Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Высшие уровни организации генетического аппарата эукариот и регуляция функциональной активности генома

Диссертация: Высшие уровни организации генетического аппарата эукариот и регуляция функциональной активности генома
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Рис. 5.1: Модель компактизации митотической хромосомы (А) Стадии компактизации. Изменения характера укладки высших уровней организации хромосомы (серый цвет) сопровождаются перераспределением конденсинов (красный) от ранней 8-фазы (а) через С2-фазу (б) раннюю (в) среднюю (г) и позднюю (д)профазу к метафазе (е). (Б) Модель организации митотической хромосомы по принципу иерархической укладки… Читать ещё >

Содержание

  • 1. ВВЕДЕНИЕ
  • 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 11 2.1 Структурная организация хроматина
    • 2. 1. 1. Начальные уровни компактизации хроматина: 11 нуклеосомы и элементарная фибрилла хроматина
    • 2. 1. 2. Высшие уровни организации хроматина
    • 2. 1. 3. Роль ядерного матрикса и хромосомного 22 скэффолда в формировании пелевых доменов хроматина
    • 2. 1. 4. ДНК-белковые взаимодействия, определяющие 26 петлевую организацию генома
    • 2. 1. 5. Высшие уровни организации хроматина в 34 интактных клетках
    • 2. 1. 6. Линейная неоднородность митотических 41 хромосом
    • 2. 2. Структура и функция конденсинов
    • 2. 2. 1. Семейство ЭМС-белков
    • 2. 2. 2. Функции конденсинов в митозе
    • 2. 2. 3. Биохимические активности конденсинов 53 2.2.4″. Взаимодействие конденсинов с ДНК
    • 2. 2. 5. Конденсины и компактизация хромосом
    • 2. 2. 6. Взаимодействие топоизомеразы II и конденсина в 58 митотических хромосомах
    • 2. 2. 7. Фосфорилирование и регуляция конденсинов
    • 2. 2. 8. Роль регуляторных субъединиц конденсина в 63 связывании с хромосомами
    • 2. 2. 8. Другие факторы, участвующие в рекрутировании 65 конденсинов
    • 2. 2. 9. Взаимодействие субъединиц в составе конденсинового комплекса
    • 2. 2. 10. Роль конденсинов в регуляции транскрипции
    • 2. 3. Структурная организация реплицирующегося хроматина
    • 2. 3. 1. Домены хроматина и репликация
    • 2. 3. 1. Репликативная организация нативного хроматина: 79 репликативные сайты
    • 2. 3. 2. Ультраструктура репликационного сайта
    • 2. 4. Структурная организация хроматина и регуляция 97 транскрипции
    • 2. 4. 1. Регуляция транскрипции на уровне нуклеосом
    • 2. 4. 2. Петлевые домены и транскрипция
    • 2. 4. 3. Пространственная организация транскрипции: 102 транскрипционные фабрики
    • 2. 4. 4. Роль хроматиновых фибрилл высшего порядка в 105 регуляции транскрипции
    • 2. 4. 5. Взаимосвязь транскрипционной активности генов с 107 пространственной организацией интерфазного ядра: хромосомные территории
    • 2. 4. 6. Регуляция транскрипции в масштабах целой 110 хромосомы: инактивация Х-хромосомы
  • ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ
    • 3. МАТЕРИЛЫ И МЕТОДЫ
    • 3. 1. Растворы
    • 3. 2. Векторы и их модификация
    • 3. 3. Культура клеток
    • 3. 4. Синхронизация клеток
    • 3. 5. Получение трансгенных клеточных линий
    • 3. 6. Ингибирование транскрипции
    • 3. 7. Световая микроскопия и иммунофлуоресценция
    • 3. 8. Визуализация реплицированного хроматина
    • 3. 9. Получение хромосомных препаратов и 127 дифференциальная окраска хромосом
    • 3. 10. Прижизненные наблюдения за клетками
    • 3. 11. Электронная микроскопия
    • 3. 12. Иммуноэлектронная микроскопия
    • 3. 13. Цифровая обработка изображения
    • 3. 14. In vivo иммуномечение ядерных белков
    • 3. 15. Гибридизация in situ
    • 3. 16. Определение копийности интегрированных 13 3 трансгенных конструкций
    • 3. 17. Выделение РНК и РТ-ПЦР
    • 3. 18. Получение препаратов мейотических хромосом 135 Xenopus laevis и иммуноокрашивание
    • 3. 19. Электрофорез и иммуноблоттинг
  • 4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 4. 1. Структурные мотивы высшего порядка в организации 138 факультативного гетерохроматина
      • 4. 1. 1. Идентификация неактивной Х-хромосомы на 139 светооптическом и электронномикроскопическом уровне
      • 4. 1. 2. Ультраструктурная организация неактивной Х- 148 хромосомы
      • 4. 1. 3. 3D-CTpyKiypa тельца Барра
      • 4. 1. 4. Позиционирование неактивной Х-хромосомы в 157 ядре
    • 4. 2. Динамика структурной организации хроматина в 167 процессе репликации
      • 4. 2. 1. Визуализация репликативных сайтов в контексте 167 интактного хроматина
      • 4. 2. 2. Пост-репликативная реорганизации хроматина
      • 4. 2. 3. Ультраструктура хроматина в сайтах репликации
      • 4. 2. 4. Топология реплисом в реплицирующемся 178 хроматине
    • 4. 3. Особенности структурной организации рано- и 193 позднореплицирующихся доменов хроматина в составе митотических хромосом
    • 4. 4. Динамика высших уровней организации хроматина при 213 активации транскрипции
      • 4. 4. 1. Создание трансгенных клеточных линий с 216 множественные копии бактериальных искусственных хромосом, содержащих локусы ОНРЯ, МТ и Нзр
      • 4. 4. 2. Индукция транскрипции в трансгенных локусах
      • 4. 4. 3. Изменения степени компактизации высших уровней 223 организации хроматина при индукция транскрипции
      • 4. 4. 4. При ингибровании транскрипции деконденсация 230 высших уровней упаковки хроматина блокируется или существенно ослабляется
      • 4. 4. 5. Тепловой шок стимулирует ассоциацию трансгена 236 Н8р70 с кластерами интерхроматиновых гранул
      • 4. 4. 6. Подвижность транскрипционно-активных локусов
    • 4. 5. Высшие уровни упаковки хроматина, выявляемые в ходе 250 естественной компактизации хромосом в митозе
    • 4. 6. Роль ионов Са в стабилизации высших уровней 262 компактизации ДНК
    • 4. 7. Динамика рекрутирования и хромосомная локализация 273 конденсинов в ходе профазной компактизации хромосом
    • 4. 8. Исследование поведения конденсинов при искусственном 287 изменении степени компактизации хромосом в живых клетках
    • 4. 8. 1, Локализация белков ХСАР-Е и pEg7 в митотических клетках при искусственной декомпактигации хромосом в условиях обратимого гипотонического шока
      • 4. 8. 2. Локализация белков ХСАР-Е и pEg7 в митотических клетках после воздействия цитостатиков
    • 4. 9. Конденсировый комплекс в мейозе
      • 4. 9. 1. Ядерная локализация конденсинов в профазе 296 мейозаI
      • 4. 9. 2. Дифференциальная ассоциация субъединиц 298 конденсинов с профазными мейотическими хромосомами
      • 4. 9. 3. Независимое рекрутирование субъединиц 304 конденсинового комплекса в нехроматиновые домены ядра

Высшие уровни организации генетического аппарата эукариот и регуляция функциональной активности генома (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Значительное увеличение размеров и сложности генома в процессе эволюции повысило важность решения проблемы упорядоченной пространственной организации генетического материала и его аккуратной сегрегации в ходе деления клетки у высших эукариот. Это достигается многоуровневой упаковкой ДНК в сложный нуклеопротеидный комплекс — хроматин. Вершиной такой упаковки являются митотические хромосомы, степень компактизации ДНК в которых на стадии метафазы достигает 104. Важную роль в упорядоченной укладке ДНК в составе хроматина играют как гистоны, так и негистоновые белки, причем до недавнего времени считалось, что гистоны выполняют исключительно структурную роль, обеспечивая упаковку ДНК на низших уровнях компактизации — в составе нуклеосом и 30-нм фибрилл хроматина. Дальнейший способ упаковки 30-нм фибриллы и формирование т.н. высших уровней организации хроматина до сих пор остаются предметом дискуссий. Неполнота и противоречивость сведений о пространственной организации хроматина существенно осложняют адекватную интерпретацию биохимических и генетических данных о молекулярных механизмах, лежащих в основе процессов компактиза-ции/декомпактизации хроматина. Например, прогресс в исследовании функциональной роли «архитектурных» негистоновых хромосомных белков, таких как топоизомераза II и белки конденсинового комплекса, существенно тормозится из-за того, что изучение характера их взаимодействия с хромосомами проводили преимущественно в системах in vitro, а также в условиях искусственной деконденсации хромосом (Еагп-shaw, Heck, 1983; Hirano, Mitchison, 1994; Maeshima et al, 2005). Поскольку данные об ультраструктурной локализации этих важнейших структурных компонентов хромосом в контексте нативного хроматина практически отсутствуют, многие аспекты структурно-функциональной организации и динамики хромосом в клеточном цикле остаются непонятными.

Следует отметить, что сложности в исследовании структуры хромосом обусловлены не в последнюю очередь особенностями их организации. Так, высокая плотность упаковки хроматина не позволяет непосредственно проследить характер укладки хроматиновых фибрилл разного уровня в составе компактизованных метафазных хромосом. Это обстоятельство и является главной причиной популярности экспериментальных подходов, использующих различные методы декомпактизации хроматина (Paulson, Laemmli, 1977; Brinkley et al, 1980; Zatsepina et al., 1983). В то же время, значительные структурные перестройки хроматина, происходящие даже в достаточно узком диапазоне изменений состава окружающей среды, могут не отражать истинной природы хромосом, а сами эти подходы могут служить потенциальным источником артефактов. Это особенно актуально для высших уровней организации хроматина, демонстрирующих высокую лабильность в системах in vivo и in vitro. В связи с этим, особое значение приобретает разработка методических подходов, направленных на исследование организации хроматина в его нативном состоянии. Дополнительные сложности в решении данной задачи связаны с тем, что структурная организация хроматина не монотонна: различные участки генома различаются по характеру упаковки ДНК, и эти различия связаны с функциональным состоянием генных локусов. Классическим примером может служить подразделение интерфазного хроматина на слабо компактизованный и транскрипционно активный эухроматин и плотно упакованный, инертный в отношение экспрессии генетической информации гетерохроматин. Различия в структурном состоянии эуи гетерохроматина становятся менее очевидными при переходе от интерфазы к митозу, однако фундаментальные особенности структуры этих фракций генома по-видимому, сохраняются. В связи с этим особенно важно иметь возможность идентификации индивидуальных хромосомных ло-кусов для последующего структурного анализа особенностей организации хроматина в зависимости от его генетического статуса и функционального состояния. Широко используемые для этой цели методы гибридизации in situ, к сожалению, не дают необходимой информации, поскольку по природе своей являются деструктивными и существенно нарушают структуру хроматина. Поэтому особую важность приобретает разработка новых методов визуализации индивидуальных хромосомных локусов в нативном хроматине. К ним относятся методы визуализации трансгенных конструкций на основе взаимодействия Ьас-оператор/Ьас-репрессор (Robinett et al, 1986). Данные подходы не только позволяют использовать более щадящую технику иммуноцитохимического анализа и иммуноэлектронной микроскопии, но также дают возможность анализировать процессы компактизации/декомпактизации хроматина in vivo.

Однако биологическое значение высших уровней организации хромосом эукариот не ограничивается необходимостью компактизации длинных молекул ДНК для аккуратной трансмиссии генетической информации в ходе клеточного деления. Все основные генетические процессы —4 транскрипция, репликация, рекомбинация и репарация — в качестве субстрата используют не чистую ДНК, а гораздо более химически сложный и пространственно структурированный хроматин. В этих условиях структурное состояние хроматиновой матрицы может выступать важным регуляторным фактором, существенно влияющим на функционирование генома. Простейшим примером может служить ограничение доступности ДНК для транс-факторов в результате плотной упаковки хроматина (см. John et al, 2011). Роль хроматина как важного фактора эпигенетической регуляции экспрессии генов в последнее время интенсивно исследуется, особенно на уровне структуры элементарных фибрилл хроматина и посттрансляционных модификаций гистонов, входящих в состав нуклеосом.

Гораздо менее исследована в этом отношении роль высших уровней компактизации хроматина и ЗБ-организации генома, хотя уже сейчас становится ясно, что упаковка хроматина и его пространственная организация обеспечивают глобальное переключение генетических программ в процессе индивидуального развития и клеточной дифференцировки, а также могут иметь непосредственное отношение к развитию различных патологических процессов, включая канцерогенез. В связи с этим понимание принципов структурно-функциональной организации высших уровней компактизации генома важно для формирования более полного представления о клеточных и молекулярных механизмах, лежащих в основе этих процессов.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Структурная организация хроматина.

Хроматин, представляющий собой кополимер ДНК и гистонов, и морфологически подразделяется на эухроматин и гетерохроматин. Эта классификация изначально основывалась на различиях в характере окрашивания ядерных структур цитологическими красителями, взаимодействующими с нуклеиновыми кислотами. Эухроматин находится в целом в более декомпактизованном состоянии по сравнению с гетерохроматином. При этом локально его функциональное состояние может быть различным — транскрипционно активным или неактивным. Гетерохроматин обычно определяют как плотно упакованный и транскрипционно неактивный хроматин. Принято также подразделять гетерохроматин на конститутивный и факультативный. Конститутивный гетерохроматин является транскрипционно некативным во всех клетках данного организма, в то время как гены в составе факультативного гетерохроматина подвергаются инактивации только в некоторых клетках, на определенных стадиях индивидуального развития, или на специфических этапах клеточного цикла. Таким образом, в клетке существует разнообразный набор структурно-функциональных состояний хроматина, причем общепринято, что эти состояния являются весьма динамичными и переходы из одного состояния хроматина в другое (ремоделирование) осуществляются в ответ на разнообразные физиологические сигналы.

6. ВЫВОДЫ.

1. Митотическая компактизация хромосом — многостадийный процесс, сопровождающийся формированием двух промежуточных уровней упаковки хроматина: 200−250 нм и 400 нм фибрилл, образующихся путем иерархической укладки хромонем диаметром 100 нм.

2. Образование факультативного гетерохроматина при глобальная инактивации транскрипции Х-хромосомы сопровождается упаковкой хроматина в фибриллы диаметром 200−400 нм, при сохранении доступности внутренних областей хромосомной территории для транс-факторов.

3. На ультраструктурном уровне гетерохроматиновые репликативные сайты представляют собой сегменты хроматиновых фибрилл высшего порядка. Индивидуальные реплисомы равномерно распределены в объеме реплицирующихся доменов, не образуя компактных репликативных «фабрик». Репликация гетерохроматиновых локусов не требует полного разворачивания хромонемных фибрилл.

4. Поперечная дифференцированность митотических хромосом на периферическое гало и плотный осевой кор, выявляемая при помощи гипотонической обработки живых клеток, коррелирует с распределением эуи гетерохроматина: транскрипционно-активный рано реплицирующийся хроматин располагается на периферии хромосом, а гетерохроматин занимает центральное положение.

5. Активация транскрипции эухроматических генов сопровождается частичной деконденсацией высших уровней упаковки хроматина и транскрипция может осуществляться на высоко конденсированной матрице.

6. Транскрибирующиеся гены демонстрируют высокую локальную подвижность, что указывает на отсутствие ассоциации транскрипционных комплексов с ригидными скелетными структурами клеточного ядра.

7. Нарушение реконденсации митотических хромосом после гипотонического воздействия in vivo в результате блокады транспорта Са++ через плазматическую мембрану свидетельствует о роли физиологических концентраций Са++ в поддержании высших уровней организации хромосом.

8. Конденсины и топоизомераза II не принимают участия в формировании хромосомной оси в ходе профазной компактизации хромосом. Их роль в митотической компактизации хромосом связана со стабилизацией метафазных хромосом, возможно, путем рекрутирования других архитектурных хромосомных белков.

9. Нарушение связи конденсинов с метафазными хромосомами при индуцированной обратимой деконденсации, а также в процессе стабилизации конденсированного состояния хромосом при разрушении веретена деления свидетельствует о том, что конденсины не принимают участия в поддержании компактной структуры полностью сформированных хромосом.

10.В профазе мейоза I компактизация хроматина в осевых гранулах (хромомерах) не требует присутствия 13Б конденсина.

11. Сборка 13Б конденсинового комплекса осуществляется непосредственно на хромосомах (по крайней мере, в мейозе), причем ХСАР-Б2, по-видимому, связывается с хроматином первым и обеспечивает рекрутирование остальных субъединиц.

12. Субъединицы конденсина локализуются в различных структурно-функциональных доменах ядра независимо друг от друга. ХСАР-Б2 связывается в осевыми структурами хромосом и тельцами Ка-халя, тогда как ХСАР-Е взаимодействует с гранулярным компонентом ядрышек.

7. БЛАГОДАРНОСТИ.

Я выражаю свою искреннюю благодарность профессору Владимиру Юрьевичу Полякову, чью поддержку и чуткое руководство я ощущал в течение всей моей научной деятельности, начиная со студенческих времен. Его помощь при подготовке настоящей работы невозможно переоценить.

Также хочу поблагодарить профессора Юрия Сергеевича Ченцова и сотрудников кафедры клеточной биологии и гистологии Биологического факультета МГУ — благодаря им я выбрал свой путь и приобрел ценнейшие знания и навыки для успешного старта научной деятельности.

Я хотел бы поблагодарить всех моих коллег и друзей в отделе Электронной микроскопии НИИ им. А. Н. Белозерского, в отделе клеточной биологии и биологии развития Университета штат Иллинойс (Урбана-Шампейн, США), департаменте биологии развития Университета Палермо (Италия), за плодотворное сотрудничество. Отдельно хочу выделить Р. Э. Узбекова и И. Б. Алиеву, чью дружескую поддержку я особенно ценю.

Благодарю всех соавторов моих публикаций, без участия которых эта работа не могла бы состояться.

Особенно хочу поблагодарить мою семью — жену Наталью Кирееву, сыновей Александра и Романа и дочь Эллину, и моих родителей за всемерную моральную поддержку и самоотверженную помощь.

Отдельная благодарность — моим друзьям Андрею Терехову и Анне Захаровой, за все те добрые дела, которые они сделали, чтобы облегчить мою работу.

