Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Ультраструктурная и молекулярно-генетическая характеристика сперматозоидов у пациентов с астенозооспермией

Диссертация: Ультраструктурная и молекулярно-генетическая характеристика сперматозоидов у пациентов с астенозооспермией
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Наряду с анатомическими, инфекционными, эндокринными, иммунологическими причинами специалисты уделяют все большее внимание изучению генетического фактора в развитии мужского бесплодия. Сперматогенез протекает под контролем специфических генов дифференцирующихся гамет и регулируется совокупностью гормонов, цитокинов и факторов роста (Cooke et al., 1998; de Kretser et al., 1998; Hecht, 1998… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Снижение активности сперматогенеза у мужчин
    • 1. 2. Ультраструктура жгутика сперматозоидов человека
    • 1. 3. Биохимические и ультраструктурные нарушения сперматозоидов при астенозооспермии
    • 1. 4. Оценка фрагментации ДНК сперматозоидов
    • 1. 5. Общая характеристика митохондриального генома
      • 1. 5. 1. Особенности митохондриальной ДНК человека
      • 1. 5. 2. Использование митохондриальной ДНК в молекулярно-генетических Исследованиях (особенности митохондриальной генетики)
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Семиологический анализ
    • 2. 2. Метод количественного электронно-микроскопического анализа сперматозоидов человека
      • 2. 2. 1. Подготовка эякулята для электронно-микроскопического
  • Исследования
    • 2. 2. 2. Проведение количественного электронно-микроскопического исследования сперматозоидов
    • 2. 3. Количественный кариологический анализ соотношения незрелых половых клеток (НПК) разных стадий сперматогенеза из эякулята
    • 2. 4. Цитогенетическтий анализ лимфоцитов периферической крови в группе пациентов с астенозооспермией, сопровождающейся полизооспермией
    • 2. 5. Молекулярно-генетические методы исследования
    • 2. 5. 1. Выделение геномной ДНК сперматозоидов из эякулята
    • 2. 5. 2. Ампилификация ДНК методом полимеразной цепной реакции (ПЦР)
    • 2. 5. 3. Анализ полиморфизма длин рестрикционных фрагментов (ПДРФ — анализ)
    • 2. 5. 4. Электрофорез в агарозном геле
    • 2. 5. 5. Детекция точковой мутации митохондриальной ДНК A3243G
    • 2. 5. 6. Детекция протяженной делеции митохондриальной ДНК
    • 2. 6. Оценка фрагментации ДНК сперматозоидов
    • 2. 7. Статистическая обработка полученных результатов
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
    • 3. 1. Оценка вклада астенозооспермии в структуру патозооспермии
    • 3. 2. Ультраструктурное исследование сперматозоидов пациентов с астенозооспермией
    • 3. 3. Исследование распространенных перестроек мтДНК: Делеции мтДНК 4977 и точковой замены A3243G в гене тРНК лейцина
    • 3. 4. Результаты молекулярно-генетического исследования нуклеотидной последовательности гена GAPDHS
    • 3. 5. Исследование уровня фрагментации ДНК на выборке 266 пациентов с нарушением фертильности
    • 3. 6. Модификация протокола комплексного медико-генетического обследования пациентов с астенозооспермией
    • 3. 7. Описание клинических случаев
  • ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Ультраструктурная и молекулярно-генетическая характеристика сперматозоидов у пациентов с астенозооспермией (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Мужское бесплодие — состояние, которое, как правило, является следствием совокупности патологических воздействий на репродуктивную систему мужчины. Доля мужского бесплодия составляет не менее половины причин бесплодия в браке (Matzuk, Lamb, 2002; Сегал, 2010; Щеплев, 2012).

Несмотря на совершенствование современных методов диагностики, доля идиопатического бесплодия, т. е. бесплодия с неустановленной причиной, остается стабильной и составляет около 1/3 случаев мужского бесплодия (Курило, 2002; Долгов и соавт., 2006; Diemer, Desjardins, 1999).

Наряду с анатомическими, инфекционными, эндокринными, иммунологическими причинами специалисты уделяют все большее внимание изучению генетического фактора в развитии мужского бесплодия. Сперматогенез протекает под контролем специфических генов дифференцирующихся гамет и регулируется совокупностью гормонов, цитокинов и факторов роста (Cooke et al., 1998; de Kretser et al., 1998; Hecht, 1998; McLachlan et al., 1998; Okabe et al., 1998; Smith, Conti 1996, Божедомов, 2009; Сухих, Божедомов, 2009). Генетически обусловленными причинами бесплодия у мужчин могут являться хромосомные аномалии, микроструктурные перестройки и генные мутации, приводящие к нарушению фертильности (Черных, 2006; Курило и соавт., 2011; Kobayashi et al., 2012). Интенсивное внедрение методов молекулярной биологии в изучение генома человека позволило накопить определенную информацию о различных генетических дефектах, приводящих к нарушениям характеристик сперматогенеза. За последние несколько лет были не только картированы некоторые гены, продукты экспрессии которых влияют на развитие и функции гамет, гонад и других органов половой системы, но и описаны мутации этих генов. Это позволило в настоящее время четко идентифицировать генетическую причину некоторых форм нарушения центральных звеньев эндокринной регуляции и определить влияние этих мутаций на процессы стероидои гаметогенеза в гонадах, морфогенеза органов половой системы (Черных, Курило, 2001 а, бWilson, Davies, 2007; Вартанян и соавт, 2010).

Причинами бесплодия у мужчин могут являться функциональная неполноценность сперматозоидов. Нарушение функциональных свойств сперматозоидов при традиционном светооптическом исследовании в ряде случаев выявить невозможно. Для определения различных структурных параметров сперматозоидов может быть применен метод их ультраструктурного анализа. Этот подход позволяет выявить особенности органоидов сперматозоидов — состояние акросомы, компактизации хроматина, строение жгутика и его компонентов, состояние и функционирование митохондрий, центриолей.

Ультраструктура жгутика является высоко консервативной и состоит из ряда элементов цитоскелета, необходимых для обеспечения движения сперматозоида. Структурной единицей, обеспечивающей двигательную активность жгутика, является аксонема и добавочные периаксонемные структуры. Характеристика ультраструктуры двигательного аппарата жгутика предоставляет возможность дальнейшего исследования его молекулярных компонентов, осуществления его функции и причин нарушения последней.

Известно, что подвижность сперматозоидов осуществляется за счет аэробных и анаэробных процессов. Аэробные процессы обеспечиваются энергией за счет митохондрий, анаэробные — за счет гликолиза (Mikai, Okuno, 2004; Williams, Ford, 2001). Одним из гликолитических ферментов является глицеральдегид—3-фосфат-дегидрогеназа (ГАФД), которая катализирует окислительное фосфорилирование глицеральдегид-3-фосфата до 1,3-дифосфоглицерата. Спермоспецифическая ГАФД тесно связана с периаксонемной структурой — фиброзным слоем, сниженная активность ГАФД приводит к снижению подвижности сперматозоидов (Элькина, 2007) Показано, что активность ГАФД снижена у пациентов с дисплазией фиброзного слоя, однако неизвестно, может ли ген ГАФД являться кандидатным геном при этой форме астенозооспермии. Очевидно, что проблема патогенеза астенозооспермии изучена фрагментарно (Глинкина, 2003; Гоголевский, Гоголевская, 2005).

