Изучение факторов, влияющих на биосинтез L-аспарагиновой кислоты в Pantoea ananatis и Escherichia coli

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Выявлены генетические факторы, необходимые для продукции L-Acn клетками Р. ananatis, и сконструирован штамм, продуцирующий L-Acn. Показаны преимущества использования НАДН-зависимой глутаматдегидрогеназы из Р. ananatis для увеличения продукции L-Acn. Диссертационная работа посвящена изучению генетических факторов, влияющих на биосинтез L-Acn клетками P. ananatis и поиску альтернативных путей… Читать ещё >

Содержание

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ
Актуальность проблемы
Цель и задачи работы
Научная новизна и практическая значимость работы
ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРТУРЫ
- 1. 1. Ь-аспарагиновая кислота: применение и перспективы
  - 1. 1. 1. Применение Ь-аспарагиновой кислоты
  - 1. 1. 2. Современное производство Ь-аспарагиновой кислоты
  - 1. 1. 3. Перспективы микробиологического синтеза Ь-аспарагиновой кислоты из углеводов
- 1. 2. Метаболизм Ь-аспарагиновой кислоты в энтеробактериях и потенциальные мишени для метаболической инженерии штамма-продуцента
  - 1. 2. 1. Аспартатаминотрансфераза
  - 1. 2. 2. Взаимные превращения фосфоенолпирувата, оксалоацетата и пирувата
  - 1. 2. 3. Цикл Кребса
  - 1. 2. 4. Аспартаза и деградация Ь-аспарагиновой кислоты
  - 1. 2. 5. Семейство аспарагиновой кислоты
- 1. 3. Ассимиляция азота (аммиака) в энтеробактериях
  - 1. 3. 1. Источники азота
  - 1. 3. 2. Ассимиляция аммиака и внутриклеточные доноры азота
  - 1. 3. 3. Глутаминсинтетаза и регуляция ассимиляции аммиака
  - 1. 3. 4. Транспорт М^/Шз
- 1. 4. Аспартатдегидрогеназы
  - 1. 4. 1. Термофильные АДГ1та и АДГаш необходимы для биосинтеза НАД+
  - 1. 4. 2. Мезофильные АДГгеи и АДГрае как катаболитные ферменты
  - 1. 4. 3. Возможное применение аспартатдегидрогеназ
ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
- 2. 1. Бактериальные штаммы и плазмиды
- 2. 2. Среды и реактивы
- 2. 3. ДНК-манипуляции
- 2. 4. PI трансдукция клеток Е. col
- 2. 5. Электротрансформация клеток Р. ananatis плазмидной ДНК
- 2. 6. Электротрансформация клеток Р. ananatis геномной ДНК
- 2. 7. Конструирование интегративных кассет для инактивации генов в хромосоме Р. ananatis
- 2. 8. Конструирование интегративной кассеты для замены собственного промотора гена gdhA Р. ananatis на искусственный промотор Ptac
- 2. 9. Конструирование интегративной кассеты для делеции гена ррс
Р. ananatis
- 2. 10. IRed-зависимая интеграция двухцепочечных фрагментов ДНК в хромосому Р. ananatis
- 2. 11. nnt/Xis-зависимое удаление селективного маркера из хромосомы
Р. ananatis
- 2. 12. Конструирование плазмиды pMWas/?C
- 2. 13. Конструирование интегративной плазмиды pMIVK620S
- 2. 14. Интеграция mini-Mu-кассеты в хромосому Р. ananatis