5.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Мы показали, что факультативный гетерохроматин инактивирован-ной Х-хромосомы в клетках самок млекопитающих обладает специфической структурной организацией, отличающей его как от эухроматина, так и от конститутивного хроматина. Эта организация характеризуется высокой степенью компактизации хроматина с образованием структурных доменов высшего порядка с размерами фибриллярных элементов около 200−250 нм в диаметре. Также было показано, что для Xi характерно тесное взаимодействие с ядерной оболочкой. Полученные нами данные хорошо соответствуют представлениям о том, что пространственное обособление хроматина Xi способствует поддержанию инактивированного статуса Xi посредством ограничения доступа к транскрипционным факторам (Heard and Disteche, 2006), однако достигается это ограничение в первую очередь упаковкой хроматина в фибриллярные структуры высшего порядка диаметром 250−400 нм. Дальнейшие исследования должны быть направлены на прямое сравнение структурной организации активных и неактивных генов, локализованных в инактивированной Х-хромосоме и корреляцию различий в этой организации с регуляцией сайленсинга. Данный анализ потребует разработки новых методических подходов для визуализации расположения специфических геннных локусов и компонентов транскрипционной машинерии без нарушения ультраструктуры хроматина. Один из таких подходов был реализован в настоящей работе: создание хромосомных локусов, меченых in vivo при помощи системы Ьас-оператор/Ьас-репрессор, вставленных в протяженные участки геномной ДНК длиной более 100 т.п.н. и содержащих индуцибельные гены, позволило продемонстрировать непосредственную взаимосвязь между активацией транскрипции и декомпактизацией высших уровней организации хроматина. Мы показали, что, вопреки традиционным представлениям, транскрипция может осуществляться на высоко структурированной матрице, общая степень компакти-зации которой может достигать 500−1000 раз. Для прямой визуализации ультраструктуры хроматина в исследуемых локусах мы использовали оригинальный метод in vivo-иммуномечения с помощью инъекции коньюгатов первичных антител с наночастицами золота в живые клетки. Это позволило идентифицировать транскрибирующиеся локусы в составе интактного хроматина и подтвердить их организацию в виде 100-нм хромонемных фибрилл.

Исследование ультраструктурной организации реплицирующегося хроматина в условиях сохранения его нативной структуры также стало возможным в результате применения стратегии мечения функциональных доменов хромосом в живых клетках с последующим иммуномечением in vivo. Данный подход позволил продемонстрировать сходный принцип во взаимосвязи между характером упаковки хроматина и функциональной активности генных локусов. Во-первых, процесс репликации, аналогично процессу транскрипции, не требует тотальной деконденсации хроматина в сайтах репликации: реплицирующийся хроматин в средней и поздней S-фазе сохраняет свою хромонемную структур несмотря на некоторые локальные изменения. Во-вторых, репликативные комплексы равномерно распределяются в объеме реплицирующихся локусов, не образуя специальных компактных структур, окруженных немеченым хроматином, как предсказывает модель репликативных фабрик (Hozak et al, 1993). Наконец, наблюдаемая динамика сегрегации реплицированного хроматина от сайтов репликации подразумевает плавный процесс активации новых репликонов, соответствующий модели «домино» (С1^т е! а1, 2010), реализующейся на уровне индивидуальных репликонов в составе хромонемных фибрилл.

Таким образом, основным структурным мотивом организации функ-цинальных доменов хроматина оказывается 100-нм хромонемы и динамические изменения хроматина, связанные с модуляцией функциональной активности генома, осуществляются на уровне упаковки хромонемных фибрилл.

На основании детальных ультраструктурных исследований прогрессивной компактизации хромосом от С2-фазы до метафазы нам удалось идентифицировать как минимум еще один дополнительный уровень иерархии фибриллярных структур хроматина: 100-нм хромонемы укладываются в 200−250-нм фибриллу. По-видимому, 250-нм фибриллы представляют собой базовый уровень компактизации транскрипционно-неактивного факультативного гетерохроматина (парадигмой которого является тельце Барра — инактивированная Х-хромосома), и это состояние сохраняется в течение всего клеточного цикла.

Далее, модель иерархической укладки предсказывает упаковку про-фазной хроматиды толщиной 200−250 нм в составе метафазной хромосомы. Действительно, структурные домены такого порядка были обнаружены в составе митотических хромосом (81хикоу е1 а1., 2003). Однако, при спиральной укладке фибрилл такого диаметра в составе 500 нм метафазной хроматиды должны выявляться свободные от хроматина зоны в осевой области хроматид, чего обнаружить не удается. Более того, центральная треть хроматиды содержит конденсиновый кор шириной примерно 300 нм, не оставляя достаточного места для размещения спирально уложенной 250-нм фибриллы. Эти наблюдения можно интерпретировать следующим образом: распределение конденсинов в метафазной хромосоме пронизыва.

30 пт 100−130 пт.

200−250 пт.

500−750 пт.

Рис. 5.1: Модель компактизации митотической хромосомы (А) Стадии компактизации. Изменения характера укладки высших уровней организации хромосомы (серый цвет) сопровождаются перераспределением конденсинов (красный) от ранней 8-фазы (а) через С2-фазу (б) раннюю (в) среднюю (г) и позднюю (д)профазу к метафазе (е). (Б) Модель организации митотической хромосомы по принципу иерархической укладки, стабилизированой «осевым клеем» (а) 30-ни фибрилла хроматина упаковывается в 100−130 нм хромонему, которая в свою очередь укладывается в 200−250 нм фибриллу, соответствующую среднепрофазной хроматиде. Данный уровень компактизации в составе локусов факультативного хроматина, примером которых является инактивированная Х-хромосома (тельце Барра) сохраняется в течение всего клеточного цикла. В метафазе эта фибрилла упаковывается в составе 500−750-нм хроматиды. (б) Осевое распределение конденсинов (красный) сосредоточено в широкой зоне, составляющей около 1/3 диаметра хроматиды. В этой зоне конденсины и, возможно, другие структурные белки хромосом действуют как система сшивок («осевой клей»), стабилизирующий структуру хромосомы. ет различные уровни иерархии хроматиновых доменов. Можно также допустить существование локальной реорганизации хроматина при переходе от поздней профазы к метафазе, которая связана с перераспредением топо-изомеразы II и конденсинов с периферии в осевые районы хроматид. Поскольку хромонемные элементы все еще выявляются на периферии конденсированных хромосом (Поляков, Ченцов, 1974), такая гипотетическая реорганизация происходит только в области хроматидной оси. В сответ-ствие с моделью рассеяных скрепок (Porrier, Marko, 2005), структурная целостность хромосомы обеспечивается межфибриллярными белковыми скрепками, рассеяными в объеме хромосомы и не формирующими выраженной белковой сердцевины. Компактизация хромосом, в соответсвие с данной моделью, сопровождается прогрессивным укорочением хромосомы и увеличением ее диаметра. Принимая во внимание данные литературы и наши наблюдения, такая модель представляется упрощенной, так как игнорирует существования высших уровней компактизации хроматина. Однако, оценки расстояний между такими гипотетическими сшивками, составляющими около 15 тпн. (Porrier, Marko, 2002), эквивалентны 125 нм сегментам 30-нм фибриллы хроматина, демонстрирующей 40-кратную компактиза-цию ДНК. По своим масштабам такие структуры ближе соответствуют хромонемным фибриллам толщиной 100 нм, чем петлевым доменам размером 50−200 тпн., постулируемым моделью радиальных петель. Такая частота сшивок может обеспечиваться за счет контактов, опосредованных кон-денсинами, между фибриллами высшего порядка (хромонемами). Очевидно, что эти контакты могут осуществляться перимущественно в осевой области хромосом, где сосредоточена основная масса конденсинов.

Принимая по внимания противоречия между предложенными ранее моделями структурной организации хромосом и нашими наблюдениями ранних этапов компактизации хромосом в митозе, мы предлагаем рабочую модель иерархической укладки, стабилизированной аксиальным клеем (рис. 5.1). Данная модель объединяет ключевые элементы трех ранее рассматривавшихся групп моделей: модели иерархической укладки, ра-диально-петлевой модели и модели хроматиновой сети. Предложенная модель постулирует следующие этапы компактизации хромосом в митозе: на начальном этапе хроматин открепляется от внутриядерных скелетных структур и хроматиновые фибриллы высшего порядка укладываются в раннепрофазные хромосомы, затем происходит их конденсация с образованием равномерно плотно упакованных среднепрофазных хроматид толщиной 200−250 нм. Дальнейшая спирализация этих хроматид дает начало ме-тафазным хромосомам. Переход от средней профазы к метафазе сопровождается перераспределением конденсинов и топоизомеразы II в осевую область хроматид. Формирующаяся осевая структура хромосомы является динамичной и представлена распределенной системой «скрепок», которая не составляет единого белкового скэффолда, но тем не менее обеспечивает стабильность хромосомы. Данная модель учитывает существование нескольких уровней укладки хроматиновых фибрилл высшего порядка, наблюдаемых с поздней G2 до средней профазы, а также объясняет, почему при механическом растяжении метафазных хромосом не наблюдается прогрессивного разворачивания высших уровней компактизации хроматина. Учитывается также зависимость механических свойств хромосом от наличия белковой осевой структуры. Предложенная модель не противоречит данным о функциональной роли конденсинов в стабилизации структуры метафазных хромосом, но не в процессе компактизации хроматина в ходе митоза (Hudson et al 2003, Gassman et al, 2004). В нашей модели движущей силой компактизации являются механизмы иерархической укладки хроматиновых фибрилл, тогда как роль конденсинов и топоизомеразы II на этом этапе заключается в «фиксации» сформированных структур высшего порядка в составе метафазной хромосомы. Причем, по всей видимости, «структурная» роль топоизомеразы II и конденсина опосредована участием неизвестных пока факторов, поскольку после формирования финальной конденсированной структуры хромосомы демонстрируют высокую пластичность в организации высших уровней упаковки хроматина в ответ на различные декомпактизующие воздействия, обратимость которых не коррелирует с физическим присутствием конденсинов в составе хромосом.

В рамках предложенной модели достаточно легко объяснить природу продольной и поперечной дифференцированное&tradeхромосом. Достаточно предположить, что различные фракции конденсинов (конденсин I и II) селективно связываются и участвуют в стабилизации высших уровней укладки хромонемных фибрилл в областях ви Я-сегментов. При сохранении общих принципов упаковки хромонем различия в реакции ви 11-сег-ментов при гипотоническом воздействии будут напрямую зависеть от свойств и частоты расположения архитектурных белков хромосом, рекрутируемых различными конденсинами. Однако для лучшего понимания механизмов реализации линейной неоднородности хромосом требуется более детальное исследование, во-первых, особенностей укладки хромонем в хромосомных сегментах различного типа, и, во-вторых, картирование архитектурных белков хромосом (и в частности, конденсиновых комплексов различного типа) в их составе.

Предложенная модель позволяет взглянуть на процесс компактиза-ции митотических хромосом под другим углом. Например, в соответствие с предсказаниями данной модели, выявление радиальных петель в изолированных хромосомах под действием растворов низкой ионной силы (Магеёеп, ЬаеттН, 1979) является проявлением формирования «сшивок» на поздних этапах компактизации хромосом, а не отражением реальных структурных элементов, ответственных за эту компактизацию. В то же время, некоторые постулаты данной модели можно проверить экспериментально. Так, например, модель предсказывает, что эксперименты по механическому растяжению хромосом должны выявить прогрессивное разворачивание высших уровней организации хромосомы при условии удаления конденсинов.