Гетерогенность форм астенозооспермии, разнообразие этиологии причин, приводящих к нарушению подвижности сперматозоидов, зависимость активности половых клеток от работы комплексов дыхательной цепи митохондрий и ферментов гликолиза обуславливает необходимость в комплексном подходе к изучению патогенеза астенозооспермии.

ШЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Цель исследования — изучить ультраструктурные и молекулярно-генетические нарушения двигательной активности сперматозоидов на репрезентативной выборке пациентов (9215 мужчин) с астенозооспермией.

Для достижения поставленной цели исследования были сформулированы следующие задачи:

1. Проанализировать вклад астенозооспермии в структуру патозооспермии на репрезентативной выборке пациентов.

2. Выявить особенности ультраструктуры жгутика сперматозоида и его компонентов у пациентов при астенозооспермии и бесплодии.

3. Исследовать возможные сочетания нарушений ультраструктур сперматозоидов у пациентов с астенозооспермией и бесплодием.

4. Определить, имеется ли взаимосвязь между такими параметрами спермограммы, как подвижность сперматозоидов и наличие повреждений ДНК (однои двунитевые разрывы ДНК).

5. Провести исследование состава незрелых половых клеток из эякулята на разных стадиях их развития в группе мужчин с астенозооспермией и бесплодием.

6. Определить роль наиболее распространенных мутаций митохондриальной ДНК на репрезентативной выборке пациентов с астенозооспермией, провести сравнительный анализ частоты и спектра мутаций мтДНК сперматозоидов во фракциях с различными параметрами подвижности сперматозоидов.

7. Изучить характер возможных перестроек гена САРОНБ, экспрессирующего спермоспецифичную изоформу глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы, одного из ферментов гликолиза.

8. Расширить протокол комплексного медико-генетического обследования пациентов с астенозооспермией и бесплодием.

Новизна результатов исследования.

Впервые на репрезентативной выборке российских пациентов установлено, что снижение подвижности сперматозоидов (астенозооспермия, астенотератозооспермия, олигоастенозооспермия, олигоастенотератозооспермия) вносит ведущий вклад (93%) в структуру патозооспермии. Анализ результатов статистической обработки показал, что структура астенозооспермии неоднородна: в 71% случаев она сочетана с тератозооспермией, олигоастенотератозооспермия составляет 26%, астенозооспермия встречается лишь у 3% обследованных.

Количественный кариологический анализ соотношения незрелых половых клеток на разных стадиях их развития из эякулята впервые позволил выявить блок сперматогенеза на стадиях прелептотены-лептотены-зиготены у 80% пациентов с астенозооспермией, сопровождающейся полизооспермией и повышенное количество незрелых половых клеток с признаками дегенерации, а также — нарушением анафазы 1 и 2 делений мейоза, т. е. выявлены неразошедшиеся в делениях мейоза сперматиды у половины исследуемых по незрелым половым клеткам случаев.

Выявлено отсутствие ассоциации астенозооспермии и нарушений структуры хроматина и целостности ДНК.

При исследовании ультраструктурных основ нарушения двигательной активности сперматозоидов показано, что морфологические аномалии затрагивают различные компоненты жгутиков сперматозоидов — аксонему центральные и периферические микротрубочки, динеиновые ручки), наружные плотные фибриллы, фиброзный слой.

У всех исследованных пациентов с дисплазией фиброзного слоя впервые обнаружен полиморфизм в гене САРИНБ — замена аденина на гуанин гб29 381 (660−22 в>А) в гетерозиготном состоянии.

Практическая значимость.

В работе расширена схема протокола комплексного медико-генетического обследования пациента с астенозооспермией неясного генеза. Полученные новые данные об особенностях нарушения ультрастуктуры сперматозоида у пациентов с астенозооспермией, проясняющие патогенез астенозооспермии, а также полученные данные о полиморфизме в гене ОАРИНБ у пациентов с астенозооспермией и дисплазией фиброзного слоя открывают возможности для дифференциальной диагностики синдромоной и функциональной (вызванной экзогенными факторами) форм астенозооспермии. Выявленное отсутствие ассоциации между количеством сперматозоидов с нарушением целостности ДНК и низкой подвижностью сперматозоидов расширяют современные представления о роли однои двунитевых разрывов ДНК сперматозоидов в этиологии астенозооспермии.

Результаты исследования могут быть использованы при чтении спецкурсов в медицинских ВУЗах и на курсах повышения квалификации медицинских работников ' (урологов-андрологов, акушеров-гинеколбгов, медицинских генетиков).

Личное участие автора.

Основная часть экспериментов (создание коллекции ДНК, исследование мутаций и полиморфных вариантов митохондриальной ДНК и гена ОАРйН8, статистическая обработка данных выполнена автором самостоятельно. Проведение части семиологических исследований, анализ результатов, фиксация материала для электронно-микроскопического исследования, подготовка срезов, сравнительный анализ ультраструктуры сперматозоидов выполнена при участии соискателя.

Внедрение в практику.

Результаты исследования внедрены в работу лаборатории генетики нарушений репродукции Федерального государственного бюджетного учреждения «Медико-генетический генетический научный центр» Российской академии медицинских наук. В практикеу лаборатории внедрен расширенный протокол комплексного медико-генетического обследования, включающий обязательное проведение электронно-микроскопического анализа ультраструктур сперматозоидов, цитогенетического исследования и молекулярно-генетического анализа гена GAPDHS для пациентов с анастенозооспермией неясного генеза.

Апробация работы.

Результаты данной работы были представлены на Ежегодных российских научно-образовательных форумах «Мужское здоровье и долголетие» в 2009 и 2010 (г. Москва) — 4th Utah-Florence Symposium on the Genetics of Male Infertility 2010 (Park City, USA) — 16-th European Workshop on Molecular and Cellular Endocrinology of the Testis 2010 (Elba, Italy) — VI съезде Российского общества медицинских генетиков в 2010 (г. Ростов-на-Дону) — European Human Genetics Conference, 2010 (Gothenburg, Sweden) — 26-м съезде European Society of human reproduction and embriology 2010 (Rome, Italy) — 20th World Congress on Fertility and sterility 2010 (Munich, Germany) (5-м Международном конгрессе Всемирной ассоциации по репродуктивной медицине в 2010 (г. Москва) — American Society of Human Genetics Annual Meeting 2010 (Washington, USA) — Ежегодной конференции молодых ученых Медико-генетического научного центра РАМН в 2010 и 2011 (г. Москва). Основные результаты работы доложены на межлабораторном научном семинаре Медико-генетического научного центра РАМН (декабрь, 2011).

Публикации материалов исследования.

выводы.

1. Среди пациентов с бесплодием и патозооспермией (9215 человек) 93% составляют мужчины с разными формами астенозооспермии. Структура астенозооспермии неоднородна: в 70% случаев она сочетана с тератозооспермией, группа пациентов с олигоастенотератозооспермией составляет 26%, с олигоастенозооспермией — 0,25%, астенозооспермия встречается у 4% обследованных. Это свидетельствует о различных механизмах, приводящих к нарушению двигательной активности сперматозоидов.