- 2. 15. Определение ферментативных активностей в клеточных экстрактах
- 2. 16. Интеграция гена ТМ1643 Т. maritima в хромосому Р. ananatis
- 2. 17. Конструирование плазмиды pET-ADH-P
- 2. 18. Конструирование плазмид pET15-ADH-Rp и pET15-ADH-Bj
- 2. 19. Очистка аспартатдегидрогеназ
- 2. 20. Определение активности аспартатдегидрогеназы
- 2. 21. Интеграция гена, кодирующего аспартатдегидрогеназу из
В. japonicum, в хромосому Е. col
- 2. 22. Аналитические методы
- 2. 23. Определение оксалоацетата, ионов аммония, L-аспарагиновой и L-глутаминовой кислот
- 2. 24. Определение концентрации L-аргинина
- 2. 25. Олигонуклеотиды
ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
- 3. 1. Сравнение путей биосинтеза и катаболизма L-аспарагиновой кислоты в Е. coli и Р. ananatis
  - 3. 1. 1. Реконструкция путей биосинтеза и катаболизма L-аспарагиновой кислоты в Р. апапаНБ на основании полной нуклеотидной последовательности генома
  - 3. 1. 2. Экспериментальная проверка предложенной схемы путей биосинтеза и катаболизма Ь-аспарагиновой кислоты в Р. апапаШ
    - 3. 1. 2. 1. Аспартатаминотрансферазная реакция
    - 3. 1. 2. 2. Фосфоенолпируват-карбоксилазная реакция
    - 3. 1. 2. 3. Синтез глутамата
    - 3. 1. 2. 4. ОРС gdhA кодирует НАДН-зависимую глутаматдегидрогеназу
    - 3. 1. 2. 5. Утилизация аспартата в качестве источника углерода
    - 3. 1. 2. 6. Утилизация глутамата в качестве источника углерода
    - 3. 1. 2. 7. Утилизация фумарата
- 3. 2. Генетические факторы, необходимые для продукции Ь-аспартата в
Р. апапайБ
- 3. 2. 1. Роль делеций АаярА,^ЬА и ЬзисА, а также амплификации генов ФЕП-карбоксилазы, глутаматдегидрогеназы и аспартатаминотрансферазы в продукции Ь-аспартата
- 3. 2. 2. Инактивация пируваткиназ РукА и РукБ
- 3. 2. 3. Интеграция аллеляррс и отбор штамма, устойчивого к Ь-аспартату
- 3. 2. 4. Инактивация малатдегидрогеназы и глюкозодегидрогеназы
- 3. 2. 5. Использование НАДН-зависимой глутаматдегидрогеназы из
Р. апапайБ для продукции Ь-аспартата
- 3. 3. Новые Ь-аспартатдегидрогеназы из мезофильных бактерий
Polaromonas sp., Rhodopseudomonas palustris и Bradyrhizobium japonicum
- 3. 3. 1. Поиск анаболических аспартатдегидрогеназ в геномах бактерий
- 3. 3. 2. Экспрессия выбранных генов предполагаемых аспартатдегидрогеназ в Е. col
- 3. 3. 3. Очистка и биохимическая характеристика новых дегидрогеназ
- 3. 3. 4. Субстратная специфичность и кинетические параметры новых АДГроь ГиСб-АДГгра и Гис6-АДГЬ]а
- 3. 3. 5. Различия аспартатдегидрогеназ из двух подгрупп на основе ферментативной кинетики
- 3. 3. 6. Различия в кофакторной специфичности аспартатдегидрогеназ из Polaromonas sp. и В. japonicum на основе гомологичного моделирования пространственных структур
- 3. 3. 7. Экспрессия аспартатдегидрогеназы из В. japonicum приводит к увеличению продукции L-аргинина штаммом-продуцентом Е. col
ВЫВОДЫ