Многие ключевые вопросы тем не менее остаются открытыми. Неясна роль конденсинов и топоизомеразы II на ранних этапах митотичесой компактизации. Полностью неизвестны молекулярные механизмы, не связанные с конденсинами, которые обеспечивают компактизацию хроматина. Неясно, происходит ли существенная локальная реорганизация хроматина между средней и поздней профазой, или структурные изменения на этом этапе компактизации есть результат глобальной укладки среднепрофазной хроматиды. Ответы на эти и многие другие вопросы будут, несомненно, получены в ближайшем будущем.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.В., Косых М. И., Ченцов Ю. С. Перенос белков ядерного матрикса в составе периферического материала хромосом. (1999) Биологические мембраны, 16: 647−656.
  2. М.В. Организация транскрипционно-неактивных участков интерфазных хромосом. (1990) Докл. АН СССР. 312: 978−980.
  3. С.А., Поляков В. Ю. Структура хроматина в сайтах репликации. (2008) Цитология, 50: 29−39.
  4. Е.М., Поляков В. Ю., Ченцов Ю. С. Уровни компактизации ДНК в интерфазных и митотических хромосомах высших растений. I. Ультраструктура ядер Allium сера в условиях дифференциальной деконденсации хроматина. (1986) Цитология, 28: 484−488.
  5. Е.М., Поляков В. Ю., Ченцов Ю. С. Уровни компактизации ДНК в интерфазных и митотических хромосомах высших растений. II. Ультраструктура экспериментально деконденсированных хромосом гемантуса. (1986) Цитология, 28: 911−916.
  6. О.В., Поляков В. Ю., Ченцов Ю. С. Различия в структурной организации G- и R-сегментов, выявляемые в процессе дифференциальной деконденсации хромосом. (1985) Цитология, 27: 865−871.
  7. И.И., Зацепина О. В., Поляков В. Ю., Ченцов Ю. С. Динамика структурной реконструкции митотических хромосом после их искусственной деконденсации in vitro. (1990) Цитология, 32: 449−454.
  8. И.И., Зацепина О. В., Поляков В. Ю., Ченцов Ю. С. Ультраструктура митотических хромосом клеток СПЭВ в ходе их обратимой искусственной деконденсации in vivo. (1988) Цитология, 30: 926−932.
  9. Т.С., Онищенко Г. Е., Поляков В. Ю., Ченцов Ю. С. Ультраструктура интерфазных ядер клеток некоторых растений на разных стадиях клеточного цикла. (1974) Цитология, 16: 1465−1468.
  10. Г. Е., Коломиец O.JL, Ченцов Ю. С. Электронно-микроскопический анализ контактов гетеропикнотического хроматина с ядерной оболочной на примере полового хроматина. (1973) Цитология, 15: 377−382.
  11. Г. Е., Ченцов Ю. С., Иорданский А. Б. Радио-автографический анализ локализации хромосом в интерфазных ядрах. (1972) Цитология, 14: 233−239.
  12. В.Ю. Электронномикроскопическое изучение хромосом Crepis capillaris. (1969) ДАН СССР, 189: 185−187.
  13. В.Ю., Васин В. И., Ченцов Ю. С. Принципы структурной организации митотических хромосом высших растений. (1969) Цитология, 11: 1477−1484.
  14. В.Ю., Ченцов Ю. С. Электронномикроскопическое выявление матрикса хромосом в связи с их естественным разрыхлением. (1968) ДАН СССР, 182: 205−207.
  15. В.Ю., Ченцов Ю. С. Электронномикроскопическое изучение хромосомы в интерфазных и делящихся клетках Crepis capillaris. (1969) Цитология, 2:
  16. Прусов, А Н., Поляков В. Ю., Зацепина О. В., Файс Д., Ченцов Ю. С. Выделение розеточно-подобных структур из частично депротеинизированного хроматина гепатоцитов крысы. (1985). Цитология. 27: 1026−1030.
  17. Е.А., Гребенщикова В. И., Ченцов Ю. С. Адаптационные свойства клеток культуры СПЭВ при действии на них гипотонии. (1986) Цитология, 28: 848−853.
  18. Е. И. Тарунина М.В. Зацепина О. В. Поляков В.Ю. Ченцов Ю. С. Электронно-микроскопическое изучение минихромосом в клетках мышиных фибробластов. (1988) Цитология, 30: 1084−1090,
  19. Ю.С. Периферический материал или матрикс митотических хромосом: строение и свойства. (2000) Онтогенез, 31: 388−399.
  20. Ю.С., Поляков В. Ю. Ультраструктура клеточного ядра. (1974) «Наука», Москва, 196 стр.
  21. О.В., Разин С. В. Два типа участков прикрепления ДНК к ядерному скелету в клетках асцитной карциномы Эрлиха. (1983) Молекулярная биология, 17: 303−313.
  22. Aaronson RP, Blobel G. Isolation of nuclear pore complexes in association with a lamina. (1975) Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A., 72: pp. 1007−1011.
  23. Ackerman P, Glover CV, Osheroff N. Phosphorylation of DNA topoi-somerase II by casein kinase II: modulation of eukaryotic topoisomerase II activity in vitro. (1985) Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A., 82: pp. 3164−3168.
  24. Adachi Y, Kas E, Laemmli UK. Preferential, cooperative binding of DNA topoisomerase II to scaffold-associated regions. (1989) EMBO J., 8: pp. 3997−4006.
  25. Adolph KW. A serial sectioning study of the structure of human mitotic chromosomes. (1981) Eur. J. Cell Biol., 24: pp. 146−153.
  26. Adolph KW, Cheng SM, Laemmli UK. Role of nonhistone proteins in metaphase chromosome structure. (1977) Cell, 12: pp. 805−816.
  27. Aelen JM, Opstelten RJ, Wanka F. Organization of DNA replication in Physarum polycephalum. attachment of origins of replicons and replication forks to the nuclear matrix. (1983) Nucleic Acids Res., 11: pp. 1181−1195.
  28. Agard DA, Hiraoka Y, Shaw P, Sedat JW. Fluorescence microscopy in three dimensions. (1989) Methods Cell Biol., 30: pp. 353−377.
  29. Albani F, Perrin K, Bucci S, Ragghianti M, Mancino G, LaCroix JC. B24 protein stored in lampbrush spheres is involved in early cleavage in urodele amphibians. (1998)/. Exp. Zool., 280: pp. 142−151.
  30. Alekseyenko AA, Larschan E, Lai WR, Park PJ, Kuroda MI. High-resolution chip-chip analysis reveals that the drosophila MSL complex selectively identifies active genes on the male X chromosome. (2006) Genes Dev., 20: pp. 848−857.
  31. Amati B, Gasser SM. Drosophila scaffold-attached regions bind nuclear scaffolds and can function as ARS elements in both budding and fission yeasts. (1990) Mol. Cell. Biol., 10: pp. 5442−5454.
  32. Amati BB, Gasser SM. Chromosomal ARS and CEN elements bind specifically to the yeast nuclear scaffold. (1988) Cell, 54: pp. 967−978.
  33. Anderson DE, Losada A, Erickson HP, Hirano T. Condensin and cohesin display different arm conformations with characteristic hinge angles. (2002) J. Cell Biol., 156: pp. 419−424.
  34. Andersson K, Bjorkroth B, Daneholt B. Packing of a specific gene into higher order structures following repression of RNA synthesis. (1984) J. Cell Biol, 98: pp. 1296−1303.
  35. Andersson K, Mahr R, Bjorkroth B, Daneholt B. Rapid reformation of the thick chromosome fiber upon completion of RNA synthesis at the Balbiani ring genes in Chironomus tentans. (1982) Chromosoma, 87: pp. 33−48.
  36. Andrade MA, Perez-Iratxeta C, Ponting CP. Protein repeats: structures, functions, and evolution. (2001) J. Struct. Biol., 134: pp. 117−131.
  37. Andreassen PR, Lacroix FB, Margolis RL. Chromosomes with two intact axial cores are induced by G2 checkpoint override: evidence that DNA decatenation is not required to template the chromosome structure. (1997) J. Cell Biol, 136: pp. 29−43.
  38. Anizet MP, Huwe B, Pays A, Picard JJ. Characterization of a new cell line, XL2, obtained from Xenopus laevis and determination of optimal culture conditions. (1981)/" Vitro, 17: pp. 267−274.
  39. Aono N, Sutani T, Tomonaga T, Mochida S, Yanagida M. Cnd2 has dual roles in mitotic condensation and interphase. (2002) Nature, 417: pp. 197−202.
  40. Apostolou E, Thanos D. Linking differential chromatin loops to transcriptional decisions. (2008) Mol. Cell, 29: pp. 154−156.
  41. Arney KL, Fisher AG. Epigenetic aspects of differentiation. (2004) J. Cell. Sci., 117: pp. 4355−4363.
  42. Bacher CP, Guggiari M, Brors B, Augui S, Clerc P, Avner P, Eils R, Heard E. Transient colocalization of X-inactivation centers accompanies the initiation of X inactivation. (2006) Nat. Cell Biol., 8: pp. 293−299.
  43. Bajer A. Subchromatid structure of chromosomes in the living state. (1965) Chromosoma, 17: pp. 291−302.
  44. Ball ARJ, Schmiesing JA, Zhou C, Gregson HC, Okada Y, Doi T, Yoko-mori K. Identification of a chromosome-targeting domain in the human condensin subunit Cnapl/HCAP-D2/Eg7. (2002) Mol. Cell. Biol., 22: pp. 57 695 781.
  45. Bancaud A, Huet S, Daigle N, Mozziconacci J, Beaudouin J, Ellenberg J. Molecular crowding affects diffusion and binding of nuclear proteins in hetero-chromatin and reveals the fractal organization of chromatin. (2009) EMBO J., 28: pp. 3785−3798.
  46. Bannister AJ, Zegerman P, Partridge JF, Miska EA, Thomas JO, Allshire RC, Kouzarides T. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain. (2001) Nature, 410: pp. 120−124.
  47. Barr ML, Bertram EG. A morphological distinction between neurones of the male and female, and the behaviour of the nucleolar satellite during accelerated nucleoprotein synthesis. (1949) Nature, 163: p. 676.
  48. Barr ML, Carr DH. Correlations between sex chromatin and sex chromosomes. (1962) Acta Cytol., 6: pp. 34−45.
  49. Basler J, Hastie ND, Pietras D, Matsui SI, Sandberg AA, Berezney R. Hybridization of nuclear matrix attached deoxyribonucleic acid fragments. (1981) Biochemistry, 20: pp. 6921−6929.
  50. Bazett-Jones DP, Hendzel MJ. Electron spectroscopic imaging of chromatin. (1999) Methods, 17: pp. 188−200.
  51. Bazett-Jones DP, Kimura K, Hirano T. Efficient supercoiling of DNA by a single condensin complex as revealed by electron spectroscopic imaging. (2002) Mol. Cell, 9: pp. 1183−1190.
  52. Belgrader P, Siegel AJ, Berezney R. A comprehensive study on the isolation and characterization of the HeLa S3 nuclear matrix. (1991) J. Cell. Sci., 98 (Pt 3): pp. 281−291.
  53. Bellini M, Gall JG. Coilin can form a complex with the U7 small nuclear ribonucleoprotein. (1998) Mol. Biol. Cell, 9: pp. 2987−3001.
  54. Belmont AS, Bignone F, Ts’o PO. The relative intranuclear positions of Barr bodies in XXX non-transformed human fibroblasts. (1986) Exp. Cell Res., 165: pp. 165−179.
  55. Belmont AS, Braunfeld MB, Sedat JW, Agard DA. Large-scale chromatin structural domains within mitotic and interphase chromosomes in vivo and in vitro. (1989) Chromosoma, 98: pp. 129−143.
  56. Belmont AS, Bruce K. Visualization of G1 chromosomes: a folded, twisted, supercoiled chromonema model of interphase chromatid structure. (1994) J. Cell Biol, 127: pp. 287−302.
  57. Belmont AS, Dietzel S, Nye AC, Strukov YG, Tumbar T. Large-scale chromatin structure and function. (1999) Curr. Opin. Cell Biol, 11: pp. 307−311.
  58. Belmont AS, Sedat JW, Agard DA. A three-dimensional approach to mitotic chromosome structure: evidence for a complex hierarchical organization. (1987) y. Cell Biol, 105: pp. 77−92.
  59. Belmont AS, Zhai Y, Thilenius A. Lamin B distribution and association with peripheral chromatin revealed by optical sectioning and electron microscopy tomography. (1993) J. Cell Biol, 123: pp. 1671−1685.
  60. Benyajati C, Worcel A. Isolation, characterization, and structure of the folded interphase genome of drosophila melanogaster. (1976) Cell, 9: pp. 393 407.
  61. Berezney R, Buchholtz LA. Dynamic association of replicating DNA fragments with the nuclear matrix of regenerating liver. (1981) Exp. Cell Res., 132: pp. 1−13.
  62. Berezney R, Coffey DS. Identification of a nuclear protein matrix. (1974) Biochem. Biophys. Res. Commun., 60: pp. 1410−1417.
  63. Berezney R, Coffey DS. Nuclear protein matrix: association with newly synthesized DNA. (1975) Science, 189: pp. 291−293.
  64. Berezney R, Dubey DD, Huberman JA. Heterogeneity of eukaryotic rep-licons, replicon clusters, and replication foci. (2000) Chromosoma, 108: pp. 471−484.
  65. Berezney R, Mortillaro MJ, Ma H, Wei X, Samarabandu J. The nuclear matrix: a structural milieu for genomic function. (1995) Int. Rev. Cytol., 162A: pp. 1−65.
  66. Bernardi G. The isochore organization of the human genome. (1989) Annu. Rev. Genet., 23: pp. 637−661.
  67. Bernstein E, Hake SB. The nucleosome: a little variation goes a long way. (2006) Biochem. Cell Biol., 84: pp. 505−517.
  68. Berrios M, Osheroff N, Fisher PA. In situ localization of DNA topoisomerase II, a major polypeptide component of the Drosophila nuclear matrix fraction. (1985) Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A., 82: pp. 4142−4146.
  69. Bhalla N, Biggins S, Murray AW. Mutation of YCS4, a budding yeast condensin subunit, affects mitotic and nonmitotic chromosome behavior. (2002) Mol. Biol. Cell, 13: pp. 632−645.
  70. Bhat MA, Philp AV, Glover DM, Bellen HJ. Chromatid segregation at anaphase requires the barren product, a novel chromosome-associated protein that interacts with topoisomerase II. (1996) Cell, 87: pp. 1103−1114.
  71. Bickmore WA, Carothers AD. Factors affecting the timing and imprinting of replication on a mammalian chromosome. (1995) J. Cell. Sei., 108 (Pt 8): pp. 2801−2809.
  72. Bickmore WA, Sumner AT. Mammalian chromosome banding an expression of genome organization. (1989) Trends Genet., 5: pp. 144−148.
  73. Bickmore WA, Teague P. Influences of chromosome size, gene density and nuclear position on the frequency of constitutional translocations in the human population. (2002) Chromosome Res., 10: pp. 707−715.
  74. Bjorkroth, B., Ericsson, C., Lamb, M.M., and Daneholt, B. Structure of the chromatin axis during transcription. (1988) Chromosoma, 96, 333−340.
  75. Blumenthal AB, Dieden JD, Kapp LN, Sedat JW. Rapid isolation of metaphase chromosomes containing high molecular weight DNA. (1979) J. Cell Biol., 81: pp. 255−259.
  76. Blumenthal AB, Kriegstein HJ, Hogness DS. The units of DNA replication in drosophila melanogaster chromosomes. (1974) Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 38: pp. 205−223.
  77. Bode J, Maass K. Chromatin domain surrounding the human interferon-beta gene as defined by scaffold-attached regions. (1988) Biochemistry, 27: pp. 4706−4711.
  78. Bohrmann B, Kellenberger E. Immunostaining of DNA in electron microscopy: an amplification and staining procedure for thin sections as alternative to gold labeling. (1994) J. Histochem. Cytochem., 42: pp. 635−643.
  79. Bolzer A, Kreth G, Solovei I, Koehler D, Saracoglu K, Fauth C, Miiller S, Eils R, Cremer C, Speicher MR et al. Three-dimensional maps of all chromosomes in human male fibroblast nuclei and prometaphase rosettes. (2005) PLoS Biol., 3: p. el57.
  80. Bomar J, Moreira P, Balise JJ, Collas P. Differential regulation of maternal and paternal chromosome condensation in mitotic zygotes. (2002) J. Cell. Sci., 115: pp. 2931−2940.
  81. Borland L, Harauz G, Bahr G, van Heel M. Packing of the 30 nm chromatin fiber in the human metaphase chromosome. (1988) Chromosoma, 97: pp. 159−163.
  82. Bostock CJ, Sumner AT. The eukaryotic chromosome. (1978) North-Holland Pub. Co. Amsterdam/New York. 525 p.
  83. Boulikas T. Nature of DNA sequences at the attachment regions of genes to the nuclear matrix. (1993) J. Cell Biochem., 52: pp. 14−22.
  84. Boulikas T. Chromatin domains and prediction of MAR sequences. (1995) Int. Rev. Cytol, 162A: pp. 279−388.
  85. Boulikas T, Kong C. A novel class of matrix attached regions (MARs) identified by random cloning and their implications in differentiation and carcinogenesis. (1993) Int. J. Oncol, 2: pp. 325−330.
  86. Boulikas T, Kong CF. Multitude of inverted repeats characterizes a class of anchorage sites of chromatin loops to the nuclear matrix. (1993) J. Cell. Biochem., 53: pp. 1−12.
  87. Bouniol-Baly C, Nguyen E, Besombes D, Debey P. Dynamic organization of DNA replication in one-cell mouse embryos: relationship to transcriptional activation. (1997) Exp. Cell Res., 236: pp. 201−211.
  88. Bourgeois CA, Laquerriere F, Hemon D, Hubert J, Bouteille M. New data on the in-situ position of the inactive x chromosome in the interphase nucleus of human fibroblasts. (1985) Hum. Genet., 69: pp. 122−129.
  89. Bouvier D, Hubert J, Seve AP, Bouteille M. Structural aspects of intranuclear matrix disintegration upon RNase digestion of hela cell nuclei. (1985) Eur. J. Cell Biol, 36: pp. 323−333.
  90. T. Die Blastomerenkerne von Ascaris megalocephala und die Theorie der Chromosomenindividualitat. (1909). Arch. Zellforsch. 3: 181−268.
  91. Bowen BC. DNA fragments associated with chromosome scaffolds. (1981) Nucleic Acids Res., 9: pp. 5093−5108.
  92. Boy de la Tour E, Laemmli UK. The metaphase scaffold is helically folded: sister chromatids have predominantly opposite helical handedness. (1988) Cell, 55: pp. 937−944.
  93. Branco MR, Pombo A. Intermingling of chromosome territories in interphase suggests role in translocations and transcription-dependent associations. (2006) PLoSBiol., 4: p. el38.
  94. Bridger JM, Herrmann H, Miinkel C, Lichter P. Identification of an inter-chromosomal compartment by polymerization of nuclear-targeted vimentin. (1998)/. Cell. Sci., Ill (Pt 9): pp. 1241−1253.
  95. Bridger JM, Kalla C, Wodrich H, Weitz S, King JA, Khazaie K, Krauss-lich H, Lichter P. Nuclear RNAs confined to a reticular compartment between chromosome territories. (2005) Exp. Cell Res., 302: pp. 180−193.
  96. Brinkley BR, Cox SM, Pepper DA. Structure of the mitotic apparatus and chromosomes after hypotonic treatment of mammalian cells in vitro. (1980) Cytogenet. Cell Genet., 26: pp. 165−174.
  97. Brockdorff N, Ashworth A, Kay GF, McCabe VM, Norris DP, Cooper PJ, Swift S, Rastan S. The product of the mouse Xist gene is a 15 kb inactive X-specific transcript containing no conserved ORF and located in the nucleus. (1992)Cell, 71: pp. 515−526.
  98. Brotherton T, Zenk D, Kahanic S, Reneker J. Avian nuclear matrix proteins bind very tightly to cellular DNA of the beta-globin gene enhancer in a tissue-specific fashion. (1991) Biochemistry, 30: pp. 5845−5850.