2. При электронно-микроскопическом исследовании в эякуляте пациентов с астенозооспермией (86 мужчин) повышенное содержание и /-ч сперматозоидов с прореагировавшей акросомои выявляется в 2 раза чаще, а с нарушенной структурой плотных фибрилл в 6 раз чаще, чем у пациентов с нормальной подвижностью сперматозоидов.

3. При электронно-микроскопическом исследовании в эякуляте пациентов с астенозооспермией (86 мужчин) обнаружены сочетания нарушений нескольких ультраструктур сперматозоидов. Изменение положения акросомы, выявленное у 64 пациентов, сочетается с наличием цитоплазматической капли на головке и нерегулярной укладкой митохондрий в 15.6% случаев (10 мужчин). Нарушение строения пар периферических микротрубочек (12 мужчин) сопровождается изменением положения акросомы (91,7% случаев), нерегулярной укладкой митохондрий (83,3% случаев), сдвигом наружных плотных фибрилл аксонемы (67,7% случаев). При этом у 6 из 12 мужчин наблюдали четыре ультраструктурные аномалии сперматозоидов — нарушение строения пар периферических микротрубочек, изменение положения акросомы, нерегулярная укладка митохондрий, сдвиг наружных плотных фибрилл аксонемы.

4. При электронно-микроскопическом исследовании эякулята пациентов с астенозооспермией (86 мужчин) не обнаружено ассоциации астенозооспермии и повышенного содержания сперматозоидов с нарушением конденсации хроматина. При анализе фрагментации ДНК ассоциации между количеством сперматозоидов с нарушением целостности ДНК и низкой подвижностью сперматозоидов не выявлено.

5. Количественный кариологический анализ соотношения незрелых половых клеток из эякулята на разных стадиях сперматогенеза впервые позволил выявить блок сперматогенеза на стадиях прелептотены-лептотены-зиготены и повышенное количество незрелых половых клеток с признаками дегенерации у 80% мужчин с астенозооспермией, сопровождающейся полизооспермией. Неразошедшиеся в делениях мейоза сперматиды выявлены в 50% исследованных по незрелым половым клеткам случаев астенозооспермии.

6. Проведенный на репрезентативной выборке (240 пациентов с астенозооспермией) молекулярно-генетический анализ митохондриальной ДНК свидетельствует о неучастии делеции митохондриальной ДНК 4977 и точковой мутации митохондриальной ДНК АЗ243О в патогенезе астенозооспермии.

7. Проведенный молекулярно-генетический анализ гена САРОНГ, кодирующего один из ферментов гликолиза, спермоспецифическую глицеральдегид—3-фосфат-дегидрогеназу, позволил впервые описать в этом гене полиморфизм гб29 381 (660−22 С>А) в гетерозиготном состоянии у пациентов с тотальной астенозооспермией и дисплазией фиброзного слоя аксонемы жгутика.

8. Модифицирован протокол комплексного медико-генетического обследования пациентов с астенозооспермией с обязательным цитогенетическим (по лимфоцитам периферической крови), ультраструктурным анализом сперматозоидов и исследованием гена С АРИН Б.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Выяснение механизмов нарушения репродуктивной функции и гаметопатии мужчин является одной из важнейших проблем андрологии, медицинской генетики, репродуктивной медицины. Исследование причин мужского бесплодия имеет не только биологическое, но и медико-социальное значение.

Гетерогенность механизмов, приводящих к астенозооспермии усложняет изучение ее патогенеза. В организме человека сперматогенез является одним из наиболее динамичных процессов связанных с клеточной пролиферацией и дифференцировкой.

Известно, что подвижность сперматозоидов осуществляется за счет аэробных и анаэробных процессов. Аэробные процессы обеспечиваются энергией за счет митохондрий, анаэробные — за счет гликолиза. В последнее время проводят активные работы по изучению влияния мутаций митохондриальной ДНК на двигательную способность сперматозоидов. В литературе обсуждается значимость протяженной делеции митохондриальной ДНК размером в 4977 п.н., при которой делетируется около трети молекулы мтДНК. Проведенные нами молекулярно-генетические исследования продемонстрировали, что распространенная делеция мтДНК 4977 не имеет клинической значимости для пациентов с астенозооспермией, данная протяженная делеция была обнаружена нами в образцах эякулята у обследованных пациентов с астенозооспермией и в контрольной группе примерно с равной частотой (70% и 71%", соответственно). Не было выявлено различий между фракциями с разной подвижностью сперматозоидов в одном и том же образце.

Другим механизмом, обеспечивающим сперматозоид энергией, необходимой для его подвижности является гликолиз. Одним из ферментов, участвующем в гликолизе является спермоспецифическая изоформа глицеральдегид—3-фосфат-дегидрогеназы (ГАФДс), которая катализирует окислительное фосфорилирование глицеральдегид-3-фосфата до 1,391 дифосфоглицерата. Этот фермент локализован в фиброзном слое жгутика. Ранее было показано, что у пациентов с дисплазией фиброзного слоя снижается активность ГАФДс. В рамках данной работы была исследована генетическая составляющая дисплазии фиброзного слоя, продемонстрирована ассоциация между сниженной активности фермента ГАФДС и наличием полимофризма А66(Ю у пациентов с астенозооспермией и дисплазией фиброзного слоя жгутика.

В рамках данного исследования было проведено комплексное медико-генетическое обследование пациентов со сниженными показателями подвижности сперматозоидов и бесплодиемпроанализированы структура и патогенез различных случаев астенозооспермииоценен вклад астенозооспермии в структуру патозооспермии на выборке 9215 пациентов, обследованных в лаборатории генетики нарушений репродукции МГНЦ.

Одним из первых подходов к выявлению механизмов, вовлеченных в обеспечение подвижности сперматозоидов, было изучение ультраструктуры жгутика. Поэтому, несмотря на фрагментарность информации о сигнальных путях и молекулярных механизмах, которые контролируют сборку и функционирование жгутика сперматозоида, его ультраструктура охарактеризована относительно детально (МоЬЬег1еу, 2010; ВассеШ ег а1 2004).

В данной работе рассмотрены различные формы нарушений ультраструктурной организации сперматозоидов у пациентов с астенозооспермией. Показано, что повышенное содержание сперматозоидов с измененным положением акросомы у пациентов с астенозооспермией обнаруживается в 1,5 раза чаще, чем у пациентов с нормальной подвижностью. Из 86 исследованных пациентов с астенозооспермией у 2 человек отсутствовала центральная пара микротрубочек аксонемы жгутика (9+0), у 29 (34%) пациентов повышено содержание сперматозоидов с нарушением строения пар периферических микротрубочек (5+2, 7+2, 9+1 и т. д.), у 8 пациентов (9%) повышено содержание сперматозоидов с дезорганизацией строения пар микротрубочек. У 4 человек содержалось более 50% сперматозоидов с дисплазией фиброзного слоя, у 8 обратившихся повышено содержание сперматозоидов со сдвинутыми плотными фибриллами. Проведение количественного анализа морфологических аномалий аксонемы имеет прогностическое значение у пациентов с астенозооспермией — выявление генетических причин астенозооспермии важно при планировании ВРТ для пациентов с астенозооспермией и бесплодием, поскольку необходимо информировать пациента о риске передачи потомству генетической патологии от родителя.

