Изучение молекулярно-генетических факторов, участвующих в регуляции длины теломер у Drosophila melanogaster

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Созданы оригинальные модельные системы, позволяющие выявить новые свойства теломерпого хроматина и сравнить свойства недавно открытых мутаций Enhancer of terminal gene conversion и Telomere elongation, влияющих на регуляцию длины теломер у Drosophila melanogaster.2. Доказано, что теломерный хроматин негативно влияет на формирование репрессионного белкового PcG-комплекса, что свидетельствует… Читать ещё >

Содержание

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. 1. Теломеры, их функции и типы
- 1. 2. Структура теломер
  - 1. 2. 1. Кэппинговый комплекс теломер
  - 1. 2. 2. Теломерный гетерохроматин
  - 1. 2. 3. Теломер-ассоциированые последовательности
  - 1. 2. 4. Механизм удлинения хромосом и контроля их длины
- 1. 3. Гипотезы об эволюционной связи между теломерами дрозофилы и теломерами, использующими теломеразу
ГЛАВА II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
- 2. 1. Генетические методы
  - 2. 1. 1. Мутации и линии Drosophila melanogaster, использованные в работе
  - 2. 1. 2. Генетические скрещивания
- 2. 2. Биохимические методы
  - 2. 2. 1. Приготовление компетентных клеток для трансформации плазмидной ДНК
  - 2. 2. 2. Трансформация компетентных клеток плазмидами
  - 2. 2. 3. Выделение ДНК плазмид методом щелочного лизиса
  - 2. 2. 4. Полимеразная цепнная реакция
  - 2. 2. 5. Расщепление ДНК эндонуклеазами рестрикции
  - 2. 2. 6. Агарозный гель-электрофорез
  - 2. 2. 7. Выделение фрагментов ДНК из геля и очистка ДНК от продуктов ферментативных реакций
  - 2. 2. 8. Выделение геномной ДНК Drosophila melanogaster
  - 2. 2. 9. Саузерн-блот анализ
  - 2. 2. 10. Сиквенирование
ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ
- 3. 1. Изучение влияния терминального хроматина на Polycomb— зависимую репрессию
  - 3. 1. 1. Выбор базовой модельной системы для изучения свойств Polycomb-зависимого хроматина
  - 3. 1. 2. Получение терминально делетированпых хромосом, содержащих Р-элемент в предпромоторной области гена yellow
  - 3. 1. 3. Анализ /?/грУ-зависимой репрессии в полученных производных линиях Drosophila melanogaster
- 3. 2. Функциональное разделение генетических факторов Telomere elongation (Tel) и Enhancer of terminal gene conversion (E (tc))
  - 3. 2. 1. Выбор базовой модельной системы для сравнения свойств мутаций Telomere elongation (Тel) и Enhancer of terminal gene conversion (E (tc))
  - 3. 2. 2. Получение линий дрозофилы, несущих терминально делетированные хромосомы и аутосомы из линии Gaiano
  - 3. 2. 3. Анализ природы производных линий, полученных на фоне мутации Tel
  - 3. 2. 4. Анализ соотношения частоты терминальной генной конверсии и присоединений мобильных элементов к концу хромосомы в созданной модельной системе
ГЛАВА IV. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
- 4. 1. Антогонизм между теломерным и Polycomb — зависимым хроматином на конце терминально делетированных хромосом у Drosophila melanogaster
- 4. 2. Функциональное разделение генетических факторов Telomere elongation (Тel) и Enhancer of terminal gene conversion (E (tc)), участвующих в регуляции длины теломер у Drosophila melanogaster
ВЫВОДЫ

Изучение молекулярно-генетических факторов, участвующих в регуляции длины теломер у Drosophila melanogaster (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Теломеры — это специализированные ДНК-белковые комплексы, находящиеся на концах линейных хромосом. Теломеры предохраняют концы хромосом от слипания, деградации, узнавания системой репарации ДНК (Blackburn, 2001; Cech, 2004). Таким образом, основной функцией теломер является обеспечение стабильности эукариотического генома. В настоящее время доказано, что поддержание строго определенного размера теломер критично для жизнедеятельности организма. Изменение длины теломер тесно связано с опухолеобразованием и старением клетки.