  99. Brown JM, Green J, das Neves RP, Wallace HAC, Smith AJH, Hughes J, Gray N, Taylor S, Wood WG, Higgs DR et al. Association between active genesoccurs at nuclear speckles and is modulated by chromatin environment. (2008) J. Cell Biol, 182: pp. 1083−1097.
  100. Brown JM, Leach J, Reittie JE, Atzberger A, Lee-Prudhoe J, Wood WG, Higgs DR, Iborra FJ, Buckle VJ. Coregulated human globin genes are frequently in spatial proximity when active. (2006) J. Cell Biol., 172: pp. 177−187.
  101. Brown KE, Baxter J, Graf D, Merkenschlager M, Fisher AG. Dynamic repositioning of genes in the nucleus of lymphocytes preparing for cell division. (1999) M?/. Cell, 3: pp. 207−217.
  102. Brown KE, Guest SS, Smale ST, Hahm K, Merkenschlager M, Fisher AG. Association of transcriptionally silent genes with ikaros complexes at centromeric heterochromatin. (1997) Cell, 91: pp. 845−854.
  103. Brown SD, Avner P, Chapman VM, Hamvas RM, Herman GE. Mouse X chromosome. (1991) Mamm. Genome, 1 Spec No: p. S318−31.
  104. Brun C, Surdej P, Miassod R. Relationship between scaffold-attached regions, sequences replicating autonomously in yeast, and a chromosomal replication origin in the drosophila rDNA. (1993) Exp. Cell Res., 208: pp. 104−114.
  105. Bucci S, Ragghianti M, Nardi I, Bellini M, Mancino G, Lacroix JC. Identification of an amphibian oocyte nuclear protein as a candidate for a role in embryonic DNA replication. (1993) Int. J. Dev. Biol., 37: pp. 509−517.
  106. Buongiorno-Nardelli M, Micheli G, Carri MT, Marilley M. A relationship between replicon size and supercoiled loop domains in the eukaryotic genome. (1982) Nature, 298: pp. 100−102.
  107. Burkholder GD. Silver staining of histone-depleted metaphase chromosomes. (1983) Exp. Cell Res., 147: pp. 287−296.
  108. Burry RW, Vandre DD, Hayes DM. Silver enhancement of gold antibody probes in pre-embedding electron microscopic immunocytochemistry. (1992) J. Histochem. Cytochem., 40: pp. 1849−1856.
  109. Bushey AM, Dorman ER, Corces VG. Chromatin insulators: regulatory mechanisms and epigenetic inheritance. (2008) Mol. Cell, 32: pp. 1−9.
  110. Cabello OA, Eliseeva E, He WG, Youssoufian H, Pion SE, Brinkley BR, Belmont JW. Cell cycle-dependent expression and nucleolar localization of HCAP-H. (2001) Mol. Biol. Cell, 12: pp. 3527−3537.
  111. Cairns BR. The logic of chromatin architecture and remodelling at promoters. (2009) Nature, 461: pp. 193−198.
  112. Callan HG. Replication of DNA in the chromosomes of eukaryotes. (1972) Proc. R. Soc. Lond., B, Biol. Sci., 181: pp. 19−41.
  113. Callan HG. The Croonian lecture, 1981. Lampbrush chromosomes. (1982) Proc. R. Soc. Lond., B, Biol. Sci., 214: pp. 417−448.
  114. Callan HG. Lampbrush chromosomes. (1986) Mol Biol Biochem Bio-phys, 36: pp. 1−252.
  115. Campos EI, Reinberg D. Histones: annotating chromatin. (2009) Annu. Rev. Genet., 43: pp. 559−599.
  116. Cardenas ME, Gasser SM. Regulation of topoisomerase II by phosphorylation: a role for casein kinase II. (1993) J. Cell. Sci., 104 (Pt 2): pp. 219 225.
  117. Carpenter AE, Ashouri A, Belmont AS. Automated microscopy identifies estrogen receptor subdomains with large-scale chromatin structure unfolding activity. (2004) Cytometry A, 58: pp. 157−166.
  118. Carpenter AE, Belmont AS. Direct visualization of transcription factor-induced chromatin remodeling and cofactor recruitment in vivo. (2004) Meth. Enzymol., 375: pp. 366−381.
  119. Carpenter AE, Memedula S, Plutz MJ, Belmont AS. Common effects of acidic activators on large-scale chromatin structure and transcription. (2005) Mol. Cell. Biol., 25: pp. 958−968.
  120. Carpenter AJ, Porter ACG. Construction, characterization, and complementation of a conditional-lethal DNA topoisomerase Ilalpha mutant human cell line. (2004) Mol. Biol. Cell, 15: pp. 5700−5711.
  121. Carri MT, Micheli G, Graziano E, Pace T, Buongiorno-Nardelli M. The relationship between chromosomal origins of replication and the nuclear matrix during the cell cycle. (1986) Exp. Cell Res., 164: pp. 426−436.
  122. Carter D, Chakalova L, Osborne CS, Dai Y, Fraser P. Long-range chromatin regulatory interactions in vivo. (2002) Nat. Genet., 32: pp. 623−626.
  123. Caspersson T, Zech L, Johansson C. Analysis of human metaphase chromosome set by aid of DNA-binding fluorescent agents. (1970) Exp. Cell Res., 62: pp. 490−492.
  124. Chadwick BP, Willard HF. Multiple spatially distinct types of facultative heterochromatin on the human inactive X chromosome. (2004) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 101: pp. 17 450−17 455.
  125. Chagin VO, Stear JH, Cardoso MC. Organization of DNA replication. (2010) Cold Spring Harb Perspect Biol, 2: p. a000737.
  126. Chakalova L, Carter D, Debrand E, Goyenechea B, Horton A, Miles J, Osborne C, Fraser P. Developmental regulation of the beta-globin gene locus. (2005) Prog. Mol. Subcell. Biol., 38: pp. 183−206.
  127. Chambeyron S, Bickmore WA. Chromatin decondensation and nuclear reorganization of the HoxB locus upon induction of transcription. (2004) Genes Dev., 18: pp. 1119−1130.
  128. Chang YC, Illenye S, Heintz NH. Cooperation of E2F-pl30 and SP1-PRB complexes in repression of the Chinese hamster DHFR gene. (2001) Mol. Cell. Biol., 21: pp. 1121−1131.
  129. Chaumeil J, Le Baccon P, Wutz A, Heard E. A novel role for XIST RNA in the formation of a repressive nuclear compartment into which genes are recruited when silenced. (2006) Genes Dev., 20: pp. 2223−2237.
  130. Chaumeil J, Okamoto I, Heard E. X-chromosome inactivation in mouse embryonic stem cells: analysis of histone modifications and transcriptional activity using immunofluorescence and fish. (2004) Meth. Enzymol., 376: pp. 405−419.
  131. Chen D, Belmont AS, Huang S. Upstream binding factor association induces large-scale chromatin decondensation. (2004) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 101: pp. 15 106−15 111.
  132. Chen D, Dundr M, Wang C, Leung A, Lamond A, Misteli T, Huang S. Condensed mitotic chromatin is accessible to transcription factors and chromatin structural proteins. (2005) J. Cell Biol., 168: pp. 41−54.
  133. Chi JX, Huang L, Nie W, Wang J, Su B, Yang F. Defining the orientation of the tandem fusions that occurred during the evolution of indian muntjac chromosomes by bac mapping. (2005) Chromosoma, 114: pp. 167−172.
  134. Chien R, Zeng W, Ball AR, Yokomori K. Cohesin: a critical chromatin organizer in mammalian gene regulation. (2011) Biochem. Cell Biol., 89: pp. 445−458.
  135. Chien R, Zeng W, Kawauchi S, Bender MA, Santos R, Gregson HC, Schmiesing JA, Newkirk DA, Kong X, Ball ARJ et al. Cohesin mediates chromatin interactions that regulate mammalian (3-globin expression. (2011) J. Biol. Chem., 286: pp. 17 870−17 878.
  136. Chiu SM, Xue LY, Friedman LR, Oleinick NL. Copper ion-mediated sensitization of nuclear matrix attachment sites to ionizing radiation. (1993) Biochemistry, 32: pp. 6214−6219.
  137. Chow JC, Brown CJ. Forming facultative heterochromatin: silencing of an X chromosome in mammalian females. (2003) Cell. Mol. Life Sci., 60: pp. 2586−2603.
  138. Christensen MO, Larsen MK, Barthelmes HU, Hock R, Andersen CL, Kjeldsen E, Knudsen BR, Westergaard O, Boege F, Mielke C. Dynamics of human DNA topoisomerases Ilalpha and Ilbeta in living cells. (2002) J. Cell Biol., 157: pp. 31−44.
  139. Chuang C, Carpenter AE, Fuchsova B, Johnson T, de Lanerolle P, Belmont AS. Long-range directional movement of an interphase chromosome site. (2006) Curr. Biol., 16: pp. 825−831.
  140. Chubb JR, Boyle S, Perry P, Bickmore WA. Chromatin motion is constrained by association with nuclear compartments in human cells. (2002) Curr. Biol., 12: pp. 439−445.
  141. Clemson CM, Hall LL, Byron M, McNeil J, Lawrence JB. The X chromosome is organized into a gene-rich outer rim and an internal core containing silenced nongenic sequences. (2006) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 103: pp. 7688−7693.
  142. Clemson CM, McNeil JA, Willard HF, Lawrence JB. Xist RNA paints the inactive X chromosome at interphase: evidence for a novel RNA involved in nuclear/chromosome structure. (1996)7! Cell Biol., 132: pp. 259−275.
  143. Cockerill PN, Garrard WT. Chromosomal loop anchorage of the kappa immunoglobulin gene occurs next to the enhancer in a region containing topoi-somerase II sites. (1986) Cell, 44: pp. 273−282.
  144. Cockerill PN, Yuen MH, Garrard WT. The enhancer of the immunoglobulin heavy chain locus is flanked by presumptive chromosomal loop anchorage elements. (1987)/. Biol. Chem., 262: pp. 5394−5397.
  145. Coelho PA, Queiroz-Machado J, Sunkel CE. Condensin-dependent localisation of topoisomerase II to an axial chromosomal structure is required for sister chromatid resolution during mitosis. (2003) J. Cell. Sci., 116: pp. 4763−4776.
  146. Cohen SM, Cobb ER, Cordeiro-Stone M, Kaufman DG. Identification of chromosomal bands replicating early in the S phase of normal human fibroblasts. (1998) Exp. Cell Res., 245: pp. 321−329.
  147. Collins TJ. Imagej for microscopy. (2007) BioTechniques, 43: pp. 25−30.
  148. Comings DE. Mechanisms of chromosome banding and implications for chromosome structure. (1978) Annu. Rev. Genet., 12: pp. 25−46.
  149. Comings DE. Lateral asymmetry of human chromosomes. (1978) Am. J. Hum. Genet., 30: pp. 223−226.
  150. Comings DE. Arrangement of chromatin in the nucleus. (1980) Hum. Genet., 53: pp. 131−143.
  151. Comings DE, Harris DC, Okada TA, Holmquist G. Nuclear proteins. IV. deficiency of non-histone proteins in condensed chromatin of drosophila virilis and mouse. (1977) Exp. Cell Res., 105: pp. 349−365.
  152. Cook PR. The nucleoskeleton: artefact, passive framework or active site?. (1988) J. Cell. Sci., 90 (Pt 1): pp. 1−6.
  153. Cook PR. The organization of replication and transcription. (1999) Science, 284: pp. 1790−1795.
  154. Cook PR, Brazell IA. Supercoils in human DNA. (1975) J. Cell. Sci., 19: pp. 261−279.
  155. Cook PR, Brazell IA. Conformational constraints in nuclear DNA. (1976) J. Cell. Sci., 22: pp. 287−302.
  156. Cook PR, Brazell IA, Jost E. Characterization of nuclear structures containing superhelical DNA. (1976) J. Cell. Sci., 22: pp. 303−324.
  157. Cope NF, Fraser P, Eskiw CH. The yin and yang of chromatin spatial organization. (2010) Genome Biol., 11: p. 204.
  158. Costantini M, Bernardi G. Replication timing, chromosomal bands, and isochores. (2008) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 105: pp. 3433−3437.
  159. Costantini M, Clay O, Auletta F, Bernardi G. An isochore map of human chromosomes. (2006) Genome Res., 16: pp. 536−541.
  160. Cox LS, Laskey RA. DNA replication occurs at discrete sites in pseudo-nuclei assembled from purified DNA in vitro. (1991) Cell, 66: pp. 271−275.
  161. Craig JM, Bickmore WA. Chromosome bands—flavours to savour. (1993) Bioessays, 15: pp. 349−354.
  162. Craig JM, Bickmore WA. The distribution of cpg islands in mammalian chromosomes. (1994) Nat. Genet., 7: pp. 376−382.
  163. Cremer T, Cremer C, Schneider T, Baumann H, Hens L, Kirsch-Volders M. Analysis of chromosome positions in the interphase nucleus of Chinese hamster cells by laser-UV-microirradiation experiments. (1982) Hum. Genet., 62: pp. 201−209.
  164. Cremer T, Cremer M, Dietzel S, Muller S, Solovei I, Fakan S. Chromosome territories—a functional nuclear landscape. (2006) Curr. Opin. Cell Biol., 18: pp. 307−316.
  165. Cremer T, Lichter P, Borden J, Ward DC, Manuelidis L. Detection of chromosome aberrations in metaphase and interphase tumor cells by in situ hybridization using chromosome-specific library probes. (1988) Hum. Genet., 80: pp. 235−246.
  166. Croft JA, Bridger JM, Boyle S, Perry P, Teague P, Bickmore WA. Differences in the localization and morphology of chromosomes in the human nucleus. (1999) J. Cell Biol, 145: pp. 1119−1131.
  167. Csankovszki G, Panning B, Bates B, Pehrson JR, Jaenisch R. Conditional deletion of xist disrupts histone macroH2A localization but not maintenance of X inactivation. (1999) Nat. Genet., 22: pp. 323−324.
  168. Cseresnyes Z, Schwarz U, Green CM. Analysis of replication factories in human cells by super-resolution light microscopy. (2009) BMC Cell Biol, 10: p. 88.
  169. Cubizolles F, Legagneux V, Le Guellec R, Chartrain I, Uzbekov R, Ford C, Le Guellec K. pEg7, a new Xenopus protein required for mitotic chromosome condensation in egg extracts. (1998)7! Cell Biol, 143: pp. 1437−1446.
  170. Cuvier O, Hirano T. A role of topoisomerase II in linking DNA replication to chromosome condensation. (2003) J. Cell Biol, 160: pp. 645−655.
  171. D’Ambrosio C, Kelly G, Shirahige K, Uhlmann F. Condensin-dependent rDNA decatenation introduces a temporal pattern to chromosome segregation. (2008) Curr. Biol., 18: pp. 1084−1089.
  172. Dean A. On a chromosome far, far away: LCRs and gene expression. (2006) Trends Genet., 22: pp. 38−45.
  173. Dej KJ, Ahn C, Orr-Weaver TL. Mutations in the Drosophila condensin subunit dcap-g: defining the role of condensin for chromosome condensation in mitosis and gene expression in interphase. (2004) Genetics, 168: pp. 895−906.
  174. Dekker J, Rippe K, Dekker M, Kleckner N. Capturing chromosome conformation. (2002) Science, 295: pp. 1306−1311.
  175. Dhalluin C, Carlson JE, Zeng L, He C, Aggarwal AK, Zhou MM. Structure and ligand of a histone acetyltransferase bromodomain. (1999) Nature, 399: pp. 491−496.
  176. Dickinson LA, Joh T, Kohwi Y, Kohwi-Shigematsu T. A tissue-specific MAR/SAR DNA-binding protein with unusual binding site recognition. (1992) Cell, 70: pp. 631−645.
  177. Dietzel S, Belmont AS. Reproducible but dynamic positioning of DNA in chromosomes during mitosis. (2001) Nat. Cell Biol., 3: pp. 767−770.
  178. Dietzel S, Schiebel K, Little G, Edelmann P, Rappold GA, Eils R, Cremer C, Cremer T. The 3D positioning of ANT2 and ANT3 genes within female X chromosome territories correlates with gene activity. (1999) Exp. Cell Res., 252: pp. 363−375.
  179. Dijkwel PA, Wenink PW, Poddighe J. Permanent attachment of replication origins to the nuclear matrix in BHK-cells. (1986) Nucleic Acids Res., 14: pp. 3241−3249.
  180. Dillon N. The impact of gene location in the nucleus on transcriptional regulation. (2008) Dev. Cell, 15: pp. 182−186.
  181. Dimitrova DS, Gilbert DM. The spatial position and replication timing of chromosomal domains are both established in early G1 phase. (1999) Mol Cell, 4: pp. 983−993.
  182. Dorsett D. Distant liaisons: long-range enhancer-promoter interactions in Drosophila. (1999) Curr. Opin. Genet. Dev., 9: pp. 505−514.
  183. Dou Y, Gorovsky MA. Phosphorylation of linker histone HI regulates gene expression in vivo by creating a charge patch. (2000) Mol. Cell, 6: pp. 225−231.
  184. Drouin R, Lemieux N, Richer CL. Analysis of DNA replication during s-phase by means of dynamic chromosome banding at high resolution. (1990) Chromosoma, 99: pp. 273−280.
  185. Drouin R, Lemieux N, Richer CL. Chromosome condensation from prophase to late metaphase: relationship to chromosome bands and their replication time. (1991) Cytogenet. Cell Genet., 57: pp. 91−99.
  186. Drouin R, Lemieux N, Richer CL. High-resolution R-banding at the 1250-band level. III. comparative analysis of morphologic and dynamic R-band patterns (RHG and RBG). (1991) Hereditas, 114: pp. 65−77.
  187. Drouin R, Messier PE, Richer CL. Dynamic G- and R-banding of human chromosomes for electron microscopy. (1989) Chromosoma, 98: pp. 40−48.
  188. Dundr M, Ospina JK, Sung M, John S, Upender M, Ried T, Hager GL, Matera AG. Actin-dependent intranuclear repositioning of an active gene locus in vivo. (2007) J. Cell Biol., 179: pp. 1095−1103.
  189. Dutrillaux B, Couturier J, Richer CL, Viegas-Pequignot E. Sequence of DNA replication in 277 R- and Q-bands of human chromosomes using a BrdU treatment. (1976) Chromosoma, 58: pp. 51−61.
  190. Earnshaw WC, Halligan B, Cooke CA, Heck MM, Liu LF. Topoi-somerase II is a structural component of mitotic chromosome scaffolds. (1985) J. Cell Biol, 100: pp. 1706−1715.
  191. Earnshaw WC, Heck MM. Localization of topoisomerase II in mitotic chromosomes. (1985) J. Cell Biol, 100: pp. 1716−1725.
  192. Earnshaw WC, Laemmli UK. Architecture of metaphase chromosomes and chromosome scaffolds. (1983) J. Cell Biol, 96: pp. 84−93.
  193. Earnshaw WC, Laemmli UK. Silver staining the chromosome scaffoid. (1984) Chromosoma, 89: pp. 186−192.
  194. Eide T, Carlson C, Tasken KA, Hirano T, Tasken K, Collas P. Distinct but overlapping domains of AKAP95 are implicated in chromosome condensation and condensin targeting. (2002) EMBO Rep., 3: pp. 426−432.
  195. Elgin SC. Chromatin structure and gene activity. (1990) Curr. Opin. Cell Biol, 2: pp. 437−445.
  196. Ellis GC, Grobler-Rabie AF, Hough FS, Bester AJ. Location and methyl -ation pattern of a nuclear matrix associated region in the human pro alpha 2(i) collagen gene. (1988) Biochem. Biophys. Res. Commun., 157: pp. 500−506.
  197. Ericsson C, Mehlin H, Bjorkroth B, Lamb MM, Daneholt B. The ultrastructure of upstream and downstream regions of an active Balbiani ring gene. (1989) Cell, 56: pp. 631−639.
  198. Fackelmayer FO. A stable proteinaceous structure in the territory of inactive x chromosomes. (2005) J. Biol. Chem., 280: pp. 1720−1723.
  199. Farnham PJ, Schimke RT. Murine dihydrofolate reductase transcripts through the cell cycle. (1986) Mol. Cell. Biol., 6: pp. 365−371.
  200. Feder JN, Assaraf YG, Seamer LC, Schimke RT. The pattern of dihydrofolate reductase expression through the cell cycle in rodent and human cultured cells. (1989) J. Biol. Chem., 264: pp. 20 583−20 590.
