sci. 146: 81−88.
  326. Sun K., Hunt K., Hayscr B.A. (2004) Ovule abortion in Arabidopsis triggered by stress. Plant Physiol. 135(4): 2358−2367.
  327. Swift JG, O’Brien TP (1972) The fine structure of the wheat scutellum during germination. Aust. J. Biol. Sci. 25:469−486.
  328. L., Huttova J., Mistrik I. (2001) Impact aluminium, NaCl and growth retardant tetcyclacis on growth and protein compasition of maize roots. Biologia. 56: 441−448.
  329. I.J., Morcll M. K., Ernes M.J. (2004) Recent developments in understanding the regulation of starch metabolism in higher plants. J. Exp. Bot. 55: 2131−2145.
  330. Thomas H (1972) Control mechanisms of the resting seed. In: Roberts EH (ed) Viability in seeds. Chapman and Hall, London, pp. 360−396.
  331. Thompson J.L., Jones J.K.N. (1964) The glucomannan of bluebell seed (Sci I la nonscipta L.) Can. J. Chem. 42: 1088−1091.
  332. M.L., Miteva T.S., Popova L.P. (1992) Changes in polypeptide patterns of barley seedling exposed to jasmonic acid and salinity. Plant Physiol. 98(2): 700−707.
  333. Torres-Schumann S., Godey J.A., Pozo D., Pintor-Toto J.A. (1991) Salt induced TAS-24 protein is highly phosphorylated in vivo. J. Plant Physiol. 139: 115−118.
  334. S., Bohnert H., Maurel C., Stcudle E., Smith J. (1999) Plant aquaporins: their molecular biology, biophysics and significance for plant water relations. J. Exp. Bot. 50: 1055−1071.
  335. A. (1964) Dormancy in higher plants. Annu Rev Plant Physiol 15:185−224,
  336. E. (1991) The roles of heat-shock proteins in plants. Ann. Rev. Plant Biol. 42: 579−620.
  337. Villiers TA (1972) Seed dormancy. In: Kozlovvski TT (ed) Seed biology, vol II. Academic Press, New York, pp 219−281,
  338. Villiers TA, Warcing PF (1964) Dormancy in fruits of Fraxinus excelsior L. J Exp Bot 15:359−367
  339. Walters C., Landre P., Hill L, Corbineau F., Bailly C. (2005) Organization of lipid reserves in cotyledons of priming and aged sunflower seeds. Planta. 222: 397−407.
  340. Wang Y., Nil N. (2000) Changes in chlorophyll, ribolose biphosphate carboxylase-oxygenase, glycine betaine content, photosynthesis and transpiration in Amaranthus tricolor leaves during salt stress. J. Hortic. Sci Biotechnol. 75: 623−627.
  341. A. (2004) Analysis of toxic and osmotic effects of sodium chloride on leaf growth and economic yield of sugarcane. Dot. Bull. Acad. Sin. 45: 133−141.
  342. J., Smith F.A. (1992) Salinity-induced malate accumulation in Chara. J. Exp. Bot. 43: 837−842.
  343. Wareing PF (1965) Endogenous inhibitors in seed germination and dormancy. In: Ruhland W (ed) Encyclopedia of Plant Physiology, vol XV/2. Springer, Berlin, pp 909−924
  344. Wareing PF (1965) Endogenous inhibitors in seed germination and dormancy. In: Ruhland W (ed) Encyclopedia of plant Physiology, vol XV
  345. Winicov J., Waterbord J.H., Harrington R.E., McCoy T.J. (1986) Messenger RNA induction in cellular salt tolerance of alfalfa (Mediccigo saliva L.). Plant Cell Rep. 8: 6−11.
  346. I. (1991) Characterization of salt tolerant alfalfa (Mediccigo saliva L.) plants regenerated from salt tolerant cell lines. Plant Cell Rep. 10: 561−564.
  347. I., Bastola D.R. (1997) Salt tolerance in crop plants: new approaches through tissue culture and gene regulation. Acta Physiol. Plant. 19(4): 435−449.
  348. Wcrkcr E., Lerner II.R., Wcimbcrg R., Poljakoff-Mayber A. (1983) — Structural changes occurring in nuclei of barley root cells in response to a combined effect of salinity and ageing. Amer. J. Bot. 70: 222 225
  349. Werker E., Vaughan JG (1974) Anatomical and ultrastructural changes in aleurone and myrosin cells of Sinapis alba during germination. Planta (Berl) 116:243−255
  350. West G., Inzc D., Becmstcr G.T.S. (2004) Cell cycle modulation in the response of the primary root of Arabidopsis to salt stress. Plant Physiol. 135: 1050−1058.
  351. Wirth M., Withner CL (1959) Embryology and development in the Orchidaceae. In: Withner CL (ed) The orchids: A scientific survey. Ronald Press, New York, pp. 155−188
  352. Wolfrom ML, Lavcr ML, Patin DL (1961) Carbohydrates of the coffee bean. II/ Isolation and characterization of a mannan. J Org Chem 26:4533−4535
  353. Wynicr C.L., Fisher D.D., Moore R.C., Cyr R.J. (1996) Elucidating the mechanism of cortical microtubule reorientation in plant cells. Cell Motil. Cytoskel. 35: 162−173.
  354. Xu D., Duan X., Wang B., Hong B., Ho T., Wu R. (1996) Expression of a late embryogenesis abundant protein gene HVA1, from barley confers tolerance to water deficit and salt stress in transgenic rice. Plant Physiol. 110:249−257.
  355. Yatsu LY, Jacks TJ (1972) Spherosome membranes Half unit-membranes, Plant Physiol 49:937−943
  356. H., Taylor M.P. (1973) Histochemical studies on protease formation in the cotyledons of germinating bean seeds. Planta. 112:35−43.
  357. Yen H.E., Zhang D.Z., Lin J.H., Edwards G.E., Ku M.S.B. (1997) Salt-induced changes in protein composition in light-grown callus of Mesembryanthemum crystallinum. Physiol. Plant. 101: 526−532.
  358. Yu R., Huang, R. F., Wang, X. C. and Yuan, M. (2001) Microtubule dynamics are involved in stomatal movement of Vicia faba L. Protoplasma 216: 13−118.
  359. Zhu J.K. (2002) Salt and drought stress signal transduction in plants. Annu. Rev. Plant Biol. 53: 247 273.
  360. Zhu J.K., Hasegawa P.M., Brcssan R.A. (1997) Molecular aspects of osmotic stress in plants. Crit. Rev. Plant Sci. 16: 253−277.
  361. Zhu J.K. (2001) Plant salt tolerance. Trends Plant Sci. 6: 66−71.
  362. Zhu J.K. (2001) Cell signaling under salt, water and cold stresses. Curr. Opin. Plant Biol. 4: 401−406.
  363. Zhu J., Meinzer F.C. (1999) Efficiency of C-4 photosynthesis in Alriplex lenliformis under salinity stress. Aust. J. Plant Physiol. 26: 79−86.
  364. S., Sentenac H. (1999) Plant ion channels: from molecular structures to physiological functions. Curr. Opin. Plant Biol. 2: 477−482.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!