У большинства высших эукариот теломеры состоят из простых повторов G-богатой последовательности, а их удлинение обеспечивается специальным ферментом — теломеразой (Blackburn, 2001; Cech, 2004). У Drosophila melanogaster теломеры состоят из мобильных элементов типа LINE, ориентированных «голова к хвосту» — НеТ-А, TART и I.

TAHRE (Biessmann & Mason, 2003; Casacuberta & Pardue, 2003aCasacuberta & Pardue, 2003bPardue & DeBaryshe, 2003; Abad et al., 2004aAbad et al, 2004b).

Основными структурными единицами нормальной теломеры являются: 1) Терминальный комплекс — это белковый комплекс, формирующийся на конце хромосомы и защищающий его от ферментов репарации- 2) Теломерный хроматин, который формируется на последовательностях теломерной ДНК. Данные структуры играют основную роль в процессе регуляции длины и стабильности теломер. Важной особенностью дрозофилы, является то, что у нее теломерный хроматин может формироваться на любой неспецифичной последовательности ДНК, в то время как у теломеразозависимых организмов теломерная структура формируется только при наличии строго определенных последовательностей, которые представляют собой сайты связывания для белков, формирующих теломерный хроматин.

Несколько лет назад были получены линии Drosophila melanogaster, которые несли терминальные делеции (Biessmann and Mason 1988; Biessmann et.al. 1990aGolubovsky et.al. 2001; Levis 1989; Mason et.al. 1984; Traverse and Pardue 1988). Было установлено, что 4 терминально делетированные хромосомы дрозофилы также как и хромосомы с нормальными теломерами способны устойчиво поддерживаться в течение многих поколений (Biessmann et.al. 1990аLevis 1989). Кроме того, было показано, что НеТ-А и TART элементы способны присоединяться к концам терминально делетированпых хромосом (Biessmann et.al. 1990b- 1992; Sheen and Levis 1994; Traverse and Pardue 1988). Эти данные свидетельствуют что у Drosophila melanogaster на концевых последовательностях терминально делетированных хромосом формируется нормальный теломерный хроматин и собирается терминальный белковый комплекс. Поэтому терминально делетированные хромосомы дрозофилы могут служить удобной модельной системой для изучения механизмов поддержания стабильной длины теломер и поиска составляющих компонентов специфических теломсрных структур.

Необходимо отметить, что несмотря на различия в структуре теломер, у теломеразозавимых организмов и у дрозофилы существуют общие механизмы, обеспечивающие поддержание стабильного размера теломер. Во-первых, эксперименты, проведенные на дрожжах и млекопитающих, доказали, что при инактивации теломеразы у данных организмов индуцируется альтернативный механизм удлинения теломер, связанный с процессами конверсиирекомбинации. В том числе, альтернативные механизмы удлинения теломер часто реализуются в раковых клетках. Во-вторых, в последнее время было найдено, что некоторые консервативные белки, участвующие в репарации ДНК, также принимают участие в формировании терминального комплекса, как у дрожжей и млекопитающих, так и у дрозофилы. Поэтому данные, полученные при изучении теломер дрозофилы помогут понять закономерности процесса регуляции длины теломер у различных эукариотических организмов и выявить основные белки, формирующие теломерный комплекс. В настоящее время найдено и изучено только несколько отдельных белков, входящих в состав теломерного комплекса дрозофилы: это.

НР1 (основной компонент гетерохроматина), НО АР (белок, взаимодействующий с НР1), Mrel 1/Rad50 (белки систем репарации и рекомбинации).