Автор выражает глубокую признательность к.б.н Шилейко JI.B., к.б.н Сорокиной Т. М., сотрудникам лоборатории цитогенетики Кузиной Н. Ю., Магомедовой Х. Д., Барковой О. В. за помощь в проведении спермиологического и цитогенетического анализов. Коллективу и ведущим специалистам Лаборатории генетики нарушений репродукции МГНЦ РАМН за ценные критические замечания и всестороннее обсуждение результатов исследования.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Андрология. Клинические рекомендации. Под ред. П. А. Щеплева. М.: Медпрактика-М, 2012. 155с.
  2. E.H., Брагина Е. Е., Гусак Ю. К. Количественное ультраструктурное исследование сперматозоидов человека при нарушении фертильности // Вестник новых медицинских технологий. -2007. Т XIV, № 4. — С. 199−201.
  3. Е.Е. Закономерности нарушений сперматогенеза человека при некоторых генетических и инфекционных заболеваниях. Автореф, дисс. докт. биол. наук, МГУ им М. В. Ломоносова, М., 2001. 53с.
  4. Э. В., Петрин А. Н., Курносова Т. Р. Генетические факторы мужского бесплодия // Проблемы репродукции. 2010. № 2. С.74−78.
  5. Р.Г., Радченко O.P., Сабирова Ф. М. Тенденции изменений качества эякулята жителей республики Татарстан // Проблемы реподукции. 2010. № 2. С. 63−65.
  6. П.Воробьева O.A., Воскресенская A.B., Одинцов A.A., Филатов М. В. Мужское бесплодие и нарушение структурной организации хроматина сперматозоидов. Существует ли связь? // Проблемы репродукции. 2005. № 6. С. 56−62.
  7. .И. Медико-генетические аспекты обследования супружеских пар с бесплодием, включенных в программу ЭКО и ПЭ, ИКСИ: дисс. канд. биол. наук. М., 2003. 134 с.
  8. П. А., Гоголевская И. К. Молекулярно-генетические основы мужского бесплодия // Лечение женского и мужского бесплодия. Вспомогательные репродуктивные технологии. Под ред. В. И. Кулакова, Б. В. Леонова, Л. Н. Кузмичева. М.: МИА, 2005. С. 176 189.
  9. Н.Г., Давыденко О. Г. Миры геномов органелл. Минск: Технология, 2003. 494 с.
  10. В.В., Луговская С. А., Фанченко Н. Д., Миронова И. И., Назарова Е. К., Ракова Н. Г., Раков С. С., Селиванов Т. О., Щелочков А. М. Лабораторная диагностика мужского бесплодия. Тверь.: Триада, 2006. 145с.
  11. М.А., Осадчук A.B., Гуторова Н. В., Типисова Е. В., Осадчук Л. В. Анализ сперматогенной функции у мужского населения г. Архангельска // Андрология и генитальная хирургия. 2011. № 2. С.56−60.
  12. Н.П. Современные методы в клинической цитогенетике: учебно-методическое пособие. М. 1991. 128 с.
  13. Л. Ф. Генетическая регуляция развития мужской половой системы // Материалы 2 международной медицинской выставки «Мужское здоровье и долголетие». (17−19 февраля, 2004 г., Москва), С. 74−75.
  14. Л. Ф., Дубинская В. П., Остроумова Т. В., Шилейко Л. В., Мхитаров В. А., Литвиненко В. М. Оценка сперматогенеза по незрелым половым клеткам эякулята // Проблемы репродукции. 1995. № 3. С. 3338.
  15. Л. Ф., Сорокина Т. М. Структура генетических заболеваний половой системы // Материалы I всероссийского конгресса «Современные технологии в педиатрии и детской хирургии». (16−19 октября, 2002 г., Москва), С. 125−126.
  16. Л.Ф. Проблемы и задачи охраны и преконцепционной профилактики репродуктивного здоровья поколений // Андрология и генитальная хирургия. 2008. № 2. С. 7−20.
  17. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. М.: МИР, 1984. 479 с.
  18. А.И. Вредные факторы среды и репродуктивная система человека (ответственность перед будущими поколениями). 2-е изд., доп. СПб.: ЭЛБИ-СПб, 2008. С. 22−59.
  19. Т.Е., Шевантаева О. Н., Кузнецов C.B. Влияние внешних факторов на мужскую репродуктивную систему. Под ред. Д. И. Рыжакова. Нижний Новгород: НГМА, 2006. 28с.
  20. A.C. Заболевания половой системы у мужчин. М.: ИКАР, 2010. 324 с.
  21. Г. Т., Божедомов В. А. Мужское бесплодие. М.: Эксмо, 2009. 240 с.
  22. В.Б. Генетические факторы мужского бесплодия // Материалы всероссийской научно-практической конференции «Молекулярные методы диагностики моногенных заболеваний: возможности и перспективы». // Медицинская генетика. 2006. Прил 2. С. 8−14.
  23. Ю.Л. Роль глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы в регуляции подвижности сперматозоидов // Материалы XIV международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2007». (11−14 апреля 2007 г., Москва). С. 40.
  24. Acacio B.D., Gottfried Т., Israel R., Sokol R. Z. Evaluation of a large cohort of men presenting for a screening semen analysis // Fertil. Steril. 2000. Vol. 73, № 3. P. 595−597.
  25. Adiga S.K., Jayaraman V., Kalthur G., Upadhya D., Kumar P. Declining semen quality among south Indian infertile men: A retrospective study // J. Hum. Reprod. Sei. 2008. Vol 1, № 1. P. 15−18.
  26. Afzelius B., Eliasson R. Flagellar mutants in man: on the heterogeneity of the immotile-cilia syndrome // J. Ultrastruct. Res. 1979. Vol 69, № 1. P. 4352.
  27. Afzelius B.A. A human syndrome caused by immotile cilia // Science. 1976. Vol. 193. P. 317−319.
  28. Afzelius B.A. The immotile-cilia syndrome: a microtubule-associated defect. // Crit. Rev. Biochem. 1985. Vol.19, № 1. P. 63−87.
  29. Ahmadi A., Ng S. C. Fertilizing ability of DNA-damaged spermatozoa // J Exp Zool. 1999. Vol. 284, № 6. P. 696−704.
  30. Alberts B., Johnson A., Lewis J., Raff M., Roberts K., Walter P. Molecular biology of the cell. 5th edition. Garland Science. 2008. 1392 p.
  31. Auger J., Kunstmann J.M., Czyglik F., Jouannet P. Decline in semen quality among fertile men in Paris during the past 20 years // N. Engl. J. Med. 1995. Vol. 332. P. 281−285.
  32. Awadalla P., Eyre-Walker A., Smith J.M. Linkage disequilibrium and recombination in hominid mitochondrial DNA // Science. 1999. Vol. 286. P. 2524−2525.
  33. Baccetti B, Bruni E, Gambera L, Moretti E, Piomboni P. An ultrastructural and immunocytochemical study of a rare genetic sperm tail defect that causes infertility in humans // Fertil. Steril. 2004. Vol. 82, № 2. P. 463−468.