Изучение факторов, влияющих на биосинтез L-аспарагиновой кислоты в Pantoea ananatis и Escherichia coli (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы.

В настоящее время L-аспарагиновая кислота (L-Acn) находит широкое применение в пищевой, химической промышленности и медицине (Magnuson et al., 2007; Иежица и Спасов, 2007; Cash et al., 2010). Для химической промышленности L-Acn является перспективной «технологической платформой» для синтеза биодеградируемых полимеров и аминированных аналогов таких мировых химических «бестселлеров», как 1,4-бутандиол, тетрагидрофуран и гамма-бутиролактон, используемых в производстве ПАВ, ингибиторов образования минеральных отложений в водных системах, ингибиторов коррозии, супер-абсорбирующих полимеров, усилителей роста растений, растворителей и пластмасс (Werpy and Petersen, 2004; Hasson et al., 2011).

Современное промышленное производство L-Acn основано на ферментативном аминировании фумаровой кислоты с использованием иммобилизованного фермента аспартазы или иммобилизованных бактериальных клеток с высокой аспартазной активностью. Кроме того, L-Acn получают из малеиновой кислоты в мембранной реакторной системе с использованием бактериальных клеток с высокими активностями малеат изомеразы и аспартазы (Yukawa et al., 2010). В обоих случаях, в качестве исходного сырья используются продукты переработки нефти (фумарат, малеат), что существенно ограничивает перспективы использования данной технологии в связи с растущими ценами на нефтепродукты. В этой связи микробиологический синтез L-Acn из возобновляемых и дешевых углеводов (по аналогии с известными примерами биотехнологического производства L-глутаминовой кислоты (L-Глу), L-лизина, и т. д.) мог бы стать перспективной альтернативой современному производству L-Acn из субстратов, получаемых из нефти.

Pantoea ananatis AJ13355 — новый объект биотехнологии. Эта бактерия первого уровня био-безопасности, принадлежащая к роду Enterobacteriacea, обладает хорошими ростовыми характеристиками на простых средах с глюкозой или сахарозой. Она способна расти при умеренно низких значениях рН среды (от 4,5) в присутствии насыщающих концентраций L-Глу (Moriya et al., 1999) и устойчива к высоким концентрациям ряда других органических кислот. В настоящее время на основе штамма AJ13355 сконструирован продуцент L-Глу и внедрён в производство новый процесс ферментации, при котором культивирование клеток сопровождается кристаллизацией конечного продукта (Izui et al, 2003; Izui et al, 2006). P. ananatis AJ13355 можно рассматривать как перспективную био-платформу для производства различных метаболитов с низкой изоэлектрической точкой, таких как L-Глу, L-Acn и др. Поэтому исследование метаболизма данной бактерии и решение задач метаболической инженерии с целью создания штаммов-продуцентов на её основе является актуальной и практически значимой задачей.

Цель и задачи работы.

Диссертационная работа посвящена изучению генетических факторов, влияющих на биосинтез L-Acn клетками P. ananatis и поиску альтернативных путей ассимиляции аммония для продукции аминокислот в штаммах энтеробактерий Escherichia coli и P. ananatis.

В ходе работы решались следующие задачи:

1. теоретически реконструировать и экспериментально подтвердить функциональность путей биосинтеза и катаболизма L-Acn клетками P. ananatis',.

2. выявить генетические факторы, необходимые для продукции L-Acn в клетках P. ananatis;

3. изучить возможность использования природного гена gdhA для увеличения продукции L-Acn штаммом-продуцентом P. ananatis;

4. найти и биохимически охарактеризовать потенциальные «биосинтетические» (аммонийфиксирующие) аспартатдегидрогеназы из бактерий, принадлежащих к первому уровню биологической безопасности;

5. проверить возможность использования гетерологичной аспартатдегидрогеназы в качестве дополнительного фермента, обеспечивающего ассимиляцию аммония клетками Е. coli.

Научная новизна и практическая значимость работы.

Проведена теоретическая реконструкция путей биосинтеза и катаболизма L-аспарагиновой кислоты клетками Р. ananatis. Проведена экспериментальная проверка функционирования предсказанных путей в Р. ananatis, выявлены генетические модификации, необходимые для продукции L-Acn, и осуществлено конструирование штамма, продуцирующего L-Acn.

В ходе работы обнаружено, что идентифицированная открытая рамка считывания (ОРС) gdhA из Р. ananatis кодирует НАДН-зависимую глутаматдегидрогеназу. Показано, что усиление экспрессии данной ОРС комплементирует отсутствие глутаматсинтазы. Впервые показаны преимущества использования НАДН-зависимой глутаматдегидрогеназы для продукции L-Acn.

В работе клонированы гены аспартатдегидрогеназ из бактерий Polaromonas sp., Rhodopseudomonas palustris и Bradyrhizobium japonicum', соответствующие ферменты очищены и биохимически охарактеризованы. Согласно полученным данным, ферменты из В. japonicum и R. palustris могут быть отнесены к анаболическим, участвующим в ассимиляции аммония.