  201. Federico C, Andreozzi L, Saccone S, Bernardi G. Gene density in the giemsa bands of human chromosomes. (2000) Chromosome Res., 8: pp. 737 746.
  202. Federico C, Saccone S, Bernardi G. The gene-richest bands of human chromosomes replicate at the onset of the S-phase. (1998) Cytogenet. Cell Genet., 80: pp. 83−88.
  203. Ferreira J, Paolella G, Ramos C, Lamond AI. Spatial organization of large-scale chromatin domains in the nucleus: a magnified view of single chromosome territories. (1997)7! Cell Biol., 139: pp. 1597−1610.
  204. Fields AP, Kaufmann SH, Shaper JH. Analysis of the internal nuclear matrix. Oligomers of a 38 kd nucleolar polypeptide stabilized by disulfide bonds. (1986) Exp. Cell Res., 164: pp. 139−153.
  205. Finch JT, Klug A. Solenoidal model for superstructure in chromatin. (1976) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 73: pp. 1897−1901.
  206. Fiore M, Zanier R, Degrassi F. Reversible G1 arrest by dimethyl sulfoxide as a new method to synchronize Chinese hamster cells. (2002) Mutagenesis, 17: pp. 419−424.
  207. Fischer D, Hock R, Scheer U. DNA topoisomerase II is not detectable on lampbrush chromosomes but enriched in the amplified nucleoli of Xenopus oocytes. (1993) Exp. Cell Res., 209: pp. 255−260.
  208. Fox MH, Arndt-Jovin DJ, Jovin TM, Baumann PH, Robert-Nicoud M. Spatial and temporal distribution of DNA replication sites localized by immunofluorescence and confocal microscopy in mouse fibroblasts. (1991) Cell. Sci., 99 (Pt 2): pp. 247−253.
  209. Freeman L, Aragon-Alcaide L, Strunnikov A. The condensin complex governs chromosome condensation and mitotic transmission of rDNA. (2000) J. Cell Biol., 149: pp. 811−824.
  210. Gaginskaya E, Kulikova T, Krasikova A. Avian lampbrush chromosomes: a powerful tool for exploration of genome expression. (2009) Cytogenet. Genome Res., 124: pp. 251−267.
  211. Galcheva-Gargova Z, Petrov P, Dessev G. Effect of chromatin decondensation on the intranuclear matrix. (1982) Eur. J. Cell Biol., 28: pp. 155−159.
  212. Gall JG, Bellini M, Wu Z, Murphy C. Assembly of the nuclear transcription and processing machinery: Cajal bodies (coiled bodies) and transcripto-somes. (1999) Mol. Biol. Cell, 10: pp. 4385−4402.
  213. Gall JG, Murphy C. Assembly of lampbrush chromosomes from sperm chromatin. (1998) Mol. Biol. Cell, 9: pp. 733−747.
  214. Ganguly A, Bagchi B, Bera M, Ghosh AN, Sen A. Estimation of domain length of chicken erythrocyte chromatin. (1983) Biochim. Biophys. Acta, 739: pp. 286−290.
  215. Gasser SM. Chromosome structure, coiling up chromosomes. (1995) Curr. Biol, 5: pp. 357−360.
  216. Gasser SM, Laemmli UK. The organisation of chromatin loops: characterization of a scaffold attachment site. (1986) EMBOJ., 5: pp. 511−518.
  217. Gasser SM, Laroche T, Falquet J, Boy de la Tour E, Laemmli UK. Metaphase chromosome structure. Involvement of topoisomerase II. (1986) J. Mol. Biol, 188: pp. 613−629.
  218. Gassmann R, Vagnarelli P, Hudson D, Earnshaw WC. Mitotic chromosome formation and the condensin paradox. (2004) Exp. Cell Res., 296: pp. 3542.
  219. Georgiev GP, Vassetzky YSJ, Luchnik AN, Chernokhvostov W, Razin SV. A. E. Braunstein plenary lecture. Nuclear skeleton, DNA domains and control of replication and transcription. (1991) Eur. J. Biochem., 200: pp. 613−624.
  220. Gerdes MG, Carter KC, Moen PTJ, Lawrence JB. Dynamic changes in the higher-level chromatin organization of specific sequences revealed by in situ hybridization to nuclear halos. (1994) J. Cell Biol, 126: pp. 289−304.
  221. Gerlich D, Hirota T, Koch B, Peters J, Ellenberg J. Condensin I stabilizes chromosomes mechanically through a dynamic interaction in live cells. (2006) Curr. Biol, 16: pp. 333−344.
  222. Giet R, Glover DM. Drosophila Aurora B kinase is required for histone H3 phosphorylation and condensin recruitment during chromosome condensation and to organize the central spindle during cytokinesis. (2001) J. Cell Biol., 152: pp. 669−682.
  223. Gilbert DM. Replication timing and metazoan evolution. (2002) Nat. Genet., 32: pp. 336−337.
  224. Gilbert DM, Gasser SM. Nuclear structure and DNA replication. In DNA Replication and Human Disease. Ed. DePamphilis ML. (2006) Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY. 175−196
  225. Gilbert N, Bickmore WA. The relationship between higher-order chromatin structure and transcription. (2006) Biochem. Soc. Symp.: pp. 59−66.
  226. Gilbert N, Boyle S, Fiegler H, Woodfine K, Carter NP, Bickmore WA. Chromatin architecture of the human genome: gene-rich domains are enriched in open chromatin fibers. (2004) Cell, 118: pp. 555−566.
  227. Gilerovitch HG, Bishop GA, King JS, Burry RW. The use of electron microscopic immunocytochemistry with silver-enhanced 1,4-nm gold particles to localize gad in the cerebellar nuclei. (1995) J. Histochem. Cytochem., 43: pp. 337−343.
  228. Gilfillan GD, Straub T, de Wit E, Greil F, Lamm R, van Steensel B, Becker PB. Chromosome-wide gene-specific targeting of the drosophila dosage compensation complex. (2006) Genes Dev., 20: pp. 858−870.
  229. Gimenez-Abian JF, Clarke DJ, Devlin J, Gimenez-Abian MI, De la Torre C, Johnson RT, Mullinger AM, Downes CS. Premitotic chromosome individualization in mammalian cells depends on topoisomerase II activity. (2000) Chro-mosoma, 109: pp. 235−244.
  230. Ginzinger DG. Gene quantification using real-time quantitative per: an emerging technology hits the mainstream. (2002) Exp. Hematol., 30: pp. 503 512.
  231. Godeau F, Ishizaka T, Koide SS. Early stimulation of phospholipid methylation in xenopus oocytes by progesterone. (1985) Cell Differ., 16: pp. 3541.
  232. Goetze S, Mateos-Langerak J, van Driel R. Three-dimensional genome organization in interphase and its relation to genome function. (2007) Semin. Cell Dev. Biol., 18: pp. 707−714.
  233. Goldberg GI, Collier I, Cassel A. Specific DNA sequences associated with the nuclear matrix in synchronized mouse 3t3 cells. (1983) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 80: pp. 6887−6891.
  234. Goldman MA, Holmquist GP, Gray MC, Caston LA, Nag A. Replication timing of genes and middle repetitive sequences. (1984) Science, 224: pp. 686 692.
  235. Gonzalez-Melendi P, Testillano PS, Ahmadian P, Reyes J, Risueno MC. Immunoelectron microscopy of pena as an efficient marker for studying replication times and sites during pollen development. (2000) Chromosoma, 109: pp. 397−409.
  236. Gonzalez-Melendi P, Testillano PS, Mena CG, Muller S, Raska I, Risueno MC. Histones and DNA ultrastructural distribution in plant cell nucleus: a combination of immunogold and cytochemical methods. (1998) Exp. Cell Res., 242: pp. 45−59.
  237. Gooderham K, Jeppesen P. Chinese hamster metaphase chromosomes isolated under physiological conditions, a partial characterization of associated non-histone proteins and protein cores. (1983) Exp. Cell Res., 144: pp. 1−14.
  238. Goren A, Cedar H. Replicating by the clock. (2003) Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 4: pp. 25−32.
  239. Gorisch SM, Lichter P, Rippe K. Mobility of multi-subunit complexes in the nucleus: accessibility and dynamics of chromatin subcompartments. (2005) Histochem. Cell Biol., 123: pp. 217−228.
  240. Gorisch SM, Richter K, Scheuermann MO, Herrmann H, Lichter P. Diffusion-limited compartmentalization of mammalian cell nuclei assessed by mi-croinjected macromolecules. (2003) Exp. Cell Res., 289: pp. 282−294.
  241. Gorisch SM, Wachsmuth M, Toth KF, Lichter P, Rippe K. Histone acet-ylation increases chromatin accessibility. (2005) J. Cell. Sci., 118: pp. 58 255 834.
  242. Greenstein RJ. Constitutive attachment of murine erythroleukemia cell histone-depleted DNA loops to nuclear scaffolding is found in the beta-major but not the alpha 1-globin gene. (1988) DNA, 7: pp. 601−607.
  243. Gregson HC, Van Hooser AA, Ball ARJ, Brinkley BR, Yokomori K. Localization of human smcl protein at kinetochores. (2002) Chromosome Res., 10: pp. 267−277.
  244. Groves MR, Barford D. Topological characteristics of helical repeat proteins. (1999) Curr. Opin. Struct. Biol., 9: pp. 383−389.
  245. Gruber S, Haering CH, Nasmyth K. Chromosomal cohesin forms a ring. (2003) Cell, 112: pp. 765−777.
  246. Grunstein M. Histone acetylation in chromatin structure and transcription. (1997) Nature, 389: pp. 349−352.
  247. Guacci V, Koshland D, Strunnikov A. A direct link between sister chromatid cohesion and chromosome condensation revealed through the analysis of mcdl in s. cerevisiae. (1997) Cell, 91: pp. 47−57.
  248. Gustafsson MGL, Shao L, Carlton PM, Wang CJR, Golubovskaya IN, Cande WZ, Agard DA, Sedat JW. Three-dimensional resolution doubling in wide-field fluorescence microscopy by structured illumination. (2008) Biophys. J., 94: pp. 4957−4970.
  249. Haapala O. Chromatid macrocoiling and chromosome compaction. (1984) Hereditas, 100: pp. 17−27.
  250. Haapala O, Nokkala S. Structure of human metaphase chromosomes. (1982) Hereditas, 96: pp. 215−228.
  251. Hadlaczky G, Sumner AT, Ross A. Protein-depleted chromosomes. II. experiments concerning the reality of chromosome scaffolds. (1981) Chromo-soma, 81: pp. 557−567.
  252. Haering CH, Lowe J, Hochwagen A, Nasmyth K. Molecular architecture of smc proteins and the yeast cohesin complex. (2002) Mol. Cell, 9: pp. 773 788.
  253. Hagstrom KA, Holmes VF, Cozzarelli NR, Meyer BJ. C. elegans con-densin promotes mitotic chromosome architecture, centromere organization, and sister chromatid segregation during mitosis and meiosis. (2002) Genes Dev., 16: pp. 729−742.
  254. Hagstrom KA, Meyer BJ. Condensin and cohesin: more than chromosome compactor and glue. (2003) Nat. Rev. Genet., 4: pp. 520−534.
  255. Hancock R, Hughes ME. Organization of DNA in the eukaryotic nucleus. (1982). Biol. Cell. 44: pp.201−121.
  256. Hand R. Deoxyribonucleic acid fiber autoradiography as a technique for studying the replication of the mammalian chromosome. (1975) J. Histochem. Cytochem., 23: pp. 475−481.
  257. Hand R. Human DNA replication: fiber autoradiographic analysis of diploid cells from normal adults and from fanconi’s anemia and ataxia telangiectasia. (1977) Hum. Genet., 37: pp. 55−64.
  258. Hanna JS, Kroll ES, Lundblad V, Spencer FA. Saccharomyces cerevisiae ctfl8 and ctf4 are required for sister chromatid cohesion. (2001) Mol. Cell. Biol., 21: pp. 3144−3158.
  259. Happel N, Doenecke D. Histone hi and its isoforms: contribution to chromatin structure and function. (2009) Gene, 431: pp. 1−12.
  260. Harrison CJ, Jack EM, Allen TD, Harris R. Light and scanning electron microscopy of the same human metaphase chromosomes. (1985) J. Cell. Sci., 77: pp. 143−153.
  261. Hart CM, Laemmli UK. Facilitation of chromatin dynamics by sars. (1998) Curr. Opin. Genet. Dev., 8: pp. 519−525.
  262. Hartman T, Stead K, Koshland D, Guacci V. Pds5p is an essential chromosomal protein required for both sister chromatid cohesion and condensation in saccharomyces cerevisiae. (2000) J. Cell Biol., 151: pp. 613−626.
  263. Hartwig M. The size of independently supercoiled domains in nuclear DNA from normal human lymphocytes and leukemic lymphoblasts. (1982) Biochim. Biophys. Acta, 698: pp. 214−217.
  264. Hasegawa Y, Brockdorff N, Kawano S, Tsutui K, Tsutui K, Nakagawa S. The matrix protein hnrnp u is required for chromosomal localization of Xist RNA. (2010) Dev. Cell, 19: pp. 469−476.
  265. Hassan AB, Errington RJ, White NS, Jackson DA, Cook PR. Replication and transcription sites are colocalized in human cells. (1994) J. Cell. Sci., 107 (Pt 2): pp. 425−434.
  266. Hatton KS, Dhar V, Brown EH, Iqbal MA, Stuart S, Didamo VT, Schildkraut CL. Replication program of active and inactive multigene families in mammalian cells. (1988) Mol. Cell. Biol., 8: pp. 2149−2158.
  267. Heale JT, Ball ARJ, Schmiesing JA, Kim J, Kong X, Zhou S, Hudson DF, Earnshaw WC, Yokomori K. Condensin i interacts with the parp-1-xrccl complex and functions in DNA single-strand break repair. (2006) Mol. Cell, 21: pp. 837−848.
  268. Heard E, Disteche CM. Dosage compensation in mammals: fine-tuning the expression of the x chromosome. (2006) Genes Dev., 20: pp. 1848−1867.
  269. Hebbes TR, Clayton AL, Thorne AW, Crane-Robinson C. Core histone hyperacetylation co-maps with generalized DNAse i sensitivity in the chicken beta-globin chromosomal domain. (1994) EMBOJ., 13: pp. 1823−1830.
  270. Heck MM, Earnshaw WC. Topoisomerase II: a specific marker for cell proliferation. (1986) J. Cell Biol, 103: pp. 2569−2581.
  271. Heck MM, Hittelman WN, Earnshaw WC. Differential expression of DNA topoisomerases I and II during the eukaryotic cell cycle. (1988) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 85: pp. 1086−1090.
  272. Heck MM, Hittelman WN, Earnshaw WC. In vivo phosphorylation of the 170-kda form of eukaryotic DNA topoisomerase II. cell cycle analysis. (1989) J. Biol. Chem., 264: pp. 15 161−15 164.
  273. Heitz E. Das heterochromatin der moose, 1. (1928) Jahrb Wiss Bot, 69: p. 762−818.
  274. Hendzel MJ, Bazett-Jones DP. Probing nuclear ultrastructure by electron spectroscopic imaging. (1996) JMicrosc, 182: pp. 1−14.
  275. Henikoff S, Ahmad K. Assembly of variant histones into chromatin. (2005) Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 21: pp. 133−153.
  276. Henry, H., and Heng, Q. High resolution FISH mapping using chromatin and DNA fibers. In FISH: A practical approach. (2002). Oxford: Oxford University Press, pp. 77−91.
  277. Hep 1er PK. Calcium transients during mitosis: observations in flux. (1989) J. Cell Biol, 109: pp. 2567−2573.
  278. Heun P, Laroche T, Shimada K, Furrer P, Gasser SM. Chromosome dynamics in the yeast interphase nucleus. (2001) Science, 294: pp. 2181−2186.
  279. Hidalgo J, Carrasco J. Regulation of the synthesis of brain metallo-thioneins. (1998) Neurotoxicology, 19: pp. 661−666.
  280. Hieda M, Winstanley H, Maini P, Iborra FJ, Cook PR. Different populations of RNA polymerase II in living mammalian cells. (2005) Chromosome Res., 13: pp. 135−144.
  281. Hirano T. Smc protein complexes and higher-order chromosome dynamics. (1998) Curr. Opin. Cell Biol, 10: pp. 317−322.
  282. Hirano T. Chromosome cohesion, condensation, and separation. (2000) Annu. Rev. Biochem., 69: pp. 115−144.
  283. Hirano T. The abcs of smc proteins: two-armed atpases for chromosome condensation, cohesion, and repair. (2002) Genes Dev., 16: pp. 399−414.
  284. Hirano T, Kobayashi R, Hirano M. Condensins, chromosome condensation protein complexes containing xcap-c, xcap-e and a xenopus homolog of the drosophila barren protein. (1997) Cell, 89: pp. 511−521.
  285. Hirano T, Mitchison TJ. Cell cycle control of higher-order chromatin assembly around naked DNA in vitro. (1991) J. Cell Biol, 115: pp. 1479−1489.
  286. Hirano T, Mitchison TJ. Topoisomerase II does not play a scaffolding role in the organization of mitotic chromosomes assembled in xenopus egg extracts. (1993) J. Cell Biol., 120: pp. 601−612.
  287. Hirano T, Mitchison TJ. A heterodimeric coiled-coil protein required for mitotic chromosome condensation in vitro. (1994) Cell, 79: pp. 449−458.
  288. Hiraoka Y, Swedlow JR, Paddy MR, Agard DA, Sedat JW. Three-dimensional multiple-wavelength fluorescence microscopy for the structural analysis of biological phenomena. (1991) Semin. Cell Biol., 2: pp. 153−165.
  289. Hiratani I, Leskovar A, Gilbert DM. Differentiation-induced replication-timing changes are restricted to at-rich/long interspersed nuclear element (line)-rich isochores. (2004) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 101: pp. 1 686 116 866.
  290. Hiratani I, Ryba T, Itoh M, Yokochi T, Schwaiger M, Chang C, Lyou Y, Townes TM, Schiibeler D, Gilbert DM. Global reorganization of replication domains during embryonic stem cell differentiation. (2008) PLoS Biol., 6: p. e245.
  291. Hirota T, Gerlich D, Koch B, Ellenberg J, Peters J. Distinct functions of condensin I and II in mitotic chromosome assembly. (2004) J. Cell. Sci., 117: pp. 6435−6445.
  292. Ho L, Crabtree GR. Chromatin remodelling during development. (2010) Nature, 463: pp. 474−484.
  293. Hock R, Carl M, Lieb B, Gebauer D, Scheer U. A monoclonal antibody against DNA topoisomerase II labels the axial granules of pleurodeles lamp-brush chromosomes. (1996) Chromosoma, 104: pp. 358−366.
  294. Holloway SL, Glotzer M, King RW, Murray AW. Anaphase is initiated by proteolysis rather than by the inactivation of maturation-promoting factor. (1993) Cell, 73: pp. 1393−1402.
  295. Holm C, Covey JM, Kerrigan D, Pommier Y. Differential requirement of DNA replication for the cytotoxicity of DNA topoisomerase I and II inhibitors in Chinese hamster dc3f cells. (1989) Cancer Res., 49: pp. 6365−6368.
  296. Holmquist GP. Chromosome bands, their chromatin flavors, and their functional features. (1992), 4m. J. Hum. Genet., 51: pp. 17−37.
  297. Hopfner K, Tainer JA. Rad50/smc proteins and abc transporters: unifying concepts from high-resolution structures. (2003) Curr. Opin. Struct. Biol., 13: pp. 249−255.
  298. Hopfner R, Mousli M, Jeltsch JM, Voulgaris A, Lutz Y, Marin C, Bellocq JP, Oudet P, Bronner C. Icbp90, a novel human ccaat binding protein, involved in the regulation of topoisomerase Ilalpha expression. (2000) Cancer Res., 60: pp. 121−128.
  299. Horowitz-Scherer RA, Woodcock CL. Visualization and 3d structure determination of defined sequence chromatin and chromatin remodeling complexes. (2004) Meth. Enzymol., 376: pp. 29−48.
  300. Houchmandzadeh B, Marko JF, Chatenay D, Libchaber A. Elasticity and structure of eukaryote chromosomes studied by micromanipulation and micropipette aspiration. (1997) J. Cell Biol., 139: pp. 1−12.