  34. Ballinger S.W., Shoffner J.M., Hedaya E.V., Trounce I., Polak M.A., Koontz D.A., Wallace D.C. Maternally transmitted diabetes and deafnessassociated with a 10.4 kb mitochondrial DNA deletion // Nat. Genet. 1992. Vol. 1, № 1. P. 11−15.
  35. Bartoov B., Eltes F., Pansky M., Langzam J., Reichart M., Soffer Y. Improved diagnosis of male fertility potential via a combination of quantitative ultramorphology and routine semen analyses // Hum. Reprod. 1994. Vol. 9, № 11. P. 2069−2075.
  36. Benchaib M., Braun V., Lornage J. Sperm DNA fragmentation decreases the pregnancy rate in an assisted reproductive technique // Hum Reprod. 2003. Vol. 18, № 5. P. 1023−1028.
  37. Berling S., Wolner-Hanssen P. No evidence of deteriorating semen quality among men in infertile relationships during the last decade: a study of males from Southern Sweden//Hum. Reprod. 1997. Vol. 12. P. 1002−1007.
  38. Beshay V.E., Bukulmez O. Sperm DNA damage: how relevant is it clinically? // Curr. Opin. Obstet. Gynecol. 2012. Vol. 24, № 2. P. 44 48.
  39. Bodyak N.D., Nekhaeva E., Wei J.Y., Khrapko K. Quantification and sequencing of somatic deleted mtDNA in single cells: evidence for partially duplicated mtDNA in aged human tissues // Hum. Mol. Genet. 2001 Vol. 10, №l.P. 17−24.
  40. Bromwich P., Cohen J., Stewart I., Walker A. Decline in sperm counts: an artefact of changed reference range of «normal»? // Brit. Med. J. 1994. Vol. 309. P. 19−22.
  41. Brown W.M., George M.J., Wilson A.C. Rapid evolution of animal mitochondrial DNA // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1979. Vol. 76. P. 19 671 971.
  42. Burgess S.A., Walker M.L., Sakakibara H., Knight P.J., Oiwa K. Dynein structure and power stroke //Nature. 2003. Vol. 421, № 6924. P. 715−718.
  43. Carrell D.T., Liu L., Peterson C.M., Jones K.P., Hatasaka H.H., Erickson L., Campbell B. Sperm DNA fragmentation is increased in couples with unexplained recurrent pregnancy loss // Arch. Androl. 2003. Vol. 49, № 1. P. 49−55.
  44. Chemes E.H., Rawe Y.V. Sperm pathology: a step beyond descriptive morphology. Origin, characterization and fertility potential of abnormal sperm phenotypes in infertile men // Hum. Reprod. Update. 2003. Vol. 9, № 5. P. 405−428.
  45. Chemes H. E, Alvarez S.C. Tales of the tail and sperm head aches: changing concepts on the prognostic significance of sperm pathologies affecting the head, neck and tail // Asian J Androl. 2012. Vol. 14, № 1. P. 14−23.
  46. Chemes H.E. Phenotypes of sperm pathology: genetic and acquired forms in infertile men // J. Androl. 2000. Vol. 21, № 6. P. 799−808.
  47. Chemes H.E., Brugo S., Zanchetti F., Carrere C., Lavieri J.C. Dysplasia of the fibrous sheath: an ultrastructural defect of human spermatozoa associated with sperm immotility and primary sterility. Fertil. Steril. 1987. Vol. 48, № 4. P. 664−669.
  48. Chemes H.E., Rawe V.Y. The making of abnormal spermatozoa: cellular and molecular mechanisms underlying pathological spermiogenesis // Cell Tissue Res. 2010. Vol. 341, № 3. P. 349−357.
  49. Chia S.E., Lim T. A., Tay S. K., Lim S. T. Factors associated with male infertility: a case-control study of 218 infertile and 240 fertile men // British Journal of Obstetrics and and Gynaecology. 2000. Vol. 107, № l.P. 55−61.
  50. Chohan K.R., Griffin J.T., Lafromboise M., De Jonge C.J., Carrell D.T. Comparison of chromatin assays for DNA fragmentation evaluation in human sperm // J. Androl. 2006 Vol. 27, № 1. P. 53−59.
  51. Cooke HJ., Hargreave T., Elliott D.J. Understanding the genes involved in spermatogenesis: a progress report // Fertil. Steril. 1998. Vol. 69, № 6. P. 989−995.
  52. Cooper R.I., Kavlock R.J. Endocrine disruptors and reproductive development: a weight-of-evidence overview // J. Endocrinol. 1997. Vol. 152. P. 159−166.
  53. Costello M.F., Sjoblom P., Haddad Y., Steigrad S.J., Bosch E.G. No decline in semen quality among potential sperm donors in Sydney, Australia, between 1983 and 2001 // J. Assist. Reprod. Genet. 2002. Vol. 19, № 6. P. 284−290.
  54. Cottrel D.A., Blakely E.L., Borthwick G.M. Role of mitochondrial DNA mutations in disease and aging // Ann. N.Y. Acad. Sei. 2000. Vol. 908. P. 199−207.
  55. Cottrell D.A., Blakely E.L., Johnson M.A., Borthwick G.M., Ince P.I., Turnbull D.M. Mitochondrial DNA mutations in disease and ageing // Novartis Found Symp. 2001. P. 243−246.
  56. Cox D.W., Talamo R.C. Genetic aspects of pediatric lung disease // Pediatr Clin. North Am. 1979. Vol. 26, № 3. P. 467−80.
  57. Croteau D.L., Stierum R.H., Bohr V.A. Mitochondrial DNA repair pathways // Mutat. Res. 1999.Vol. 434, № 3. P. 137−148.
  58. Cummins J. M. Fertilization and elimination of the paternal mitochondrial genome // Hum. Reprod. 2000. Vol. 15, Suppl. 2. P. 92−101.
  59. De Kretser D.M., Huidobro C., Southwick G.J., Temple-Smith P.D. The role of the epididymis in human infertility // J. Reprod. Fertil. Suppl. 1998. Vol. 53. P. 271−275.
  60. Diemer T., Desjardins C. Developmental and genetic disorders in spermatogenesis // Hum. Reprod. Update. 1999. Vol. 5, № 2. P. 120−140.
  61. DiMauro S., Servidei S., Zeviani M., DiRocco M., DeVivo D.C., DiDonato S., Uziel G., Berry K., Hoganson G., Johnsen S.D. Cytochrome C oxidase deficiency in Leigh syndrome // Ann. Neurol. 1987. Vol. 22, № 4. P. 498 506.
  62. Evans V.J., Bryant J.C., Kerr H.A., Schilling E.L. Chemically defined media for cultivation of long-term cell strains from four mammalian species // Exp. Cell. Res. 1964. Vol. 36. P. 439−474.
  63. Farrow S. Falling sperm quality: fact or fiction? // Brit. Med. J. 1994. Vol. 309. P. 1−2.
  64. Fawcett D.W. The mammalian spermatozoon // Dev. Biol. 1975. Vol. 44. P. 394−436.