Введение

аспартатдегидрогеназы из В. japonicum в штамм-продуцент L-аргинина на основе Е. coli привело к увеличению продукции в 2 раза.

выводы.

1. Проведена теоретическая реконструкция и экспериментальная проверка функционирования путей биосинтеза и катаболизма L-аспарагиновой и L-глутаминовой кислот клетками Р. ananatis.

2. Обнаружено, что идентифицированная ОРС gdhA из Р. ananatis кодирует НАДН-зависимую глутаматдегидрогеназу. Показано, что усиление экспрессии данной ОРС комплементирует отсутствие глутаматсинтазы.

3. Выявлены генетические факторы, необходимые для продукции L-Acn клетками Р. ananatis, и сконструирован штамм, продуцирующий L-Acn. Показаны преимущества использования НАДН-зависимой глутаматдегидрогеназы из Р. ananatis для увеличения продукции L-Acn.

4. Клонированы гены аспартатдегидрогеназ из бактерий Polaromonas sp., Rhodopseudomonas palustris и Bradyrhizobium japonicumсоответствующие ферменты очищены и биохимически охарактеризованы. Согласно полученным данным, ферменты из В. japonicum и R. palustris могут быть отнесены к анаболическим, участвующим в ассимиляции аммония.

Введение

Показать весь текст

Список литературы

Андреева И.Г., Голубева Л. И., Каташкина Ж. И. (2012) Предполагаемые Н±симпортёры GalP, XylE и FucP из Pantoea ananatis способны транспортировать глюкозу в клеткй Escherichia coli. Биотехнология. № 2. С.21−31.
Готтшалк Г. Метаболизм бактерий. Москва: Мир, 1982.
Зиятдинов М.Х., Самсонов В. В., Гусятинер М. М. (2012) Способ получения L-цистеина с использованием бактерии семейства Enterobacteriaceae. Патент РФ № 2 458 981.
Иежица И.Н., Спасов А. А. (2007) Калий-магниевый гомеостаз: физиология, патофизиология, клинические последствия дефицита и особенности фармакологической коррекции. Успехи физиол. наук. Т.38. № 4. С.39−57.
Корниш-Боуден Э. Основы ферментативной кинетики. Москва: Мир, 1979.
Ленгелер И., Древе Г., Шлегель Г. Современная микробиология. Прокариоты. Москва: Мир, 2005.
Мушкамбаров Н.Н. Аналитическая биохимия, Т.З. Москва: Экспедитор, 1996.
Сычева Е.В., Серебряный В. А., Ямпольская Т. А., Преображенская Е.С, Стойнова Н. В. (2008) Мутантная ацетолактатсинтаза и способ продукции разветвленных аминокислот. Заявка на изобретение РФ № 2 006 132 818.
Akgun U., Khademi S. (2011) Periplasmic vestibule plays an important role for solute recruitment, selectivity, and gating in the Rh/Amt/MEP superfamily. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 108(10):3970−3975.
Alibhai M., Villafranca J.J. (1994) Kinetic and mutagenic studies of the role of the active site residues Asp-50 and Glu-327 of Escherichia coli glutamine synthetase. Biochemistry. 33:682−686.
Amarneh В., Vik S.B. (2005) Direct transfer of NADH from malate dehydrogenase to complex I in Escherichia coli. Cell Biochem. Biophys. 42(3):251−261.
Arnold K., Bordoli L., Kopp J., and Schwede T. (2006) The SWISS-MODEL Workspace: A web-based environment for protein structure homology modelling. Bioinformatics. 22(2): 195−201.
Ashworth J.M., Kornberg H.L. (1966) The anaplerotic fixation of carbon dioxide by Escherichia coli. Proc. R. Soc. Lond. B. Biol. Sei. 165:179−188.
Atkinson MR, Blauwkamp TA, Bondarenko V, Studitsky V, Ninfa AJ. (2002) Activation of the glnA, glnK, and nac promoters as Escherichia coli undergoes the transition from nitrogen excess growth to nitrogen starvation. J. Bacteriol. 184(19):5358—5363.