  301. Howell WM, Hsu TC. Chromosome core structure revealed by silver staining. (1979) Chromosoma, 73: pp. 61−66.
  302. Hozak P, Hassan AB, Jackson DA, Cook PR. Visualization of replication factories attached to nucleoskeleton. (1993) Cell, 73: pp. 361−373.
  303. Hozak P, Jackson DA, Cook PR. Replication factories and nuclear bodies: the ultrastructural characterization of replication sites during the cell cycle. (1994)7. Cell. Sci., 107 (Pt 8): pp. 2191−2202.
  304. Hozier J, Renz M, Nehls P. The chromosome fiber: evidence for an ordered superstructure of nucleosomes. (1977) Chromosoma, 62: pp. 301−317.
  305. Huberman JA, Riggs AD. On the mechanism of DNA replication in mammalian chromosomes. (1968) J. Mol. Biol., 32: pp. 327−341.
  306. Jack EM, Harrison CJ, Allen TD, Harris R. The structural basis for c-banding. a scanning electron microscopy study. (1985) Chromosoma, 91: pp. 363−368.
  307. Jack EM, Harrison CJ, Allen TD, Harris R. A structural basis for r- and t-banding: a scanning electron microscopy study. (1986) Chromosoma, 94: pp. 395−402.
  308. Jack RS, Eggert H. The elusive nuclear matrix. (1992) Eur. J. Biochem., 209: pp. 503−509.
  309. Jackson DA, Cook PR. Transcription occurs at a nucleoskeleton. (1985) EMBOJ., 4: pp. 919−925.
  310. Jackson DA, Cook PR. Replication occurs at a nucleoskeleton. (1986) EMBOJ., 5: pp. 1403−1410.
  311. Jackson DA, Dickinson P, Cook PR. The size of chromatin loops in hela cells. (1990) EMBOJ., 9: pp. 567−571.
  312. Jackson DA, Dickinson P, Cook PR. Attachment of DNA to the nucleoskeleton of hela cells examined using physiological conditions. (1990) Nucleic Acids Res., 18: pp. 4385−4393.
  313. Jackson DA, Hassan AB, Errington RJ, Cook PR. Visualization of focal sites of transcription within human nuclei. (1993) EMBOJ., 12: pp. 1059−1065.
  314. Jackson DA, McCready S J, Cook PR. Replication and transcription depend on attachment of DNA to the nuclear cage. (1984) J. Cell Sci. Suppl., 1: pp. 59−79.
  315. Jackson DA, Pombo A. Replicon clusters are stable units of chromosome structure: evidence that nuclear organization contributes to the efficient activation and propagation of s phase in human cells. (1998) J. Cell Biol., 140: pp. 1285−1295.
  316. Jackson DA, Pombo A, Iborra F. The balance sheet for transcription: an analysis of nuclear RNA metabolism in mammalian cells. (2000) FASEB J., 14: pp. 242−254.
  317. Jackson DA, Yuan J, Cook PR. A gentle method for preparing cyto- and nucleo-skeletons and associated chromatin. (1988) J. Cell. Sci., 90 (Pt 3): pp. 365−378.
  318. Jacobson RH, Ladurner AG, King DS, Tjian R. Structure and function of a human TAFII250 double bromodomain module. (2000) Science, 288: pp. 1422−1425.
  319. Jantzen K, Fritton HP, Igo-Kemenes T. The DNAse i sensitive domain of the chicken lysozyme gene spans 24 kb. (1986) Nucleic Acids Res., 14: pp. 6085−6099.
  320. Jaunin F, Burns K, Tschopp J, Martin TE, Fakan S. Ultrastructural distribution of the death-domain-containing myd88 protein in hela cells. (1998) Exp. Cell Res., 243: pp. 67−75.
  321. Jaunin F, Fakan S. DNA replication and nuclear architecture. (2002) J. Cell. Biochem., 85: pp. 1−9.
  322. Jaunin F, Visser AE, Cmarko D, Aten JA, Fakan S. Fine structural in situ analysis of nascent DNA movement following DNA replication. (2000) Exp. Cell Res., 260: pp. 313−323.
  323. Jenuwein T, Allis CD. Translating the histone code. (2001) Science, 293: pp. 1074−1080.
  324. Jeppesen P, Turner BM. The inactive x chromosome in female mammals is distinguished by a lack of histone h4 acetylation, a cytogenetic marker for gene expression. (1993) Cell, 74: pp. 281−289.
  325. Jeppesen PG, Bankier AT, Sanders L. Non-histone proteins and the structure of metaphase chromosomes. (1978) Exp. Cell Res., 115: pp. 293−302.
  326. John S, Sabo PJ, Thurman RE, Sung M, Biddie SC, Johnson TA, Hager GL, Stamatoyannopoulos JA. Chromatin accessibility pre-determines glucocorticoid receptor binding patterns. (2011) Nat. Genet., 43: pp. 264−268.
  327. Jolly C, Vourc’h C, Robert-Nicoud M, Morimoto RI. Intron-independent association of splicing factors with active genes. (1999) J. Cell Biol., 145: pp. 1133−1143.
  328. Jones S, Sgouros J. The cohesin complex: sequence homologies, interaction networks and shared motifs. (2001) Genome Biol., 2: p. RESEARCH0009.
  329. Kaitna S, Pasierbek P, Jantsch M, Loidl J, Glotzer M. The aurora b kinase air-2 regulates kinetochores during mitosis and is required for separation of homologous chromosomes during meiosis. (2002) Curr. Biol., 12: pp. 798 812.
  330. Kalandadze AG, Razin SV, Georgiev GP. cloning and analysis of nucleotide sequences permanently attached to nuclear skeleton of DNA fragments. (1988) Dokl. Akad. NaukSSSR, 300: pp. 1001−1005.
  331. Kamakaka RT, Biggins S. Histone variants: deviants?. (2005) Genes Dev., 19: pp. 295−310.
  332. Kanda T, Sullivan KF, Wahl GM. Histone-gfp fusion protein enables sensitive analysis of chromosome dynamics in living mammalian cells. (1998) Curr. Biol., 8: pp. 377−385.
  333. Kas E, Chasin LA. Anchorage of the Chinese hamster dihydrofolate reductase gene to the nuclear scaffold occurs in an intragenic region. (1987) J. Mol. Biol., 198: pp. 677−692.
  334. Kas E, Izaurralde E, Laemmli UK. Specific inhibition of DNA binding to nuclear scaffolds and histone hi by distamycin. the role of oligo (da).oligo (dt) tracts. (1989) J. Mol. Biol., 210: pp. 587−599.
  335. Kas E, Laemmli UK. In vivo topoisomerase II cleavage of the drosophila histone and satellite III repeats: DNA sequence and structural characteristics. (1992) EMBO J., 11: pp. 705−716.
  336. Kas E, Poljak L, Adachi Y, Laemmli UK. A model for chromatin opening: stimulation of topoisomerase II and restriction enzyme cleavage of chromatin by distamycin. (1993) EMBO J., 12: pp. 115−126.
  337. Kato H, Moriwaki K. Factors involved in the production of banded structures in mammalian chromosomes. (1972) Chromosoma, 38: pp. 105−120.
  338. Kaufmann SH, Coffey DS, Shaper JH. Considerations in the isolation of rat liver nuclear matrix, nuclear envelope, and pore complex lamina. (1981) Exp. Cell Res., 132: pp. 105−123.
  339. Kaufmann SH, Shaper JH. A subset of non-histone nuclear proteins re-versibly stabilized by the sulfhydryl cross-linking reagent tetrathionate. polypeptides of the internal nuclear matrix. (1984) Exp. Cell Res., 155: pp. 477−495.
  340. Kaufmann SH, Shaper JH. Association of topoisomerase II with the hepatoma cell nuclear matrix: the role of intermolecular disulfide bond formation. (1991) Exp. Cell Res., 192: pp. 511−523.
  341. Khorasanizadeh S. The nucleosome: from genomic organization to genomic regulation. (2004) Cell, 116: pp. 259−272.
  342. Kim J, Daniel J, Espejo A, Lake A, Krishna M, Xia L, Zhang Y, Bedford MT. Tudor, mbt and chromo domains gauge the degree of lysine methylation. (2006) EMBORep., 7: pp. 397−403.
  343. Kimmins S, Sassone-Corsi P. Chromatin remodelling and epigenetic features of germ cells. (2005) Nature, 434: pp. 583−589.
  344. Kimura H, Cook PR. Kinetics of core histones in living human cells: little exchange of h3 and h4 and some rapid exchange of h2b. (2001) J. Cell Biol., 153: pp. 1341−1353.
  345. Kimura H, Sugaya K, Cook PR. The transcription cycle of RNA polymerase II in living cells. (2002) J. Cell Biol., 159: pp. 777−782.
  346. Kimura K, Hirano T. Atp-dependent positive supercoiling of DNA by 13s condensin: a biochemical implication for chromosome condensation. (1997) Cell, 90: pp. 625−634.
  347. Kimura K, Hirano T. Dual roles of the lis regulatory subcomplex in condensin functions. (2000) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 97: pp. 11 972−11 977.
  348. Kimura K, Rybenkov W, Crisona NJ, Hirano T, Cozzarelli NR. 13s condensin actively reconfigures DNA by introducing global positive writhe: implications for chromosome condensation. (1999) Cell, 98: pp. 239−248.
  349. Kioussis D, Festenstein R. Locus control regions: overcoming hetero-chromatin-induced gene inactivation in mammals. (1997) Curr. Opin. Genet. Dev., 7: pp. 614−619.
  350. Kirov N, Djondjurov L, Tsanev R. Nuclear matrix and transcriptional activity of the mouse alpha-globin gene. (1984) J. Mol. Biol., 180: pp. 601−614.
  351. Kiryanov GI, Manamshjan TA, Polyakov VY, Fais D, Chentsov JS. Levels of granular organization of chromatin fibres. (1976) FEBS Lett., 67: pp. 323−327.
  352. Kiryanov GI, Smirnova TA, Polyakov VYu. Nucleomeric organization of chromatin. (1982) Eur. J. Biochem., 124: pp. 331−338.
  353. Kiryanov GI, Polyakov VY, Chentsov YuS. The levels of structural organization of the chromosomes. (1984). «SSR-Physiochemical biological review». 4: 283−334
  354. Kleinjan DA, van Heyningen V. Long-range control of gene expression: emerging mechanisms and disruption in disease. (2005) Am. J. Hum. Genet., 76: pp. 8−32.
  355. Kohwi-Shigematsu T, Kohwi Y. Torsional stress stabilizes extended base unpairing in suppressor sites flanking immunoglobulin heavy chain enhancer. (1990) Biochemistry, 29: pp. 9551−9560.
  356. Kornberg RD. Chromatin structure: a repeating unit of histones and DNA. (1974) Science, 184: pp. 868−871.
  357. Kornberg RD, Klug A. The nucleosome. (1981) Sci. Am., 244: pp. 52−64.
  358. Koshland D, Strunnikov A. Mitotic chromosome condensation. (1996) Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 12: pp. 305−333.
  359. Krachmarov C, Tasheva B, Markov D, Hancock R, Dessev G. Isolation and characterization of nuclear lamina from ehrlich ascites tumor cells. (1986) J. Cell. Biochem., 30: pp. 351−359.
  360. Kung AL, Sherwood SW, Schimke RT. Cell line-specific differences in the control of cell cycle progression in the absence of mitosis. (1990) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 87: pp. 9553−9557.
  361. G, Sudlow G, Belmont AS. Interphase cell cycle dynamics of a late-replicating, heterochromatic homogeneously staining region: precise choreography of condensation/decondensation and nuclear positioning. (1998) J. Cell Biol., 140: pp. 975−989.
  362. ON MF. Gene action in the x-chromosome of the mouse (mus muscu-lus I.). (1961) Nature, 190: pp. 372−373.
  363. Ma H, Samarabandu J, Devdhar RS, Acharya R, Cheng PC, Meng C, Berezney R. Spatial and temporal dynamics of DNA replication sites in mammalian cells. (1998) J. Cell Biol, 143: pp. 1415−1425.
  364. MacAlpine DM, Rodriguez HK, Bell SR Coordination of replication and transcription along a drosophila chromosome. (2004) Genes Dev., 18: pp. 30 943 105.
  365. MacCallum DE, Losada A, Kobayashi R, Hirano T. Iswi remodeling complexes in xenopus egg extracts: identification as major chromosomal components that are regulated by incenp-aurora b. (2002) Mol. Biol. Cell, 13: pp. 25−39.
  366. Maeshima K, Eltsov M, Laemmli UK. Chromosome structure: improved immunolabeling for electron microscopy. (2005) Chromosoma, 114: pp. 365 375.
  367. Maeshima K, Laemmli UK. A two-step scaffolding model for mitotic chromosome assembly. (2003) Dev. Cell, 4: pp. 467−480.
  368. Mahy NL, Perry PE, Bickmore WA. Gene density and transcription influence the localization of chromatin outside of chromosome territories detectable by fish. (2002) J. Cell Biol., 159: pp. 753−763.
  369. Mahy NL, Perry PE, Gilchrist S, Baldock RA, Bickmore WA. Spatial organization of active and inactive genes and noncoding DNA within chromosome territories. (2002)/. Cell Biol., 157: pp. 579−589.
  370. Manders EM, Stap J, Brakenhoff GJ, van Driel R, Aten JA. Dynamics of three-dimensional replication patterns during the s-phase, analysed by double labelling of DNA and confocal microscopy. (1992) J. Cell. Sci., 103 (Pt 3): pp. 857−862.
  371. Manders EM, Stap J, Strackee J, van Driel R, Aten JA. Dynamic behavior of DNA replication domains. (1996) Exp. Cell Res., 226: pp. 328−335.
  372. Manuelidis L. Individual interphase chromosome domains revealed by in situ hybridization. (1985) Hum. Genet., 71: pp. 288−293.
  373. Manuelidis L. A view of interphase chromosomes. (1990) Science, 250: pp. 1533−1540.
  374. Marko JF. Micromechanical studies of mitotic chromosomes. (2008) Chromosome Res., 16: pp. 469−497.
  375. Marsden MP, Laemmli UK. Metaphase chromosome structure: evidence for a radial loop model. (1979) Cell, 17: pp. 849−858.
  376. Marshall WF, Straight A, Marko JF, Swedlow J, Deraburg A, Belmont A, Murray AW, Agard DA, Sedat JW. Interphase chromosomes undergo constrained diffusional motion in living cells. (1997) Curr. Biol., 7: pp. 930−939.
  377. Maurer-Stroh S, Dickens NJ, Hughes-Davies L, Kouzarides T, Eisenhaber F, Ponting CP. The tudor domain 'royal family': tudor, plant agenet, chromo, pwwp and mbt domains. (2003) Trends Biochem. Sci., 28: pp. 69−74.
  378. Mazzotti G, Gobbi P, Manzoli L, Falconi M. Nuclear morphology during the s phase. (1998) Microsc. Res. Tech., 40: pp. 418−431.
  379. McKay RD. The mechanism of g and c banding in mammalian metaphase chromosomes. (1973) Chromosoma, 44: pp. 1−14.
  380. Melby TE, Ciampaglio CN, Briscoe G, Erickson HP. The symmetrical structure of structural maintenance of chromosomes (smc) and mukb proteins: long, antiparallel coiled coils, folded at a flexible hinge. (1998) J. Cell Biol., 142: pp. 1595−1604.
  381. Memedula S, Belmont AS. Sequential recruitment of hat and swi/snf components to condensed chromatin by vpl6. (2003) Curr. Biol., 13: pp. 241 246.
  382. Meyer BJ. Sex in the wormcounting and compensating x-chromosome dose. (2000) Trends Genet., 16: pp. 247−253.
  383. Mielke C, Kohwi Y, Kohwi-Shigematsu T, Bode J. Hierarchical binding of DNA fragments derived from scaffold-attached regions: correlation of properties in vitro and function in vivo. (1990) Biochemistry, 29: pp. 7475−7485.
  384. Miller M, Kloc M, Reddy B, Eastman E, Dreyer C, Etkin L. Xlgv7: a maternal gene product localized in nuclei of the central nervous system in xenopus laevis. (1989) Genes Dev., 3: pp. 572−583.
  385. Mirkovitch J, Gasser SM, Laemmli UK. Scaffold attachment of DNA loops in metaphase chromosomes. (1988) J. Mol. Biol., 200: pp. 101−109.
  386. Mirkovitch J, Mirault ME, Laemmli UK. Organization of the higherorder chromatin loop: specific DNA attachment sites on nuclear scaffold. (1984) Cell, 39: pp. 223−232.
  387. Misteli T, Caceres JF, Spector DL. The dynamics of a pre-mRNA splicing factor in living cells. (1997) Nature, 387: pp. 523−527.
  388. Mitchell JA, Fraser R Transcription factories are nuclear subcompart-ments that remain in the absence of transcription. (2008) Genes Dev., 22: pp. 20−25.
  389. Moen PTJ, Johnson CV, Byron M, Shopland LS, de la Serna IL, Im-balzano AN, Lawrence JB. Repositioning of muscle-specific genes relative to the periphery of sc-35 domains during skeletal myogenesis. (2004) Mol. Biol. Cell, 15: pp. 197−206.
  390. Mohrmann L, Verrijzer CP. Composition and functional specificity of swi2/snf2 class chromatin remodeling complexes. (2005) Biochim. Biophys. Acta, 1681: pp. 59−73.
  391. Moran R, Darzynkiewicz Z, Staiano-Coico L, Melamed MR. Detection of 5-bromodeoxyuridine (brdurd) incorporation by monoclonal antibodies: role of the DNA denaturation step. (1985) J. Histochem. Cytochem., 33: pp. 821 827.
  392. Morey C, Da Silva NR, Perry P, Biekmore WA. Nuclear reorganisation and chromatin decondensation are conserved, but distinct, mechanisms linked to hox gene activation. (2007) Development, 134: pp. 909−919.
  393. Morgan GT. Lampbrush chromosomes and associated bodies: new insights into principles of nuclear structure and function. (2002) Chromosome Res., 10: pp. 177−200.
  394. MORISHIMA A, GRUMBACH MM, TAYLOR JH. Asynchronous duplication of human chromosomes and the origin of sex chromatin. (1962) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 48: pp. 756−763.
  395. Morishita J, Matsusaka T, Goshima G, Nakamura T, Tatebe H, Yanagida M. Birl/cutl7 moving from chromosome to spindle upon the loss of cohesion is required for condensation, spindle elongation and repair. (2001) Genes Cells, 6: pp. 743−763.
  396. Mullenders LH, van Zeeland AA, Natarajan AT. Comparison of DNA loop size and super-coiled domain size in human cells. (1983) Mutat. Res., 112: pp. 245−252.
  397. Muller WG, Rieder D, Kreth G, Cremer C, Trajanoski Z, McNally JG. Generic features of tertiary chromatin structure as detected in natural chromosomes. (2004) Mol. Cell. Biol, 24: pp. 9359−9370.
  398. Muller WG, Walker D, Hager GL, McNally JG. Large-scale chromatin decondensation and recondensation regulated by transcription from a natural promoter. (2001)/. Cell Biol, 154: pp. 33−48.
  399. Mullinger AM, Johnson RT. The organization of supercoiled DNA from human chromosomes. (1979) J. Cell Sci., 38: pp. 369−389.
  400. Mullinger AM, Johnson RT. Packing DNA into chromosomes. (1980) J. Cell. Sci., 46: pp. 61−86.
  401. Miinkel C, Eils R, Dietzel S, Zink D, Mehring C, Wedemann G, Cremer T, Langowski J. Compartmentalization of interphase chromosomes observed in simulation and experiment. (1999) J. Mol Biol., 285: pp. 1053−1065.
  402. Musio A, Mariani T, Frediani C, Sbrana I, Ascoli C. Longitudinal patterns similar to g-banding in untreated human chromosomes: evidence from atomic force microscopy. (1994) Chromosoma, 103: pp. 225−229.
  403. Nakamura H, Morita T, Sato C. Structural organizations of replicon domains during DNA synthetic phase in the mammalian nucleus. (1986) Exp. Cell Res., 165: pp. 291−297.
  404. Nakane M, Ide T, Anzai K, Ohara S, Andoh T. Supercoiled DNA folded by nonhistone proteins in cultured mouse carcinoma cells. (1978) J Biochem, 84: pp. 145−157.