  65. Feki N.C., Abid N., Rebai A., Sellami A., Ayed B.B., Guermazi M., Bahloul A., Rebai T., Ammar L.K. Semen quality decline among men in infertile relationships: experience over 12 years in the South of Tunisia // J. Androl. 2009. Vol. 30, № 5. P. 541−547.
  66. Fliss M.S., Usadel H., Caballero O.L. Facile detection of mitochondrial DNA mutations in tumors and bodily fluids // Science. 2000. Vol. 287. P. 2017−2019.
  67. Gandini L., Lombardo F., Paoli D. Study of apoptotic DNA fragmentation in human spermatozoa // Hum. Reprod. 2000. Vol. 15, № 4. P. 830−839.
  68. Gee C.C., Zimmer-Faust R.K. The effects of walls, paternity and ageing on sperm motility // J. Exp. Biol. 1997. Vol. 200, № 24. P. 3185−3192.
  69. Geremek M., Witt M. Primary ciliary dyskinesia: genes, candidate genes and chromosomal regions. J. Appl. Genet. 2004 — Vol. 45, № 3. 347−361.
  70. Gianaroli L, Magli MC, Collodel G, Moretti E, Ferraretti AP, Baccetti B. Sperm head’s birefringence: a new criterion for sperm selection. Fertil Steril. 2008. Vol. 90, № 1. P. 104−112.
  71. Ginsburg J., Okolo S., Prelevic G., Hardman P. Residence in the London area and sperm density // Lancet. 1994. Vol. 343. P. 230.
  72. Goto, Y., Nonaka, I., Horai, S. A mutation in the tRNALeu (UUR) gene associated with the MELAS subgroup of mitochondrial encephalopathies // Nature. 1990. Vol. 348, № 6302. P. 651−653.
  73. Harrison A., Sakato M., Tedford H.W., Benashski S.E., Patel-King R.S., King S.M. Redox-based control of the gamma heavy chain ATPase from Chlamydomonas outer arm dynein // Cell Motil. Cytoskeleton. 2002. Vol. 52, № 3. P. 131−143.
  74. Hecht N.B. Molecular mechanisms of male germ cell differentiation // Bioessays. 1998. Vol. 20, № 7. P. 555−561.
  75. Henkel R., Hajimohammad M., Stalf T. Influence of deoxyribonucleic acid damage on fertilization and pregnancy // Fertil.Steril. 2004. Vol. 81. P. 965 972.
  76. Henkel R., Kierspel E., Hajimohammad M., Stalf T., Hoogendijk C., Mehnert C., Menkveld R., Schill W.B., Kruger T.F. DNA fragmentation ofspermatozoa and assisted reproduction technology // Reprod. Biomed. Online. 2003. Vol. 7, № 4. P. 477−484.
  77. Henkel R., Menkveld R., Kleinhappl M., Schill W.B. Seasonal changes in human sperm chromatin condensation // J. Assist. Reprod. Genet. 2001. Vol. 18, № 7. P. 371−377.
  78. Henkel R.R. Leukocytes and oxidative stress: dilemma for sperm function and male fertility // Asian. J. Androl. 2011 Vol. 13, № 1. P. 43−52.
  79. Holt I.J., Harding A.E., Morgan-Hughes J.A. Deletions of muscle mitochondrial DNA in patients with mitochondrial myopathies // Nature. 1988. Vol. 331. P. 717−719.
  80. Holzbaur E. L, Vallee R.B. Dyneins: molecular structure and cellular function // Ann. Rev. Cell Biol. 1994. Vol. 10. P. 339−372.
  81. Hungerford D.A. Leukocytes cultured from small inocula of whole blood and the preparation of metaphase chromosomes by treatment with hypotonic KC1 // Stain. Technol. 1965. Vol. 40, № 6. P. 333−338.
  82. Ibanez-Tallon I., Heintz N., Omran H. To beat or not to beat: roles of cilia in development and disease //Hum. Mol. Genet. 2003. Vol. 1, № 12. P. 27−35.
  83. Ieremiadou F., Rodakis G.C. Correlation of the 4977 bp mitochondrial DNA deletion with human sperm dysfunction // BMC Res. Notes. 2009. Vol. 4, № 2. P. 18.
  84. Inaba K., Kagami O., Ogawa K. Tctex2-related outer arm dynein light chain is phosphorylated at activation of sperm motility // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. Vol. 256, № 1. P. 177−183.
  85. Inaba K., Mohri H. Two states of the conformation of 21S outer arm dynein coupled with ATP hydrolysis // J Biochem. 1989. Vol. 106, № 2. P. 349−354.
  86. Inaba K. Conformational changes of dynein: mapping and sequence analysis of ATP-Vanadate-dependent trypsin-sensitive sites on the outer arm dynein b heavy chain from sea urchin sperm flagella // J. Biochem. 2000. Vol. 127, № 6. P. 1115−1120.
  87. Irvine S., Cawood E., Richardson D. Evidence of deteriorating semen quality in the United Kingdom: birth cohort study in Scotland over 11 years //Brit. Med. J. 1996. Vol. 312. P. 467−470.
  88. Jensen T.K., Giwermann A., Carlsen E., Scheike T., Skakkeback N.E. Semen quality among mem-bers of organic food associations in Zealand, Denmark//Lancet. 1996. Vol. 347. P. 1844.
  89. Joffe M. Disorders of spermatogenesis in Finland. Is this a period effect, and if so, why? // Brit. Med. J. 1997. Vol. 314. P. 1042−1043.
  90. Jouannet P., Wang C., Eustache F., Kold-Jensen T., Auger J. Semen quality and male reproductive health: the controversy about human sperm concentration decline // APMIS. 2001. Vol. 109, № 5. P. 333−344.
  91. Kaneda Hayashi J., Takahama S., Taya C., Lindahl K. F., Yonekawa H. Elimination of paternal mitochondrial DNA in intraspecific crosses during early mouse embryogenesis // Proc Natl Acad Sei USA. 1995. V. 92 P. 4542−4546.
  92. Kao S., Chao H.T., Wei Y.H. Mitochondrial deoxyribonucleic acid 4977-bp deletion is associated with diminished fertility and motility of human sperm // Biol Reprod. 1995. Vol. 52, № 4. P. 729−736
  93. Kierszenbaum A.L., Tres L.L. The acrosome-acroplaxome-manchette complex and the shaping of the spermatid head // Arch. Histol. Cytol. 2004. Vol. 67, № 4. P. 271−284.
  94. King L.M., Holsberger D.R. Donoghue A.M. Correlation of CASA velocity and linearity parameters with sperm mobility phenotype in turkeys // J. Androl. 2000. Vol. 21, № 1. P. 65−71.
  95. Kobayashi H, Nagao K, Nakajima K. Focus issue on male infertility // Adv. Urol. 2012. Vol. 2012, P. 823.
  96. Lamirande E, Gagnon C. Redox control of changes in protein sulfhydryllevels during human sperm capacitation // Free Radic Biol Med. 2003. Vol. 35,10. P. 1271−1285.
  97. Larsson N.G., Clayton D.A. Molecular genetic aspects of human mitochondrial disorders // Ann. Rev. Genet. 1995. Vol. 29. P.151−178.