Begley T.P., Kinsland C., Mehl R.A., Osterman A., Dorrestein P. (2001) The biosynthesis of nicotinamide adenine dinucleotides in bacteria. Vitam. Horm. 61:103−119.
Bender R.A. (2010) A NAC for Regulating Metabolism: the Nitrogen Assimilation Control Protein (NAC) from Klebsiella pneumoniae. J. Bacteriol. 192(19):4801—4811.
Berberich M.A. (1972) A glutamate-dependent phenotype in E. coli K12: the result of two mutations. Biochem. Biophys. Res. Commun. 47:1498−1503.
Bhandary B., Nicolas D.J. (1985) Proton motive force in washed cells of Rhizobium japonicum and bacteroids from Glycine max. J. Bacteriol. 164(3):1383−1385.
Blauwkamp T.A., Ninfa A.J. (2002) Physiological role of the GlnK signal transduction protein of Escherichia coli: survival of nitrogen starvation. Mol Microbiol. 46(1):203−214.
Boles E., Lehnert W., Zimmermann F. (1993) The role of the NAD-dependent glutamate dehydrogenase in restoring growth on glucose of a
Saccharomyces cerevisiae phosphoglucose isomerase mutant. Eur. J. Biochem. 217:469−477.
Booth I.R., Kleppang K.E., Kempsell K.E. (1989) A genetic locus for the Gltll-glutamate transport system in Escherichia coli. J. Gen. Microbiol. 135(10):2767−2774.
Bradford M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72:248−254.
Brenchley J.E., Privai M.J., Magasanik B. (1973) Regulation of the synthesis of enzymes responsible for glutamate formation in Klebsiella aerogenes. J. Biol. Chem. 248(17):6122−6128.
Cash W.J., McConville P., McDermott E., McCormick P.A., Callender M.E., McDougall N.I. (2010) Current concepts in the assessment and treatment of hepatic encephalopathy. Quarterly journal of medicine (Q.J.M.). 103(1):9—16.
Cecchini G., Schroder I., Gunsalus R.P., Maklashina E. (2002) Succinate dehydrogenase and fumarate reductase from Escherichia coli. Biochimio. Biophys. Acta. 1553(1−2):140−157.
Chibata I., Tosa T., Sato T. (1974) Immobilized aspartase-containing microbial cells: preparation and enzymatic properties. Appl. Microbiol. 27(5):878−885.
Coleman N.V., Mattes T.E., Gossett J.M., Spain J.C. (2002) Biodegradation of cis-dichloroethene as the sole carbon source by a beta-proteobacterium. Appl. Environ. Microbiol. 68(6):2726−2730.
Collier R.H., Kohlhaw G. (1972) Nonidentity of the aspartate and the aromatic aminotransferase components of transaminase A in Escherichia coli. J. Bacteriol. 112(1):365—371.
Conroy M .J., Durand A., Lupo D., Li X.D., Bullough P. A., Winkler F.K., Merrick M. (2007) The crystal structure of the Escherichia coli AmtB-GlnK complex reveals how GlnK regulates the ammonia channel. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104(4):1213—1218.
Coutts G., Thomas G., Blakey D., Merrick M. (2002) Membrane sequestration of the signal transduction protein GlnK by the ammonium transporter AmtB. EMBO J. 21(4):536−545.
Craddock H.A., Caird S., Wilkinson H., Guzmann M. (2006) New class of «green» corrosion inhibitors: development and application. J. Petrol. Technol. 58(12):50−52.
Cronan J.E., LaPorte D. (2006) Tricarboxylic acid cycle and glyoxylate bypass. EcoSal 3.5.2 doi: 10.1128/ecosal.3.5.2.
Datsenko K. A., Wanner B. L. (2000) One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K12 using PCR products. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97:6640−6645.
Death A., Ferenci T. (1994) Between feast and famine: endogenous inducer synthesis in the adaptation of Escherichia coli to growth with limiting carbohydrates. J. Bacteriol. 176(16):5101−5107.