  405. Nakayama J, Rice JC, Strahl BD, Allis CD, Grewal SI. Role of histone h3 lysine 9 methylation in epigenetic control of heterochromatin assembly. (2001) Science, 292: pp. 110−113.
  406. Nakayasu H, Berezney R. Mapping replicational sites in the eucaryotic cell nucleus. (1989)/. Cell Biol, 108: pp. 1−11.
  407. Nasedkina TV, Slesinger SI. The structure of partly decondensed metaphase chromosomes. (1982) Chromosoma, 86: pp. 239−249.
  408. Nasmyth K. Disseminating the genome: joining, resolving, and separating sister chromatids during mitosis and meiosis. (2001) Annu. Rev. Genet., 35: pp. 673−745.
  409. Neuwald AF, Hirano T. Heat repeats associated with condensins, cohes-ins, and other complexes involved in chromosome-related functions. (2000) Genome Res., 10: pp. 1445−1452.
  410. Nguyen VT, Giannoni F, Dubois MF, Seo SJ, Vigneron M, Kedinger C, Bensaude O. In vivo degradation of RNA polymerase II largest subunit triggered by alpha-amanitin. (1996) Nucleic Acids Res., 24: pp. 2924−2929.
  411. Nowak SJ, Corces VG. Phosphorylation of histone h3: a balancing act between chromosome condensation and transcriptional activation. (2004) Trends Genet., 20: pp. 214−220.
  412. Nye AC, Rajendran RR, Stenoien DL, Mancini MA, Katzenellenbogen BS, Belmont AS. Alteration of large-scale chromatin structure by estrogen receptor. (2002) Mol. Cell. Biol., 22: pp. 3437−3449.
  413. O’Keefe RT, Henderson SC, Spector DL. Dynamic organization of DNA replication in mammalian cell nuclei: spatially and temporally defined replication of chromosome-specific alpha-satellite DNA sequences. (1992) J. Cell Biol., 116: pp. 1095−1110.
  414. O’Neill LP, Randall TE, Lavender J, Spotswood HT, Lee JT, Turner BM. X-linked genes in female embryonic stem cells carry an epigenetic mark prior to the onset of x inactivation. (2003) Hum. Mol. Genet., 12: pp. 1783−1790.
  415. Obi FO, Ryan AJ, Billett MA. Preferential binding of the carcinogen benzoa. pyrene to DNA in active chromatin and the nuclear matrix. (1986) Carcinogenesis, 7: pp. 907−913.
  416. Ohnuki Y. Structure of chromosomes, i. morphological studies of the spiral structure of human somatic chromosomes. (1968) Chromosoma, 25: pp. 402−428.
  417. Okada TA, Comings DE. Higher order structure of chromosomes. (1979) Chromosoma, 72: pp. 1−14.
  418. Okada TA, Comings DE. A search for protein cores in chromosomes: is the scaffold an artifact?. (1980) Am. J. Hum. Genet., 32: pp. 814−832.
  419. Olins AL, Olins DE. Spheroid chromatin units (v bodies). (1974) Science, 183: pp. 330−332.
  420. Olins AL, Olins DE, Bazett-Jones DP. Balbiani ring hnrnp substructure visualized by selective staining and electron spectroscopic imaging. (1992) J. Cell Biol, ill: pp. 483−491.
  421. Olins AL, Olins DE, Levy HA, Durfee RC, Margie SM, Tinnel EP. DNA compaction during intense transcription measured by electron microscope tomography. (1986) Eur. J. Cell Biol, 40: pp. 105−110.
  422. Ono T, Fang Y, Spector DL, Hirano T. Spatial and temporal regulation of condensins I and II in mitotic chromosome assembly in human cells. (2004) Mol Biol Cell, 15: pp. 3296−3308.
  423. Ono T, Losada A, Hirano M, Myers MP, Neuwald AF, Hirano T. Differential contributions of condensin I and condensin II to mitotic chromosome architecture in vertebrate cells. (2003) Cell, 115: pp. 109−121.
  424. Opstelten RJ, Clement JM, Wanka F. Direct repeats at nuclear matrix-associated DNA regions and their putative control function in the replicating eukaryotic genome. (1989) Chromosoma, 98: pp. 422−427.
  425. Osborne CS, Chakalova L, Brown KE, Carter D, Horton A, Debrand E, Goyenechea B, Mitchell JA, Lopes S, Reik W et al. Active genes dynamically colocalize to shared sites of ongoing transcription. (2004) Nat. Genet., 36: pp. 1065−1071.
  426. Osborne CS, Chakalova L, Mitchell JA, Horton A, Wood AL, Bolland DJ, Corcoran AE, Fraser P. Myc dynamically and preferentially relocates to a transcription factory occupied by igh. (2007) PLoSBiol, 5: p. el92.
  427. Oudet P, Gross-Bellard M, Chambon P. Electron microscopic and biochemical evidence that chromatin structure is a repeating unit. (1975) Cell, 4: pp. 281−300.
  428. Ouspenski II, Cabello OA, Brinkley BR. Chromosome condensation factor brnlp is required for chromatid separation in mitosis. (2000) Mol. Biol. Cell, 11: pp. 1305−1313.
  429. Panizza S, Tanaka T, Hochwagen A, Eisenhaber F, Nasmyth K. Pds5 cooperates with cohesin in maintaining sister chromatid cohesion. (2000) Curr. Biol., 10: pp. 1557−1564.
  430. Parada L, Misteli T. Chromosome positioning in the interphase nucleus. (2002) Trends Cell Biol., 12: pp. 425−432.
  431. Parada LA, Sotiriou S, Misteli T. Spatial genome organization. (2004) Exp. Cell Res., 296: pp. 64−70.
  432. Patel S, Novikova N, Beenders B, Austin C, Bellini M. Live images of RNA polymerase II transcription units. (2008) Chromosome Res., 16: pp. 223 232.
  433. Paulson JR. Scaffold morphology in histone-depleted hela metaphase chromosomes. (1989) Chromosoma, 97: pp. 289−295.
  434. Paulson JR, Laemmli UK. The structure of histone-depleted metaphase chromosomes. (1977) Cell, 12: pp. 817−828.
  435. Paulson JR, Langmore JP. Low angle x-ray diffraction studies of hela metaphase chromosomes: effects of histone phosphorylation and chromosome isolation procedure. (1983)7. Cell Biol., 96: pp. 1132−1137.
  436. Perumal SK, Yue H, Hu Z, Spiering MM, Benkovic SJ. Single-molecule studies of DNA replisome function. (2010) Biochim. Biophys. Acta, 1804: pp. 1094−1112.
  437. Petersen J, Hagan IM. S. pombe aurora kinase/survivin is required for chromosome condensation and the spindle checkpoint attachment response. (2003) Curr. Biol., 13: pp. 590−597.
  438. Phi-Van L, Stratling WH. Dissection of the ability of the chicken lyso-zyme gene 5' matrix attachment region to stimulate transgene expression and to dampen position effects. (1996) Biochemistry, 35: pp. 10 735−10 742.
  439. Philimonenko AA, Hodny Z, Jackson DA, Hozak P. The microarchitecture of DNA replication domains. (2006) Histochem. Cell Biol, 125: pp. 103 117.
  440. Philimonenko AA, Jackson DA, Hodny Z, Janacek J, Cook PR, Hozak P. Dynamics of DNA replication: an ultrastructural study. (2004) J. Struct. Biol., 148: pp. 279−289.
  441. Pienta KJ, Coffey DS. A structural analysis of the role of the nuclear matrix and DNA loops in the organization of the nucleus and chromosome. (1984) J. Cell Set Suppl., 1: pp. 123−135.
  442. Pixton JL, Belmont AS. Newvision: a program for interactive navigation and analysis of multiple 3-d data sets using coordinated virtual cameras. (1996) J. Struct. Biol., 116: pp. 77−85.
  443. Planas-Silva MD, Means AR. Expression of a constitutive form of calci-um/calmodulin dependent protein kinase II leads to arrest of the cell cycle in g2. (1992) EMBO J., 11: pp. 507−517.
  444. Plath K, Fang J, Mlynarczyk-Evans SK, Cao R, Worringer KA, Wang H, de la Cruz CC, Otte AP, Panning B, Zhang Y. Role of histone h3 lysine 27 methylation in x inactivation. (2003) Science, 300: pp. 131−135.
  445. Poirier M, Eroglu S, Chatenay D, Marko JF. Reversible and irreversible unfolding of mitotic newt chromosomes by applied force. (2000) Mol. Biol. Cell, 11: pp. 269−276.
  446. Poirier MG, Marko JF. Mitotic chromosomes are chromatin networks without a mechanically contiguous protein scaffold. (2002) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 99: pp. 15 393−15 397.
  447. Poirier MG, Marko JF. Micromechanical studies of mitotic chromosomes. (2003) Curr. Top. Dev. Biol., 55: pp. 75−141.
  448. Pombo A. Advances in imaging the interphase nucleus using thin cryo-sections. (2007) Histochem. Cell Biol., 128: pp. 97−104.
  449. Pombo A, Hollinshead M, Cook PR. Bridging the resolution gap: imaging the same transcription factories in cryosections by light and electron microscopy. (1999)/. Histochem. Cytochem., 47: pp. 471−480.
  450. Price DH. Poised polymerases: on your mark. get set.go! (2008) Mol. Cell, 30: pp. 7−10.
  451. Prigent C, Dimitrov S. Phosphorylation of serine 10 in histone h3, what for?. (2003) J. Cell. Sci., 116: pp. 3677−3685.
  452. Prusov AN, Polyakov VYu, Zatsepina OV, Chentsov YuS, Fais D. Rosette-like structures from nuclei with condensed (chromomeric) chromatin but not from nuclei with diffuse (nucleomeric or nucleosomic) chromatin. (1983) Cell Biol. Int. Rep., 7: pp. 849−858.
  453. Puck TT, Johnson R. DNA exposure and condensation in the x and 21 chromosomes. (1996) Stem Cells, 14: pp. 548−557.
  454. Pullirsch D, Hartel R, Kishimoto H, Leeb M, Steiner G, Wutz A. The trithorax group protein ash21 and saf-a are recruited to the inactive x chromosome at the onset of stable x inactivation. (2010) Development, 137: pp. 935 943.
  455. Ragoczy T, Telling A, Sawado T, Groudine M, Kosak ST. A genetic analysis of chromosome territory looping: diverse roles for distal regulatory elements. (2003) Chromosome Res., 11: pp. 513−525.
  456. Rattner JB, Hamkalo BA. Nucleosome packing in interphase chromatin. (1979) J. Cell Biol., 81: pp. 453−457.
  457. Rattner JB, Lin CC. Radial loops and helical coils coexist in metaphase chromosomes. (1985) Cell, 42: pp. 291−296.
  458. Razin SV, Iarovaia OV. association of transcription-active DNA fraction with the nuclear skeleton is altered during incubation of nuclei in solutions of low ionic strength. (1986) Mol. Biol. (Most), 20: pp. 646−655.
  459. Razin SV, Mantieva VL, Georgiev GP. The similarity of DNA sequences remaining bound to scaffold upon nuclease treatment of interphase nuclei and metaphase chromosomes. (1979) Nucleic Acids Res., 7: pp. 1713−1735.
  460. Razin SV, Vassetzky YS, Hancock R. Nuclear matrix attachment regions and topoisomerase II binding and reaction sites in the vicinity of a chicken DNA replication origin. (1991) Biochem. Biophys. Res. Commun., 177: pp. 265−270.
  461. Reeves R, Nissen MS. The a. t-DNA-binding domain of mammalian high mobility group i chromosomal proteins, a novel peptide motif for recognizing DNA structure. (1990) J. Biol. Chem., 265: pp. 8573−8582.
  462. Reichenzeller M, Burzlaff A, Lichter P, Herrmann H. In vivo observation of a nuclear channel-like system: evidence for a distinct interchromosomal domain compartment in interphase cells. (2000) J. Struct. Biol., 129: pp. 175−185.
  463. Renz M, Nehls P, Hozier J. Involvement of histone hi in the organization of the chromosome fiber. (1977) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 74: pp. 18 791 883.
  464. Rieder CL, Palazzo RE. Colcemid and the mitotic cycle. (1992) J. Cell. Sci., 102 (Pt 3): pp. 387−392.
  465. Roberge M, Dahmus ME, Bradbury EM. Chromosomal loop/nuclear matrix organization of transcriptionally active and inactive RNA polymerases in hela nuclei. (1988) J. Mol. Biol., 201: pp. 545−555.
  466. Robinett CC, Straight A, Li G, Willhelm C, Sudlow G, Murray A, Belmont AS. In vivo localization of DNA sequences and visualization of large-scale chromatin organization using lac operator/repressor recognition. (1996) J. Cell Biol, 135: pp. 1685−1700.
  467. Rodman TC. Human chromosome banding by feulgen stain aids in localizing classes of chromatin. (1974) Science, 184: pp. 171−173.
  468. Romig H, Fackelmayer FO, Renz A, Ramsperger U, Richter A. Characterization of saf-a, a novel nuclear DNA binding protein from hela cells withhigh affinity for nuclear matrix/scaffold attachment DNA elements. (1992) EMBOJ., 11: pp. 3431−3440.
  469. Romig H, Ruff J, Fackelmayer FO, Patil MS, Richter A. Characterisation of two intronic nuclear-matrix-attachment regions in the human DNA topoisomerase i gene. (1994) Eur. J. Biochem., 221: pp. 411−419.
  470. Ronne M, Stefanova V, Di Berardino D, Strandby Poulsen B. The r-ban-ded karyotype of the domestic pig (sus scrofa domestica 1.). (1987) Hereditas, 106: pp. 219−231.
  471. Roth SY, Allis CD. Histone acetylation and chromatin assembly: a single escort, multiple dances?. (1996) Cell, 87: pp. 5−8.
  472. Saccone S, De Sario A, Delia Valle G, Bernardi G. The highest gene concentrations in the human genome are in telomeric bands of metaphase chromosomes. (1992) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 89: pp. 4913−4917.
  473. Sadoni N, Cardoso MC, Stelzer EHK, Leonhardt H, Zink D. Stable chromosomal units determine the spatial and temporal organization of DNA replication. (2004) J. Cell. Sci., 117: pp. 5353−5365.
  474. Sadoni N, Langer S, Fauth C, Bernardi G, Cremer T, Turner BM, Zink D. Nuclear organization of mammalian genomes, polar chromosome territories build up functionally distinct higher order compartments. (1999) J. Cell Biol., 146: pp. 1211−1226.
  475. Sadoni N, Zink D. Nascent RNA synthesis in the context of chromatin architecture. (2004) Chromosome Res., 12: pp. 439−451.
  476. Saijo M, Enomoto T, Hanaoka F, Ui M. Purification and characterization of type II DNA topoisomerase from mouse fm3a cells: phosphorylation of topoisomerase II and modification of its activity. (1990) Biochemistry, 29: pp. 583−590.
  477. Saitoh Y, Laemmli UK. Metaphase chromosome structure: bands arise from a differential folding path of the highly at-rich scaffold. (1994) Cell, 76: pp. 609−622.
  478. Saka Y, Sutani T, Yamashita Y, Saitoh S, Takeuchi M, Nakaseko Y, Yanagida M. Fission yeast cut3 and cut 14, members of a ubiquitous protein family, are required for chromosome condensation and segregation in mitosis. (1994) EMBOJ., 13: pp. 4938−4952.
  479. Sakaguchi A, Kikuchi A. Functional compatibility between isoform alpha and beta of type II DNA topoisomerase. (2004) J. Cell. Sci., 117: pp. 10 471 054.
  480. Satya-Prakash KL, Hsu TC, Pathak S. Behavior of the chromosome core in mitosis and meiosis. (1980) Chromosoma, 81: pp. 1−8.
  481. Sauve DM, Anderson HJ, Ray JM, James WM, Roberge M. Phos-phorylation-induced rearrangement of the histone h3 nh2-terminal domain during mitotic chromosome condensation. (1999) J. Cell Biol, 145: pp. 225−235.
  482. Sawidou E, Cobbe N, Steffensen S, Cotterill S, Heck MMS. Drosophila cap-d2 is required for condensin complex stability and resolution of sister chromatids. (2005) J. Cell Sci., 118: pp. 2529−2543.
  483. Schalch T, Duda S, Sargent DF, Richmond TJ. X-ray structure of a tetra-nucleosome and its implications for the chromatin fibre. (2005) Nature, 436: pp. 138−141.
  484. Schardin M, Cremer T, Hager HD, Lang M. Specific staining of human chromosomes in Chinese hamster x man hybrid cell lines demonstrates interphase chromosome territories. (1985) Hum. Genet., 71: pp. 281−287.
  485. Schermelleh L, Carlton PM, Haase S, Shao L, Winoto L, Kner P, Burke B, Cardoso MC, Agard DA, Gustafsson MGL et al. Subdiffraction multicolorimaging of the nuclear periphery with 3d structured illumination microscopy. (2008) Science, 320: pp. 1332−1336.
  486. Schilling LJ, Farnham PJ. The bidirectionally transcribed dihydrofolate reductase and rep-3a promoters are growth regulated by distinct mechanisms. (1995) Cell Growth Differ., 6: pp. 541−548.
  487. Schmidt-Zachmann MS, Hiigle B, Scheer U, Franke WW. Identification and localization of a novel nucleolar protein of high molecular weight by a monoclonal antibody. (1984) Exp. Cell Res., 153: pp. 327−346.
  488. Schmidt-Zachmann MS, Hugle-Dorr B, Franke WW. A constitutive nucleolar protein identified as a member of the nucleoplasmin family. (1987) EMBOJ., 6: pp. 1881−1890.
  489. Schmiesing JA, Ball ARJ, Gregson HC, Alderton JM, Zhou S, Yokomori K. Identification of two distinct human smc protein complexes involved in mitotic chromosome dynamics. (1998) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 95: pp. 12 906−12 911.
  490. Schneider R, Grosschedl R. Dynamics and interplay of nuclear architecture, genome organization, and gene expression. (2007) Genes Dev., 21: pp. 3027−3043.
  491. Schiibeler D, Francastel C, Cimbora DM, Reik A, Martin DI, Groudine M. Nuclear localization and histone acetylation: a pathway for chromatin opening and transcriptional activation of the human beta-globin locus. (2000) Genes Dev., 14: pp. 940−950.
  492. Seabright M. A rapid banding technique for human chromosomes. (1971) Lancet, 2: pp. 971−972.
  493. Serra JA. Contribution to a physiological interpretation of mitosis and meiosis. II. The prophasic appearing of the spiralization. (1947) Portugaliae Acta Biol. 2: pp. 45−90
  494. Shopland LS, Johnson CV, Byron M, McNeil J, Lawrence JB. Clustering of multiple specific genes and gene-rich r-bands around sc-35 domains: evidence for local euchromatic neighborhoods. (2003) J. Cell Biol., 162: pp. 981 990.
  495. Siddiqui NU, Stronghill PE, Dengler RE, Hasenkampf CA, Riggs CD. Mutations in arabidopsis condensin genes disrupt embryogenesis, meristem organization and segregation of homologous chromosomes during meiosis. (2003) Development, 130: pp. 3283−3295.
  496. Simonis M, Klous P, Splinter E, Moshkin Y, Willemsen R, de Wit E, van Steensel B, de Laat W. Nuclear organization of active and inactive chromatin domains uncovered by chromosome conformation capture-on-chip (4c). (2006) Nat. Genet., 38: pp. 1348−1354.
  497. Sinclair P, Bian Q, Plutz M, Heard E, Belmont AS. Dynamic plasticity of large-scale chromatin structure revealed by self-assembly of engineered chromosome regions. (2010) J. Cell Biol., 190: pp. 761−776.
  498. Smith HC, Berezney R. DNA polymerase alpha is tightly bound to the nuclear matrix of actively replicating liver. (1980) Biochem. Biophys. Res. Commun., 97: pp. 1541−1547.
  499. Smith HC, Berezney R. Nuclear matrix-bound deoxyribonucleic acid synthesis: an in vitro system. (1982) Biochemistry, 21: pp. 6751−6761.