Данные, полученные в нашей лаборатории в течение нескольких последних лет, свидетельствуют, что теломерный хроматин, формирующийся у Drosophila melanogaster на концевых последовательностях ДНК длиной 4−5 т.п.н. обладает особыми свойствами (Savitsky et al., 2003; Melnikova et al., 2008). В настоящей работе мы изучили, каким образом теломерный хроматин влияет на репрессию, вызываемую белками группы на Polycomb. Известно, что многие белки группы Polycomb участвуют в формировании субтеломерного хроматина и подавляют экспрессию встроенного в него трансгена. Однако вопрос о том, как — позитивно или негативно — влияет теломерный хроматин на сборку субтеломерных белковых комплексов, до сих пор остается открытым. Используя модельную систему, в которой Р-элемент, встроенный перед промотором гена yellow и находящийся на конце терминально делегированной хромосомы, в присутствии мутантного аллеля phP1 может служить местом связывания белков PcG, мы показали, что особая структура теломерного хроматина негативно влияет на формирование репрессионного Ро1усотЬ-зависимого комплекса. Полученные результаты позволяют предположить, что существует антогонизм между теломерным и субтеломерным (PcG-зависимым) хроматином.

Болыненство генов, контролирующие длину теломер, в настоящее время неизвестны. Несколько лет назад у D. melanogaster были найдены два доминантных генетических фактора, влияющие на удлинение теломер — это Telomere elongation (Тel) (Siriaco et al., 2002) и Enhancer of terminal gene conversion (E (lc)) (Melnikova & Georgiev, 2002). Почти одновременно эти мутации независимо были получены в разных лабораториях.

В представленной работе с помощью одной и той же модельной системы было проведено сравнение свойств генетических факторов Tel и E (tc). Было установлено, что Telomere elongation и Enhancer of terminal gene conversion являются разными мутациями.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

Основными целями данной работы являлись: 1) изучение влияния теломерного хроматина на формирование субтеломерных белковых комплексов- 2) функциональное сравнение генетических факторов Tel и E (tc), влияющих на удлинение теломер Drosophila melanogaster.

В работе были поставлены следующие задачи:

1. Создать модельные системы, позволяющие исследовать свойства теломерного хроматина и сравнить недавно открытые мутации Enhancer of terminal gene conversion и Telomere elongation.

2. Выяснить как теломерный хроматин влияет на формирование репрессионного комплекса белков группы Polycomb.

3. Определить участником какого механизма поддержания длины теломер (присоединения мобильных элементов к концу хромосомы или конверсии/рекомбинации) является доминантный генетический фактор Telomere elongation.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

1. ПЦР — полимеразная цепная реакция.

2. т.п.н. — тысяч пар нуклеотинов.

3. п.н. — пар нуклеотидов.

4. TAS — теломер ассоциированная последовательность (Telomere associated sequence).

5. PRE — элемент, связывающий белки группы Polycomb (Polycomb response element).

6. P-Ph — химерный белок P-Polyhomeotic.

7. PcG — белки группы Polycomb.

8. BIR — нереципроктная рекомбинационно-зависимая репликация (Breakinduced replication).

9. E (tc) — энхансер терминальной генной конверсии {Enhancer of terminal gene conversion).

10. Tel — генетический фактор, участвующих в регуляции длины теломер (!Telomere elongation).

1. Созданы оригинальные модельные системы, позволяющие выявить новые свойства теломерпого хроматина и сравнить свойства недавно открытых мутаций Enhancer of terminal gene conversion и Telomere elongation, влияющих на регуляцию длины теломер у Drosophila melanogaster.2. Доказано, что теломерный хроматин негативно влияет на формирование репрессионного белкового PcG-комплекса, что свидетельствует о наличии антагонизма между теломерным и субтеломерным Polycomb-зависимым хроматином.3. Продемонстрировано, что доминантные генетические факторы Enhancer of terminal gene conversion и Telomere elongation не являются одной и той же мутацией.4. Впервые показано, что вторая хромосома Drosophila melanogaster из линии Gaiano содержит генетический фактор, участвующий в контроле длины теломер.