Dudley E.G., Steele J.L. (2001) Lactococcus lactis LM0230 contains a single aminotransferase involved in aspartate biosynthesis, which is essential for growth in milk. Microbiol. 147:215−224.
Dunn M.F., Araiza G., Finan T.M. (2001) Cloning and characterization of the pyruvate carboxylase from Sinorhizobium meliloti Rml021. Arch. Microbiol. 176(5):355−363.
Dunn M.F., Encarnacion S., Araiza G., Vargas M.C., Davalos A., Peralta H., Mora Y., Mora J. (1996) Pyruvate carboxylase from Rhizobium etli: mutant characterization, nucleotide sequence, and physiological role. J. Bacteriol. 178:5960−5970.
Eisenberg D., Gill H.S., Pfluegl G.M.U., Rotstein S.H. (2000) Structure-function relationships of glutamine synthetases. Biochim. Biophys. Acta. 1477(1−2):122−145.
Eyal A.M., Asher V., Cami P., Jansen R., Jarry B., Lecomte D., Scott J., Chattaway T., Van Lancker F. (2000) Process for the production of crystalline aspartic acid. US Patent 6 071 728.
Falzone C.J., Karsten W.E., Conley J.D., Viola R.E. (1988) L-aspartase from Escherichia colv. substrate specificity and role of divalent metal ions. Biochemistry. 27(26):9089−9093.
Gelfand D.H., Steinberg R.A. (1977) Escherichia coli mutants deficient in the aspartate and aromatic amino acid aminotransferases. J. Bacteriol. 130:429 440.
Gerike U., Hough D.W., Russell N.J., Dyall-Smith M.L., Danson M.J. (1998) Citrate synthase and 2-methylcitrate synthase: structural, functional and evolutionary relationships. Microbiology. 144:929−935.
Goldberg I., Rokem J.S., Pines O. (2006) Organic acids: old metabolites, new themes. J. Chem. Tech. Biotechnol. 81:1601−1611.
Griswold W.R., Castro J.N., Fisher A.J., Toney M.D. (2012) Ground-state electronic destabilization via hyperconjugation in aspartate aminotransferase. J. Am. Chem. Soc. 134(20):8436−8438.
Gross R.A., Kalra B. (2002) Biodegradable Polymers for the Environment Science. 297(5582):803−807.
Gunka K., Commichau F.M. (2012) Control of glutamate homeostasis in Bacillus subtilis: a complex interplay between ammonium assimilation, glutamate biosynthesis and degradation. Mol. Microbiol. 85(2):213−224.
Gunn F.J., Tate С.G., Henderson P.J. (1994) Identification of a novel sugar-H+ symport protein, FucP, for transport of L-fucose into Escherichia coli. Mol. Microbiol. 12(5):799−809.
Gunsalus R.P., Park S.J. (1994) Aerobic-anaerobic gene regulation in Escherichia coir, control by the Arc AB and Fnr regulons. Res. Microbiol. 145(5— 6):437−450.
Gusyatiner M.M., Leonova T.V., Ptitsyn L.R., Yampolskaya T.A. (2005) L-arginine producing Escherichia coli and method of producing L-arginine. US patent 6 841 365.
Hammer B.A., Johnson E.A. (1988) Purification, properties, and metabolic roles of NAD±glutamate dehydrogenase in Clostridium botulinum 113B. Arch Microbiol. 150(5):460−464.
Hara Y., Izui H., Noguchi H. (2007) Novel plasmid autonomously replicable in Enter ob acteriaceae family. European patent 1 853 621.
Harwood C.S., Gibson J. (1986) Uptake of benzoate by Rhodopseudomonas palustris grown anaerobically in light. J. Bacteriol. 165(2):504−509.
Hasson D., Shemer H., Sher A. (2011) State of the art of friendly «green» scale control inhibitors: a review article. Ind. Eng. Chem. Res. 50(12):7601−7607.
Hayashi H., Inoue K., Nagata T., Kuramitsu S., Kagamiyama H. (1993) Escherichia coli aromatic amino acid aminotransferase: characterization and comparison with aspartate aminotransferase. Biochemistry. 32(45):12 229−12 239.