  500. Smith KP, Byron M, Johnson C, Xing Y, Lawrence JB. Defining early steps in mRNA transport: mutant mRNA in myotonic dystrophy type i is blocked at entry into sc-35 domains. (2007)/. Cell Biol., 178: pp. 951−964.
  501. Smith KP, Moen PT, Wydner KL, Coleman JR, Lawrence JB. Processing of endogenous pre-mRNAs in association with sc-35 domains is gene specific. (1999)/. Cell Biol., 144: pp. 617−629.
  502. Somma MP, Fasulo B, Siriaco G, Cenci G. Chromosome condensation defects in barren RNA-interfered drosophila cells. (2003) Genetics, 165: pp. 1607−1611.
  503. Sonnenbichler J. Substructures of chromosomes. (1969) Nature, 223: pp. 205−206.
  504. SPARVOLI E, GAY H, KAUFMANN BP. Number and pattern of association of chromonemata in the chromosomes of tradescantia. (1965) Chromo-soma, 16: pp. 415−435.
  505. Sparvoli E, Levi M, Rossi E. Replicon clusters may form structurally stable complexes of chromatin and chromosomes. (1994) J. Cell. Sci., 107 (Pt 11): pp. 3097−3103.
  506. Spector DL. The dynamics of chromosome organization and gene regulation. (2003) Annu. Rev. Biochem., 72: pp. 573−608.
  507. Sperry AO, Blasquez VC, Garrard WT. Dysfunction of chromosomal loop attachment sites: illegitimate recombination linked to matrix association regions and topoisomerase II. (1989) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 86: pp. 5497−5501.
  508. Spilianakis CG, Lalioti MD, Town T, Lee GR, Flavell RA. Interchromo-somal associations between alternatively expressed loci. (2005) Nature, 435: pp. 637−645.
  509. Sporbert A, Gahl A, Ankerhold R, Leonhardt H, Cardoso MC. DNA polymerase clamp shows little turnover at established replication sites but sequential de novo assembly at adjacent origin clusters. (2002) Mol. Cell, 10: pp. 1355−1365.
  510. Spring H, Franke WW. Transcriptionally active chromatin in loops of lampbrush chromosomes at physiological salt concentrations as revealed by electron microscopy of sections. (1981) Eur. J. Cell Biol., 24: pp. 298−308.
  511. Stack SM, Anderson LK. A model for chromosome structure during the mitotic and meiotic cell cycles. (2001) Chromosome Res., 9: pp. 175−198.
  512. Stear JH, Roth MB. Characterization of hcp-6, a c. elegans protein required to prevent chromosome twisting and merotelic attachment. (2002) Genes Dev., 16: pp. 1498−1508.
  513. Steen RL, Cubizolles F, Le Guellec K, Collas R A kinase-anchoring protein (akap)95 recruits human chromosome-associated protein (hcap)-d2/eg7 for chromosome condensation in mitotic extract. (2000) J. Cell Biol., 149: pp. 531 536.
  514. Steffensen S, Coelho PA, Cobbe N, Vass S, Costa M, Hassan B, Proko-penko SN, Bellen H, Heck MM, Sunkel CE. A role for drosophila smc4 in the resolution of sister chromatids in mitosis. (2001) Curr. Biol., 11: pp. 295−307.
  515. Stief A, Winter DM, Stratling WH, Sippel AE. A nuclear DNA attachment element mediates elevated and position-independent gene activity. (1989) Nature, 341: pp. 343−345.
  516. Straub T, Becker PB. Dosage compensation: the beginning and end of generalization. (2007) Nat. Rev. Genet., 8: pp. 47−57.
  517. Stray JE, Lindsley JE. Biochemical analysis of the yeast condensin smc2/4 complex: an atpase that promotes knotting of circular DNA. (2003) J. Biol. Chem., 278: pp. 26 238−26 248.
  518. Strick R, Strissel PL, Gavrilov K, Levi-Setti R. Cation-chromatin binding as shown by ion microscopy is essential for the structural integrity of chromosomes. (2001)/. Cell Biol., 155: pp. 899−910.
  519. Strukov YG, Belmont AS. Mitotic chromosome structure: reproducibility of folding and symmetry between sister chromatids. (2009) Biophys. J., 96: pp. 1617−1628.
  520. Strukov YG, Sural TH, Kuroda MI, Sedat JW. Evidence of activity-specific, radial organization of mitotic chromosomes in drosophila. (2011) PLoS Biol., 9: p. el000574.
  521. Strukov YG, Wang Y, Belmont AS. Engineered chromosome regions with altered sequence composition demonstrate hierarchical large-scale folding within metaphase chromosomes. (2003) J. Cell Biol., 162: pp. 23−35.
  522. Strunnikov AV, Jessberger R. Structural maintenance of chromosomes (smc) proteins: conserved molecular properties for multiple biological functions. (1999) Eur. J. Biochem., 263: pp. 6−13.
  523. Strunnikov AV, Kingsbury J, Koshland D. Cep3 encodes a centromere protein of saccharomyces cerevisiae. (1995) J. Cell Biol., 128: pp. 749−760.
  524. Stubblefield E. Chromosome bands and the subunit structure of Chinese hamster metaphase chromosomes. (1980) Cytogenet. Cell Genet., 26: pp. 191 198.
  525. Stuurman N, Floore A, Colen A, de Jong L, van Driel R. Stabilization of the nuclear matrix by disulfide bridges: identification of matrix polypeptides that form disulfides. (1992) Exp. Cell Res., 200: pp. 285−294.
  526. Sullivan BA, Bickmore WA. Unusual chromosome architecture and behaviour at an hsr. (2000) Chromosoma, 109: pp. 181−189.
  527. Sumara I, Vorlaufer E, Gieffers C, Peters BH, Peters JM. Characterization of vertebrate cohesin complexes and their regulation in prophase. (2000) J. Cell Biol., 151: pp. 749−762.
  528. Sumara I, Vorlaufer E, Stukenberg PT, Keim O, Redemann N, Nigg EA, Peters J. The dissociation of cohesin from chromosomes in prophase is regulated by polo-like kinase. (2002) Mol. Cell, 9: pp. 515−525.
  529. Sumner AT. Functional aspects of the longitudinal differentiation of chromosomes. (1994) Eur JHistochem, 38: pp. 91−109.
  530. Surana U, Amon A, Dowzer C, McGrew J, Byers B, Nasmyth K. Destruction of the cdc28/clb mitotic kinase is not required for the metaphase to anaphase transition in budding yeast. (1993) EMBOJ., 12: pp. 1969−1978.
  531. Sutani T, Yanagida M. DNA renaturation activity of the smc complex implicated in chromosome condensation. (1997) Nature, 388: pp. 798−801.
  532. Sutani T, Yuasa T, Tomonaga T, Dohmae N, Takio K, Yanagida M. Fission yeast condensin complex: essential roles of non-smc subunits for condensation and cdc2 phosphorylation of cut3/smc4. (1999) Genes Dev., 13: pp. 22 712 283.
  533. Swann K, Whitaker M. The part played by inositol trisphosphate and calcium in the propagation of the fertilization wave in sea urchin eggs. (1986) J. Cell Biol., 103: pp. 2333−2342.
  534. Swedlow JR, Hirano T. The making of the mitotic chromosome: modern insights into classical questions. (2003) Mol. Cell, 11: pp. 557−569.
  535. Swedlow JR, Sedat JW, Agard DA. Multiple chromosomal populations of topoisomerase II detected in vivo by time-lapse, three-dimensional wide-field microscopy. (1993) Cell, 73: pp. 97−108.
  536. Taddei A, Hediger F, Neumann FR, Gasser SM. The function of nuclear architecture: a genetic approach. (2004)Annu. Rev. Genet., 38: pp. 305−345.
  537. Tavormina PA, Come M, Hudson JR, Mo Y, Beck WT, Gorbsky GJ. Rapid exchange of mammalian topoisomerase II alpha at kinetochores and chromosome arms in mitosis. (2002) J. Cell Biol., 158: pp. 23−29.
  538. Testillano PS, Sanchez-Pina MA, Olmedilla A, Ollacarizqueta MA, Tandler CJ, Risueno MC. A specific ultrastructural method to reveal DNA: the nama-ur. (1991)/. Histochem. Cytochem., 39: pp. 1427−1438.
  539. Thiry M, Dombrowicz D. Anti-bromodeoxyuridine monoclonal antibody: an alternative tool for the identification of replicated DNA at the electron microscope level. (1988) Biol. Cell, 62: pp. 99−102.
  540. Thoma F, Koller T. Influence of histone hi on chromatin structure. (1977) Cell, 12: pp. 101−107.
  541. Thoma F, Koller T, Klug A. Involvement of histone hi in the organization of the nucleosome and of the salt-dependent superstructures of chromatin. (1979)/. Cell Biol., 83: pp. 403−427.
  542. Tobey RA, Crissman HA. Preparation of large quantities of synchronized mammalian cells in late gl in the pre-DNA replicative phase of the cell cycle. (1972) Exp. Cell Res., 75: pp. 460−464.
  543. Tobey RA, Oishi N, Crissman HA. Cell cycle synchronization: reversible induction of g2 synchrony in cultured rodent and human diploid fibroblasts. (1990) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 87: pp. 5104−5108.
  544. Tolhuis B, Palstra RJ, Splinter E, Grosveld F, de Laat W. Looping and interaction between hypersensitive sites in the active beta-globin locus. (2002) Mol. Cell, 10: pp. 1453−1465.
  545. Toth A, Ciosk R, Uhlmann F, Galova M, Schleiffer A, Nasmyth K. Yeast cohesin complex requires a conserved protein, ecolp (ctf7), to establish cohesionbetween sister chromatids during DNA replication. (1999) Genes Dev., 13: pp. 320−333.
  546. Towbin H, Staehelin T, Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from poly aery lamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. (1979) Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 76: pp. 4350−4354.
  547. Trask BJ, Allen S, Massa H, Fertitta A, Sachs R, van den Engh G, Wu M. Studies of metaphase and interphase chromosomes using fluorescence in situ hybridization. (1993) Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 58: pp. 767−775.
  548. Trojer P, Reinberg D. Facultative heterochromatin: is there a distinctive molecular signature?. (2007) Mol. Cell, 28: pp. 1−13.
  549. Tsukiyama T, Daniel C, Tamkun J, Wu C. Iswi, a member of the swi2/snf2 atpase family, encodes the 140 kda subunit of the nucleosome remodeling factor. (1995) Cell, 83: pp. 1021−1026.
  550. Tsutsui K, Tsutsui K, Okada S, Watarai S, Seki S, Yasuda T, Shohmori T. Identification and characterization of a nuclear scaffold protein that binds the matrix attachment region DNA. (1993) J. Biol. Chem., 268: pp. 12 886−12 894.
  551. Tumbar T, Belmont AS. Interphase movements of a DNA chromosome region modulated by vpl6 transcriptional activator. (2001) Nat. Cell Biol., 3: pp. 134−139.
  552. Tumbar T, Sudlow G, Belmont AS. Large-scale chromatin unfolding and remodeling induced by vpl6 acidic activation domain. (1999) J. Cell Biol., 145: pp. 1341−1354.
  553. Udvardy A, Schedl P, Sander M, Hsieh TS. Novel partitioning of DNA cleavage sites for drosophila topoisomerase II. (1985) Cell, 40: pp. 933−941.
  554. Uemura T, Ohkura H, Adachi Y, Morino K, Shiozaki K, Yanagida M. DNA topoisomerase II is required for condensation and separation of mitotic chromosomes in s. pombe. (1987) Cell, 50: pp. 917−925.
  555. Uhlmann F. Chromosome condensation: packaging the genome. (2001) Curr. Biol., 11: p. R384−7.
  556. Uhlmann F. Cell biology: keeping the genome in shape. (2002) Nature, 417: pp. 135−136.
  557. Urlaub G, Mitchell PJ, Kas E, Chasin LA, Funanage VL, Myoda TT, Hamlin J. Effect of gamma rays at the dihydrofolate reductase locus: deletions and inversions. (1986) Somat. Cell Mol. Genet., 12: pp. 555−566.
  558. Uzbekov R, Chartrain I, Philippe M, Arlot-Bonnemains Y. Cell cycle analysis and synchronization of the xenopus cell line xl2. (1998) Exp. Cell Res., 242: pp. 60−68.
  559. Uzbekov R, Prigent C, Arlot-Bonnemains Y. Cell cycle analysis and synchronization of the xenopus laevis xl2 cell line: study of the kinesin related protein xleg5. (1999) Microsc. Res. Tech., 45: pp. 31−42.
  560. Valenzuela L, Kamakaka RT. Chromatin insulators. (2006) Annu. Rev. Genet., 40: pp. 107−138.
  561. Varga-Weisz PD, Wilm M, Bonte E, Dumas K, Mann M, Becker PB. Chromatin-remodelling factor chrac contains the atpases iswi and topoisomerase II. (1997) Nature, 388: pp. 598−602.
  562. Vazquez J, Belmont AS, Sedat JW. Multiple regimes of constrained chromosome motion are regulated in the interphase drosophila nucleus. (2001) Curr. Biol., 11: pp. 1227−1239.
  563. Verschure PJ, van der Kraan I, de Leeuw W, van der Vlag J, Carpenter AE, Belmont AS, van Driel R. In vivo hpl targeting causes large-scale chromatin condensation and enhanced histone lysine methylation. (2005) Mol. Cell. Biol., 25: pp. 4552−4564.
  564. Verschure PJ, van Der Kraan I, Manders EM, van Driel R. Spatial relationship between transcription sites and chromosome territories. (1999) J. Cell Biol., 147: pp. 13−24.
  565. Verschure PJ, van der Kraan I, Manders EMM, Hoogstraten D, Hout-smuller AB, van Driel R. Condensed chromatin domains in the mammalian nucleus are accessible to large macromolecules. (2003) EMBO Rep., 4: pp. 861 866.
  566. Visser AE, Jaunin F, Fakan S, Aten JA. High resolution analysis of interphase chromosome domains. (2000) J. Cell. Sci., 113 (Pt 14): pp. 25 852 593.
  567. Vogel W, Autenrieth M, Speit G. Detection of bromodeoxyuridine-incor-poration in mammalian chromosomes by a bromodeoxyuridine-antibody. i. demonstration of replication patterns. (1986) Hum. Genet., 72: pp. 129−132.
  568. Vogelstein B, Pardoll DM, Coffey DS. Supercoiled loops and eucaryotic DNA replicaton. (1980) Cell, 22: pp. 79−85.
  569. Wallace JA, Felsenfeld G. We gather together: insulators and genome organization. (2007) Curr. Opin. Genet. Dev., 17: pp. 400−407.
  570. Wallace RA, Jared DW, Dumont JN, Sega MW. Protein incorporation by isolated amphibian oocytes. III. Optimum incubation conditions. (1973) J. Exp. Zool., 184: pp. 321−333.
  571. Wansink DG, Schul W, van der Kraan I, van Steensel B, van Driel R, de Jong L. Fluorescent labeling of nascent RNA reveals transcription by RNA polymerase II in domains scattered throughout the nucleus. (1993) J. Cell Biol., 122: pp. 283−293.
  572. Watrin E, Cubizolles F, Osborne HB, Le Guellec K, Legagneux V. Expression and functional dynamics of the XCAP-D2 condensin subunit in xenopus laevis oocytes. (2003) J. Biol. Chem., 278: pp. 25 708−25 715.
  573. Watrin E, Legagneux V. Contribution of hcap-d2, a non-smc subunit of condensin i, to chromosome and chromosomal protein dynamics during mitosis. (2005) Mol. Cell Biol, 25: pp. 740−750.
  574. Weake VM, Workman JL. Histone ubiquitination: triggering gene activity. (2008) Mol. Cell, 29: pp. 653−663.
  575. Webb CD, Latham MD, Lock RB, Sullivan DM. Attenuated topoi-somerase II content directly correlates with a low level of drug resistance in a Chinese hamster ovary cell line. (1991) Cancer Res., 51: pp. 6543−6549.
  576. Wei Y, Yu L, Bowen J, Gorovsky MA, Allis CD. Phosphorylation of histone h3 is required for proper chromosome condensation and segregation. (1999) Cell, 97: pp. 99−109.
  577. Weintraub H, Groudine M. Chromosomal subunits in active genes have an altered conformation. (1976) Science, 193: pp. 848−856.
  578. Whitaker M, Patel R. Calcium and cell cycle control. (1990) Development, 108: pp. 525−542.
  579. Williams A, Spilianakis CG, Flavell RA. Interchromosomal association and gene regulation in trans. (2010) Trends Genet., 26: pp. 188−197.
  580. Williams BC, Garrett-Engele CM, Li Z, Williams EV, Rosenman ED, Goldberg ML. Two putative acetyltransferases, san and deco, are required for establishing sister chromatid cohesion in drosophila. (2003) Curr. Biol, 13: pp. 2025−2036.
  581. Williams RRE, Broad S, Sheer D, Ragoussis J. Subchromosomal positioning of the epidermal differentiation complex (edc) in keratinocyte and lymphoblast interphase nuclei. (2002) Exp. Cell Res., 272: pp. 163−175.
  582. Wong ML, Medrano JF. Real-time per for mRNA quantitation. (2005) BioTechniques, 39: pp. 75−85.
  583. Wood ER, Earnshaw WC. Mitotic chromatin condensation in vitro using somatic cell extracts and nuclei with variable levels of endogenous topoisomerase II. (1990) J. Cell Biol., Ill: pp. 2839−2850.
  584. Xu J, Manning FC, Patierno SR. Preferential formation and repair of chromium-induced DNA adducts and DNA—protein crosslinks in nuclear matrix DNA. (1994) Carcinogenesis, 15: pp. 1443−1450.
  585. Ye Q, Hu YF, Zhong H, Nye AC, Belmont AS, Li R. Brcal-induced large-scale chromatin unfolding and allele-specific effects of cancer-predisposing mutations. (2001) J. Cell Biol., 155: pp. 911−921.
  586. Yerle M, Galman O, Echard G. The high-resolution gtg-banding pattern of pig chromosomes. (1991) Cytogenet. Cell Genet., 56: pp. 45−47.
  587. Yokota H, van den Engh G, Hearst JE, Sachs RK, Trask BJ. Evidence for the organization of chromatin in megabase pair-sized loops arranged along a random walk path in the human gO/gl interphase nucleus. (1995) J. Cell Biol, 130: pp. 1239−1249.
  588. Zatsepina O. V., Polyakov V. Yu., Chentsov Yu. S. Chromonema and chromomere: structural units of mitotic and interphase chromosomes. (1983) Chromosoma, 88: pp. 91−97.
  589. Zatsepina OV, Polyakov VY, Chentsov YS. Differential decondensation of mitotic chromosomes during hypotonic treatment of living cells as a possible cause of g-banding: an ultrastructural study. (1989) Chromosoma, 98: pp. 109 116.
  590. Zatsepina OV, Polyakov VYu, Chentsov YuS. Nuclear envelope formation around metaphase chromosomes: chromosome decondensation and nuclear envelope reconstitution during mitosis. (1982) Eur. J. Cell Biol., 26: pp. 277 283.
  591. Zelenin MG, Zakharov AF, Zatsepina OV, Polijakov VYu, Chentsov YuS. Reversible differential decondensation of unfixed Chinese hamster chromosomes induced by change in calcium ion concentration of the medium. (1982) Chromosoma, 84: pp. 729−736.
  592. Zeng W, Ball ARJ, Yokomori K. Hpl: heterochromatin binding proteins working the genome. (2010) Epigenetics, 5: pp. 287−292.
  593. Zhang L, Huynh KD, Lee JT. Perinucleolar targeting of the inactive x during s phase: evidence for a role in the maintenance of silencing. (2007) Cell, 129: pp. 693−706.
  594. Zink D, Bornfleth H, Visser A, Cremer C, Cremer T. Organization of early and late replicating DNA in human chromosome territories. (1999) Exp. Cell Res., 247: pp. 176−188.
  595. Zirbel RM, Mathieu UR, Kurz A, Cremer T, Lichter P. Evidence for a nuclear compartment of transcription and splicing located at chromosome domain boundaries. (1993) Chromosome Res., 1: pp. 93−106.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!