  98. Lee H.C., Wei Y.H. Mitochondrial alterations, cellular response to oxidative stress and defective degradation of proteins in aging // Biogerontology. 2001. Vol. 2. P. 231−244.
  99. Lenaz G., Genova M.L. Structure and organization of mitochondrial respiratory complexes: a new understanding of an old subject // Antioxid Redox Signal. 2010. Vol. 12. P. 961−1008.
  100. Lerchl A. Evidence for decreasing quality of sperm. Presentation of data on sperm concentration was flawed // BMJ. 1995. Vol. 311, № 7004. P. 569−570.
  101. Lerchl A., Nieschlag E. Decreasing sperm counts? A critical review. Exp. Clin. Endocrinol. Diabetes. 1996. Vol. 104, № 4. P. 301−307.
  102. Man P.Y., Griffiths P.G., Brown D.T., Howell N., Turnbull D.M., Chinnery P.F. The epidemiology of Leber hereditary optic neuropathy in the North East of England // Am. J. Hum. Genet. 2003. Vol. 72, № 2. P. 333 339.
  103. Marimuthu P., Kapilashrami M.C., Misro M.M., Singh G. Evaluation of trend in semen analysis for 11 years in subjects attending a fertility clinic in India // Asian J. Androl. 2003. Vol. 5, № 3. P. 221−225.
  104. Matzuk M. M, Lamb D.J. Genetic dissection of mammalian fertility pathways //Nat. Cell Biol. 2002. Vol 4, Suppl 1. P. 41−49.
  105. Matzuk M. M, Lamb D.J. The biology of infertility: research advances and clinical challenges // Nat Med. 2008. Vol. 14, № 11. P.1197−1213.
  106. McLachlan R.I., Mallidis C., Ma K., Bhasin S., de Kretser D.M. Genetic disorders and spermatogenesis // Reprod. Fertil. Dev. 1998. Vol. 10, № 1. P. 97−104.
  107. Menkveld R., Huwe P., Ludwig M., Weidner W. Morphological sperm alterations in different types of prostatitis // Andrologia. 2003. Vol.35. P. 288−293.
  108. Michikawa Y., Mazzucchelli F., Bresolin N. Aging-dependent large accumulation of point mutations in the human mtDNA control region for replication// Science. 1999. Vol. 286. P. 774−779.
  109. Mikai C., Okuno M. Glycolysis plays a major role for adenosine triphosphate supplementation in mouse sperm flagellar movement // Biol. Reprod. 2004 Vol. 71, № 2. P. 540−547.
  110. Miki K., Willis W., Brown P., Goulding E., Fulcher K., Eddy E. Targeted disruption of the AKAP4 gene causes defects in sperm flagellum and motility // Dev. Biol. 2002. Vol. 248. P. 331−342.
  111. Milisav I. Dynein and dynein-related genes // Cell Motil Cytoskeleton. 1998. Vol. 39. P. 261−272.
  112. Mobberley M.A. Electron microscopy in the investigation of asthenozoospermia //Br. J. Biomed. Sci. 2010. Vol. 67, № 2. P. 92−100.
  113. Mocz G., Farias J., Gibbons I.R. Proteolytic analysis of domain structure in the beta heavy chain of dynein from sea urchin sperm flagella // Biochemistry. 1991. Vol. 30, № 29. P. 7225−7231.
  114. Mocz G., Gibbons I.R. Model for the motor component of dynein heavy chain based on homology to the AAA family of oligomeric ATPases // Structure. 2001. Vol. 9, № 2. P. 93−103.
  115. Mohamed S.A., Hanke T., Erasmi A.W., Bechtel M.J., Scharfschwerdt M., Meissner C., Sievers H.H., Gosslau A. Mitochondrial DNA deletions and the aging heart // Exp. Gerontol. 2006. Vol. 41, № 5. P. 508−517
  116. Multigner L, Oliva A. Secular variations in sperm quality: fact or science fiction? // Cad Saude Publica. 2002. Vol. 18, № 2. P. 403−412.
  117. Naviaux R.K. Mitochondrial DNA disorders // Eur. J. Pediatr. 2000. Vol. 159, Suppl. 3. P. 219−226.
  118. Ogawa K. Four ATP-binding sites in the midregion of the beta heavy chain of dynein// Nature. 1991. Vol. 352, № 6336. P. 643−645.
  119. Ogawa K., Kamiya R., Wilkerson C.G., Witman G.B. Interspecies conservation of outer arm dynein intermediate chain sequences defines two intermediate chain subclasses // Mol Biol Cell. 1995. Vol. 6, № 6. P. 685 896.
  120. Ogawa K., Takai H., Ogiwara A., Yokota E., Shimizu T., Inaba K., Mohri H. Is outer arm dynein intermediate chain 1 multifunctional? // Mol. Biol. Cell. 1996. Vol. 7, № 12. P. 1895−1907.
  121. Okabe M., Ikawa M., Ashkenas J. Male infertility and the genetics of spermatogenesis //Am. J. Hum. Genet. 1998. Vol. 62, № 6. P. 1274−1281.
  122. Oliva A., Spira A., Multigner L. Contribution of environmental factors to the risk of male infertility // Hum Reprod. 2001 Vol. 16, № 8. P. 17 681 776.
  123. Ostrowski L.E., Blackburn K., Radde K.M., Moyer M.B., Schlatzer D.M., Moseley A., Boucher R.C. A proteomic analysis of human cilia: identification of novel components // Mol Cell Proteomics. 2002. Vol. 1, № 6. P. 451−465.
  124. Padma P., Hozumi A., Ogawa K., Inaba K. Molecular cloning and characterization of a thioredoxin-nucleoside diphosphate kinase related dynein intermediate chain from the ascidian, Ciona intestinalis. // Gene. 2001. Vol. 275, № 1. P. 177−183.
  125. Pajarinen J., Karhunen P.J., Savolainen V. Moderate alcohol consumption and disorders of human spermatogenesis // Alcohol Clin. Exper. Res. 1996. Vol. 20. P. 332−337.
  126. Pajarinen J., Laippala P., Penttila A., Karhunen P.J. Incidence of disorders of spermatogenesis in middle aged Finnish men, 1981−1991: two necropsy series //Brit. Med. J. 1997. Vol. 314. P. 13−18.
  127. Pavicic W.H., Richard S.M. Correlation analysis between mtDNA 4977-bp deletion and ageing // Mutat. Res. 2009 Vol. 670, № 1. P. 99−102.
  128. Penta J.S., Johnson F.M., Wachsman J.T., Copeland W.C. Mitochondrial DNA and human malignancy // Mutat. Res. 2001. Vol. 488, № 2. P. 119−133.
  129. Piomboni P., Bruni E., Capitani S., Gambera L., Moretti E., La Marca A., De Leo V., Baccetti B. Ultrastructural and DNA fragmentation analyses in swim-up selected human sperm // Arch. Androl. 2006. Vol. 52, № 1. P. 51−59.
  130. Piomboni P., Focarelli R., Stendardi A., Ferramosca A., Zara V. The role of mitochondria in energy production for human sperm motility // Int. J. Androl. 2012. Vol. 35, № 2. P. 109−24.