Показать весь текст

Список литературы

Abad J.P., de Pablos В., Osoegawa К., de Jong P.J., Marin-Gallardo A., Villasante A. Genomic analysis of Drosophila melanogaster telomeres: full-length copies of HeT-A and TART elements at the telomeres. Mol. Biol. Evol. 2004a. V. 21. P. 1613−1619.
Abad J.P., de Pablos В., Osoegawa K., de Jong P.J., Marin-Gallardo A., Villasante A. TARHE, a novel telomeric retrotransposon from Drosophila melanogaster, reveals the origin of Drosophila telomeres. Mol. Biol. Evol. 2004b. V. 21. P. 1620−1624.
Alexander M.K., Zakian V.A. Raplp telomere association is not required for mitotic stability of a C 3 TA 2 telomere in yeast. EMBO J. 2003. V. 22. P. 1688−1696.
Alkhimova O.G., Mazurok N.A., Potapova T.A., Zakian S.M., Heslop-Harrison J.P., Vershinin A.V. Diverse pattern of the tandem repeat organization in rye chromosomes. Chromosoma. 2004. V. 113. P. 42−52.
Azzalin C.M., Nergadze S.G., Giulloto E. Human intrachomosomal telomeric-like repeats: sequence organization and mechanism of origin. Chromosoma. 2001. V. 110. P. 75−82.
Belenkaya Т., Soldatov A., Nabirochkina E., Birjukova I., Georgieva S., Georgiev P. The allele of the polyhomeotic gene induced by P element insertion encodes a new chimeric protein, that negatively regulates the expression of P-induced alleles in the yellow locus of Drosophila melanogaster. Genetics. 1998. V. 150. P. 687−697.
Bertuch A.A., Lundblad V. Which end: dissecting Kus function at telomeres and doublestrand breaks. Genes Dev. 2003. V. 17. P. 2347−2350. 8. Bi X., Wei S.C., Rong Y.S. Telomere protection without a telomerase, the role of ATM and Mrell in Drosophila telomere maintenance. Curr. Biol. 2004. V. 14. P. 1348−1353.
Biessmann H., Champion L.E., OHare K., Ikenaga K., Kasravi В., Mason J.M. Frequent transpositions of Drosophila melanogaster HeT-A transposable elements to receding chromosome ends. EMBO J. 1992. V. 11. P. 4459−4469.
Biessmann H., Mason J.M. Genetics and molecular biology of telomeres. Adv. Genet. 1992. V. 30. P. 185−249. 77
Biessmann H., Mason J.M. Telomere maintenance without telomerase. Chromosoma. 1997. V. 106. P. 63−69.
Biessmann H., Mason J.M. Telomerase-independent mechanism of telomere elongation. Cell Mol. Life Sci. 2003. V. 60. P. 2325−2333.
Biessmann H., Mason J.M., Ferry K., dHulst M.5 Valgeirsdottir K., Traverse K.L., Pardue M.L. Addition of telomere-associated HeT DNA sequences «heals» broken chromosome ends in Drosophila. Cell. 1990. V. 61. P. 663−673. 15. 661−673.
Blackburn E.H., Szostak J.W. The molecular structure of centromeres and Blackburn E.H. Switching and signaling at the telomere. Cell. 2001. V. 106. P. telomeres. Ann. Rev. Biochem. 1984. V. 53. P. 163−194.
Boivin A., Gaily C Netter S., Anxolabehere D., Ronsseray S. Telomeric associated sequences of Drosophila recruit Polycomb-group proteins in vivo and can induce pairing-sensitive repression. Genetics. 2003. V. 164. P. 195−208.
Brevet V., Berthiau A.-S., Civitelli L., Donini P., Schramke V., Geli V., Ascenzioni F., Giison E. The number of vertebrate repeats can be regulated at yeast telomeres by Rap 1-independent mechanisms. EMBO J. 2003. V. 22. P. 1697−1706.
Broccoli D., Godley L.A., Donehower L.A., Varmus H.E., de Lange T. Telomerase activation in mouse mammary tumors: lack of telomere shortening and evidence for regulation of telomerase RNA with cell proliferation. Mol. Cell Biol. 1996. V. 16. P. 3765−3772.
Casacuberta E., Pardue M.L. HeT-A elements in Drosophila virilis: retrotransposon telomeres are conserved across the Drosophila genus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003a. V. 100. P. 14 091−14 096. 78
Cech T.R. Beginning to understand the end of the chromosome. Cell. 2004. V. 116. P. 273−279.
Cenci G., Siriaco G., Raffa G.D., Kellum R., Gatti M. The Drosophila HOAP protein is required for telomere capping. Nat. Cell. Biol. 2003. V. 5 P. 82−84.
Ciapponi L., Cenci G., Ducau J., Flores C Jonnson-Schlitz D., Gorski M.M., Engels W., Gatti M. The Drosophila Mrell/Rad50 complex is required to prevent both telomeric fusion and chromosome breakage. Cur. Biol. 2004. V. 14. P. 1360−1366.
Danilevskaya O.N., Arkhipova I.R., Traverse K.L., Pardue M.-L. Promoting in tandem: the promoter for telomere transposon HeT-A and implications for the evolution of retroviral LTRs. Cell. 1997. V. 88. P. 647−655.
Danilevskaya O.N., Traverse K.L., Hogan N.C., deBaryshe P.G., Pardue M.L. The two Drosophila telomeric transposable elements have very different patterns of transcription. Mol. Cell Biol. 1999. V. 19. P. 873−881. 27. De Lange T. T-loops and the origin of telomeres. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2004. V. 5. P. 323−329. 28. De Lange T. Shelterin: the protein complex that shapes and safeguards human telomeres. Gene&Dev. 2005. V. 19. P. 2100−2110.
Eissenberg J.C., Elgin S.C.R. The HP1 protein family: getting a grip on chromatin. Curr. Opin. Genet. Dev. 2000. V. 10. P. 204−210.
Fajkus J., Kovarik A., Kravolics R., Bezdek M. Organization of telomeric and subtelomeric chromatin in the higher plant Nicotiana tabacum. Mol. Gen Genet. 1995. V. 247. P. 633−638. 79
Fanti L., Giovinazzo G., Berlogo M., Pimpinelli S. The Heterochromatin protein 1 prevents telomere fusions in Drosophila. Mol. Cell. 1998. V. 2. P. 527−538.
Flint J., Bates G.P., Clark K., Dorman A., Willingham D., et al. Sequence comparison of human and yeast telomeres identifies structurally distinct subtelomeric domains. Hum. Mol. Genet. 1997. V. 6. P. 1305−1313.
Garcia-Cao M., OSullivan R., Peters A.H., Jenuwein Т., Blasco M.A. Epigenetic regulation of telomere length in mammalian cells by the Suv39hl and Suv39h2 histone methyltransferases. Nat. Genet. 2004. V. 36 P. 94−99.
Gdula D.A., Corces V.G. Characterization of functional domains of the su (Hw) protein that mediate the silencing effect of mod (mdg4) mutations. Genetics. 1997. V. 145. P. 153−161.
Georgiev P., Kozycina M. Interaction between mutations in the suppressor of Hairy wing and modifier of mdg4 genes of Drosophila melanogaster affecting the phenotype of gypsy-induced mutations. Genetics. 1996. V. 142. P. 425−436.
Georgiev P., Tikhomirova Т., Yelagin V., Belenkaya Т., Gracheva E., Parshikov A., Evgenev M.B., Samarina O.P., Corces V.G. Insertions of hybrid P elements in the yellow gene of Drosophila cause a large variety of mutant phenotypes. Genetics. 1997. V. 146. P. 583 594.
Golubovsky M.D., Konev A.Y., Walter M.F., Biessmann H., Mason J.M. Terminal retrotransposons activate a subtelomeric white transgene at the 2L telomere in Drosophila. Genetics. 2001. V. 158. P. 1111−1123.
Greider C.W., Blackburn E.H. Identification of a specific telomere terminal transferase activity in Tetrahymena extracts. Cell. 1985. V. 43. P. 405−413. 80
Harley СВ., Futcher A.B., Greider C.W. Telomeres shorten during ageing of human fibroblasts. Nature. 1990. V. 345. P. 458−460.