  131. Porter M.E., Johnson K.E. Dynein structure and function // Ann. Rev. Cell Biol. 1989. Vol. 5. P. 119−151.
  132. Poulton J. Mitochondrial DNA and genetic disease // Dev. Med. Child. Neurol. 1993. Vol. 35, № 9. P. 833−840.
  133. Ricci G., Perticarari S., Fragonas E., Giolo E., Canova S., Pozzobon C., Guaschino S., Presani G. Apoptosis in human sperm: its correlation with semen quality and the presence of leukocytes // Hum. Reprod. 2002. Poulton Vol. 17, № 10. P.2665−2672.
  134. Ryder T.A., Mobberley M.A., Hughes L., Hendry W.F. A survey of the ultrastructural defects associated with absent or impaired human sperm motility // Fertil. Steril. 1990. Vol. 53, № 3. P.556−560.
  135. Sakkas D., Urner F., Bizzaro D., Manicardi G., Bianchi P.G., Shoukir Y., Campana A. Sperm nuclear DNA damage and altered chromatin structure: effect on fertilization and embryo development // Hum. Reprod. 1998. Vol. 13, Suppl 4. P. 11−19.
  136. Schon E.A. Mitochondrial genetics and disease // Trends in Biol. Sci. 2000. Vol. 25. P. 555−560.
  137. Seabright M. A rapid banding technique for human chromosomes // Lancet. 1971. Vol. 2. № 7731. P. 971−972.
  138. Sharpe R.M. On the importance of being earnest. Decline in semen quality among fertile men in Paris during the past 20 years // Hum. Experim. Toxicol. 1995. Vol. 14. P. 463−464.
  139. Shchutskaya, Yu. Yu.- Elkina, Yu. L.- Kuravsky, M. L.- Bragina, E. E.- Schmalhausen, E.V. Investigation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from human sperms // Biochemistry. 2008. Vol. 73. P. 185 191.
  140. Silva L.F., Oliveira J.B., Petersen C.G., Mauri A.L., Massaro F.C., Cavagna
  141. M., Baruffi R.L., Franco J.G. The effects of male age on sperm analysis bymotile sperm organelle morphology examination // J. Reprod Biol Endocrinol.2012. Vol. 19, №l.P. 19−27.
  142. Smith E.P., Conti M. Growth factors and testicular function: relevance to disorders of spermatogenesis in humans. // Semin Reprod Endocrinol. 1996. Vol. 14, № 3. P. 209−217.
  143. Smith R., Kaune H., Parodi D., Madariaga M., Rios R., Morales I., Castro A. Increased sperm DNA damage in patients with varicocele: relationship with seminal oxidative stress // Hum. Reprod. 2006. Vol. 21, № 4. P. 986−993.
  144. Tan D.J.Bai R.K., Wong L.J. Comprehensive scanning of somatic mitochondrial DNA mutations in breast cancer // Cancer Res. 2002. Vol. 62, № 4. P. 972−976.
  145. Tang Y., Manfredi G., Hirano M., Schon E. Maintenance of human rearranged mitochondrial DNAs in long-term cultured transmitochondrial cell lines // Mol Biol Cell. 2000. Vol. 11, № 7. P. 2349−2358.
  146. Tash J.S., Krinks M, Patel J., Means R.L., Klee C.B., Means A.R. Identification, characterization, and functional correlation of calmodulin-dependent protein phosphatase in sperm // J Cell Biol. 1988 Vol. 106, № 5. P. 1625−1633.
  147. Tash J.S., Means A.R. Regulation of protein phosphorylation and motility of sperm by cyclic adenosine monophosphate and calcium // Biol. Reprod. 1982. Vol. 26, № 4. P. 745−63.
  148. Tesarik J., Greco E., Mendoza C. Late, but not early, paternal effect on human embryo development is related to sperm DNA fragmentation // Hum. Reprod. 2004. Vol. 19, № 3. P. 611−705.
  149. Vierula M., Niemi M., Keiski A. Saaranen M. Saarikoski S., Suominen J. High and unchanged sperm counts of Finnish men // Int. J. Androl. 1996. Vol. 19. P. 11−17.
  150. Vogt N., Koch I., Schwarz H., Schnorrer F., Nusslein-Volhard C. The gammaTuRC components Grip75 and Grip 128 have an essential microtubule-anchoring function in the Drosophila germline // Development. 2006. Vol. 133, № 20. P. 3963−3972.
  151. Wallace D. C. Mitochondrial DNA variation in human evolution, degenerative disease and aging // Am. J. Hum. Genet. 1995. V. 57. P. 201 223.
  152. Wallace D.C. A mitochondrial paradigm for degenerative diseases and aging // Novartis Found. Symp. 2001. Vol. 235. P. 247−263.
  153. Wallace D.C. Mitochondrial DNA variation in human evolution, degenerative disease, and aging // Am. J. Hum. Genet. 1995 Vol. 57, № 2. P. 201−23.
  154. Wallace D.C., Singh G., Lott M.T., Hodge J.A., Schurr T.G., Lezza A.M., Elsas L.J., Nikoskelainen E.K. Mitochondrial DNA mutation associated with Leber’s hereditary optic neuropathy // Science. 1988. Vol. 242, № 4884. P. 1427−1430.
  155. Williams A.C., Ford W.C. The role of glucose in supporting motility and capacitation in human spermatozoa // J. Androl. 2001. Vol. 22, № 4. P. 680−95.
  156. Williamson R.A., Koehler J.K., Smith W.D., Stenchever M.A. Ultrastructural sperm tail defects associated with sperm immotility // Fertil. Steril. 1984. Vol. 41, № 1. P. 103−107.
  157. Wilson C. A., Davies D. C. The control of sexual differentiation of the reproductive system and brain // Reproduction. 2007. Vol. 133, № 2. P. 331−359.
  158. Wilton L.J., Teichtahl H., Temple-Smith P.D., de Kretser D.M. Structural heterogeneity of the axonemes of respiratory cilia and sperm flagella in normal men // J. Clin. Invest. 1985 Vol. 75, № 3. P. 825−831.
  159. Wong L.J., Liang M.H., Kwon H., Park J., Bai R.K., Tan D.J. Comprehensive scanning of the entire mitochondrial genome for mutations // Clin Chem. 2002 .Vol. 48, № 11. P. 1901−1912.
  160. World Health Organisation. Laboratory Manual for the Examination and Processing of Human Semen, 5th ed. Geneva: World Health Organization, 2010.
  161. World Health Organization. Laboratory Manual for the Examination of Human Semen and Sperm-Cervical Mucus Interaction. Cambridge: Cambridge Univ. Press, 1992.
  162. World Health Organization. Laboratory Manual for the Examination of Human Semen and Sperm-Cervical Mucus Interaction. Cambridge: Cambridge Univ. Press, 1999.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!