Hastie N.D., Dempster M., Dunlop M.G., Thompson A.M., Green D.K., Allshire R. C/ Telomere reduction in human colorectal carcinoma and with ageing. Nature. 1990. V. 346. P. 866−868.
Henderson E.R., Blackburn E.H. An overhanging 3terminus is a conserved feature of telomeres. Mol. Cell Biol. 1989. V. 9. P. 345−348.
Jurgens G. A group of genes controlling the spatial expression of the Bithorax Complex in Drosophila. Nature. 1985. V. 316. P. 153−155.
Kahn Т., Savitsky M., Georgiev P. Attachment of HeT-A sequences to chromosomal termini in Drosophila melanogaster may occur by different mechanisms. Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. P. 7634−7642.
Kamnert I., Lopez C.C., Rosen M., Edstrom J.-E. Telomeres terminating with long complex tandem repeats. Hereditas. 1997. V. 127. P. 175−180.
Karpen G.H., Spradling A.C. Analysis of subtelomeric heterochromatin in the Drosophila minichromosome Dpi 187 by single-P element insertional mutagenesis. Genetics. 1992. V. 132. P. 737−753.
Kass-Eisler A., Greider C.W. Recombination in telomere-length maintenance. TIBS. 2000. V. 25. P. 200−204.
Kellum R. HP1 complexes and heterochromatin assembly. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2003. V. 274. P. 53−77.
Kilian A., Stiff C Kleinhofs A. Barley telomeres shorten during differentiation but grow in callus culture. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 9555−9559. 81
Klobutcher L.A., Swanton M.T., Donini P., Prescott D.M. All gene-sized DNA molecules in four species of hypotrichs have the same terminal sequences and an unusual 3 terminus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. V. 78. P. 3015−3019.
Kraus T, Leung W-Y, Haber JE (2001) Break-induced replication: a review and an example in budding yeast. Proc Natl Acad Sci USA 98:8255−8262.
Levis R.W. Viable deletions of a telomere from a Drosophila chromosome. Cell. 1989. V. 58 P. 791−801.
Levy D.L., Blackburn E.H. Counting of Riflp and Rif2p on Saccharomyces cerevisiae telomeres regulates telomere length. Mol. Cell. Biol. 2004. V. 24. P. 10 857−10 867.
Linger J., Cooper J.P., Cech T.R. Telomerase and DNA end replication: no longer a lagging strand problem? Science. 1995. V. 269. P. 1533−1534.
Lindsley D. L., Zimm G. G. The genome of Drosophila melanogaster. Academic Press. 1992. New York. N.Y.
Louis E.J. The chromosome ends of Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 1995. V. 11. P. 1553−1573. 59. P. 522−531.
Marcand S., Brevet V., Mann C Gilson E. Cell cycle restriction of telomere Lundblad V. Telomere maintenance without telomerase. Oncogene. 2002. V. 21. elongation. Curr. Biol. 2000. V. 10. P. 487−490.
Mason J.M., Konev A.Y., Biessmann H. Telomeric position effect in Drosophila melanogaster reflects a telomere length control mechanism. Genetica. 2003b. V. 117. P. 319 325. 82
Mason J.M., Ransom J., Konev A.Y. A deficiency screen for dominant suppressors of telomeric silencing in Drosophila. Genetics. 2004. V. 168. P. 1353−1370.
Mason J.M., Strobel E., Green M.M. Mu-2: a mutation gene in Drosophila that potentiates the induction of terminal deficiencies. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P. 60 906 094. 65. McClintock B. The stability of broken ends of chromosomes in Zea mays. Genetics. 1941. V. 26. P. 234−282.
Mikhailovsky S., Belenkaya Т., Georgiev P. Broken chromosome ends can be elongated by conversion in Drosophila melanogaster. Chromosoma. 1999. V. 108. P. 114−120.
Melnikova L., Biessmann H., Georgiev P. The Ku protein complex is involved in length regulation of Drosophila telomeres. Genetics. 2005. V. 170. P. 221−235.
Melnikova L., Biessmann H., Georgiev P. The vicinity of a broken chromosome end affects P element mobilization in Drosophila melanogaster. Mol. Genet. Genomics. 2004. V. 272. P. 512−518.
Melnikova L., Biryukova I., Kahn Т., Georgiev P. Long-distance interactions between regulatory elements are suppressed at the end of a terminally deficient chromosome in Drosophila melanogaster. Chromosoma. 2008. V. 117. P. 41−50.
Melnikova L., Georgiev P. Drosophila telomeres: the non-telomerase alternative. Chromosome research. 2005. V. 13. P. 431−441.
Melnikova L., Georgiev P. Enhancer of terminal gene conversion, a new mutation in Drosophila melanogaster that induces telomere elongation by gene conversion. Genetics. 2002. V. 162. P. 1301−1312. 83
Muller A.E., Kamisugi Y., Gruneberg R., Niedenhof I., Horold R.J., Meyer P. Muller H.J. The remaking of chromosomes. Collecting Net. 1983. V. 8. P. 181- Palindromic sequences and A+T elements promote illegitimate recombination in Nicotiana tabacum. J. Mol. Biol. 1999. V. 291. P. 29−46.
Nash W.G., Yarkin R.J. Genetic regulation and pattern formation: a study of the yellow locus in Drosophila melanogaster. Genet Res. 1974. V. 24. P. 19−26.
Pardue M.L., DeBaryshe P.G. Pertotransposons provide an evolutionarily robust non-telomerase mechanism to maintain telomeres. Annu. Rev. Genet. 2003. V. 37. P. 485−511.
Pardue M.L., deBaryshe P.G. Telomeres and telomerase: more than the end of line. Chromosoma. 1999. V. 108. P. 73−82.
Pastwa E., Blasiak J. Non-homologous end joining. Acta. Biochem. Pol. 2003. V. 50. P. 891−908.
Perini В., Piacentini L., Fanti L., Altieri F., Chichiarelli S., Berloco M., Turano C Ferraro A., Pimpinelli S. HPl controls telomere capping, telomere elongation, and telomere silencing by two different mechanisms in Drosophila. Mol. Cell. 2004. V. 15. P. 467−476. 84
Rashkova S., Karam S.E., Kellum R., Pardue M.L. Gag proteins of the two Purdy A., Su T.T. Telomeres: not all breaks are equal. Cur. Biol. 2004 V. 14. P. Drosophila telomeric retrotransposons are targeted to chromosome ends. J. Cell. Sci. 2002. V. 159. P. 397−402.
Richards E.J., Ausubel F.M. Isolation of a higher eukaryotic telomere from Arabidopsis thaliana. Cell. 1988. V.53. P. 127−136.
Riethman H., Ambrosini A., Castaneda C Finklestein J., Hu X.-L., et al. Mapping and initial analysis of human subtelomeric sequence assemblies. Genome Res. 2004. V. 14. P. 18−28.
Riha K., McKnight T.D., Fajkus J., Vyskot В., Shippen D.E. Analysis of the G- overhangs structures on plant telomeres: evidence for two distinct telomere architectures. Plant J. 2000. V. 23. P. 633−641.
Roth C.W., Kobeski F., Walter M.F., Biessmann H. Chromosome end elongation by recombination in the mosquito Anopheles gambiae. Mol. Cell. Biol. 1997. V. 17. P. 51 765 183.
Rusche L.N., Kirchmaier A.L., Rine J. The establishment, inheritance, and function of silenced chromatin in Saccharomyces cerevisiae. Annu. Rev. Biochem. 2003. V. 72. P. 481−516.
Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning: a Laboratory Manual. Ed2 Cold Spring Harbor Laboratory Cold Spring Harbor NY. 1989.
Savitsky M., Kalin Т., Pomerantseva E., Georgiev P. Transvection at the end of the truncated chromosome in Drosophila melanogaster. Genetics. 2003. V. 163. P. 1375−1387. 85
Shareef M.M., King C Damaj M., Badagu R., Huang D.W., Kellum R. Drosophila heterochromatin protein 1 (HPl) origin recognition complex (ORC) protein is associated with HPl and ORC and functions in heterochromatin-induced silencing. Mol. Biol. Cell. 2001. V. 12. P. 1671−1685.
Sharma G.G., Hwang K.K., Pandita R.K., Gupta A., Dhar S., Parenteau J., Agarwal M., Worman H.J., Wellinger R.J., Pandita Т.К. Human heterochromatin protein 1 isoforms HPl (Has) and HPl (Hsb) interfere with hTERT-telomere interactions and correlate with changes in cell growth and response to ionizing radiation. Mol. Cell. Biol. 2003. V. 23. P. 83 638 376.
Sheen F.M., Levis R. W. Transposition of the LINE-like retrotransposon TART to Drosophila chromosome termini. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 12 510−12 514.
Silva E., Tiong S., Pedersen M., Homola E., Royou E., Fasulo В., Siriaco G., Campbell S.D. ATM is required for telomere maintenance and claromosome stability during Drosophila development. Curr. Biol. 2004. V. 14. P. 1341−1347.
Simon J., Chiang A., Bender W., Shimell M.J., OConnor M. Elements of the Drosophila bithorax complex that mediate repression by Polycomb group products. Dev. Biol. 1993. V. 153. N. L P 131−144.
Siriaco G.M., Cenci G., Haoudi A., Champion L.E., Zhou C Gatti M., Mason J.M. Telomere elongation (Tel), a new mutation in Drosophila melanogaster that produces long telomeres. Genetics. 2002. V. 160. P. 235−245.
Smith CD., Smith D.L., DeRisi J.L., Blackburn E.H. Telomeric protein distributions and remodeling through the cell cycle in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Biol. Cell. 2003. V. 14. P. 556−570. 86
Song Y.H., Mirey G., Betson M., Haber D.A., Settleman J. The Drosophila ATM ortholog, dATM, mediates the response to ionizing radiation and spontaneous DNA damage during development. Curr. Biol. 2004. V. 14. P. 1354−1359.
Song K., Jung Y., Jung D., Lee I. Human Ku70 interacts with heterochromatin protein 1 alpha. J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 8321−8327.
Sykorova E., Cartagena J.5 Horakova M., Fukui K., Fajkus J. Characterization of telomere-subtelomere junction in Silene latifolia. Mol. Gen. Genet. 2003. V. 269. P. 13−20.
Teixeira M.T., Arneric M., Sperisen P., Lingner J. Telomere length homeostasis is achieved via a switch between telomerase -extendible and -nonextendible states. Cell. 2004. V. 117. P. 323−335.
Teng S.C., Zakian V.A. Telomere-telomere recombination in an efficient bypass pathway for telomere maintenance in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell Biol. 1999. V. 19. P. 8083−8093.
Vershinin A.V., Heslop-Harrison J.S. Comparative analysis of the nucleosomal structure of rye, wheat and they relatives. Plant Mol. Biol. 1998. V. 36. P. 149−161.
Wallrath L.L., Elgin S.C. Position effect variegation in Drosophila is associated with an altered chromatin structure. Genes Dev. 1995. V. 9. P. 1263−1277.
Walter M.F., Jang C Kasravi В., Donath J., Mechler B.M., Mason J.M., Biessmann H. DNA organization and polymorphism of a wild-type Drosophila telomere region. Chromosoma. 1995. V. 104. P. 229−241. 110. 197−201.
Wellinger R.J., Ethier K., Labrecque P., Zakian V.A. Evidence for a new step in Watson J.D. Origin of concatemeric T7 DNA. Nat. New. Biol. 1972. V. 239. P. telomere maintenance. Cell. 1996. V. 85. P. 423−433. 87

Заполнить форму текущей работой