Hayashi T., Iwatsuki M. (1990) Biodegradation of copoly (L-aspartic acid/L-glutamic acid) in vitro. Biopolymers. 29:549−557.
Helling R.B. (1994) Why does Escherichia coli have two primary pathways for synthesis of glutamate? J. Bacteriol. 176(15):4664−4668.
Helling R.B. (1998) Pathway choice in glutamate synthesis in Escherichia coli. J. Bacteriol. 180(17):4571-^1575.
Helling R.B. (2002) Speed versus efficiency in microbial growth and the role of parallel pathways J. Bacteriol. 184(4):1041−1045.
Hermann T. (2003) Industrial production of amino acids by coryneform bacteria. J. Biotechnol. 104(1−3): 155−172.
Iezhitsa I.N., Spasov A.A., Zhuravleva N.V., Sinolitskii M.K., Voronin
S.P. (2004) Comparative study of the efficacy of potassium magnesium L-, D- and
DL-aspartate stereoisomers in overcoming digoxin- and furosemide-induced potassium and magnesium depletions. Magnes. Res. 17(4):276−292.
Ikeda T.P., Shauger A.E., Kustu S. (1996) Salmonella typhimurium apparently perceives external nitrogen limitation as internal glutamine limitation. J. Mol. Biol. 259(4):589−607.
Ishijima S., Izui K., Katsuki H. (1986) Phosphoenolpyruvate carboxylase of Escherichia coli K-12. N- and C-terminal sequences and tentative assignment of the catalytically essential cysteine residue. J. Biochem. 99(5): 1299−1310.
Islam M.M., Hayashi H., Mizuguchi H., Kagamiyama H. (2000) The substrate activation process in the catalytic reaction of Escherichia coli aromatic amino acid aminotransferase. Biochemistry. 39(50): 15 418−15 428.
Ito M., Baba T., Mori H., Mori H. (2005) Functional analysis of 1440 Escherichia coli genes using the combination of knock-out library and phenotype microarrays. Metab. Eng. 7(4):318−327.
Iwasaki M., Hayashi H., Kagamiyama H. (1994) Protonation state of the active-site Schiff base of aromatic amino acid aminotransferase: modulation by binding of ligands and implications for its role in catalysis. J. Biochem. 115(1): 156—161.
Izui H., Hara Y., Sato M., Akiyoshi N. (2003) Method for producing Lglutamic acid. US patent 6 596 517.
Izui H., Moriya M., Hirano S., Hara Y., Ito H., Matsui K. (2006) Method for producing L-glutamic acid by fermentation accompanied by precipitation. US patent 7 015 010.
Izui H., Moriya M., Hirano S., Hara Y., Ito H., Matsui K. (2007) Method for producing l-glutamic acid by fermentation accompanied by precipitation. US Patent Application 20 070 134 773.
Jahns T. (1996) Unusually stable NAD-specific glutamate dehydrogenase from the alkaliphile Amphibacillus xylanus. Antonie Van Leeuwenhoek. 70(1): 8995.
Javelle A, Severi E, Thornton J, Merrick M. (2004) Ammonium sensing in Escherichia coli. Role of the ammonium transporter AmtB and AmtB-GlnK complex formation. J. Biol. Chem. 279(10):8530−8538.
Javelle A., Lupo D., Ripoche P., Fulford T., Merrick M., Winkler F.K. (2008) Substrate binding, deprotonation, and selectivity at the periplasmic entrance of the Escherichia coli ammonia channel AmtB. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105(13):5040−5045.
Jayasekera M.M., Shi W., Farber G.K., Viola RE. (1997) Evaluation of functionally important amino acids in L-aspartate ammonia-lyase from Escherichia coli. Biochemistry. 36(30):9145−9150.
Jiang P., Mayo A.E., Ninfa A.J. (2007b) Escherichia coli glutamine synthetase adenylyltransferase (ATase, EC 2.7.7.49): kinetic characterization of regulation by PII, PII-UMP, glutamine, and alpha-ketoglutarate. Biochemistry. 46(13):4133−4416.
Jiang P., Ninfa A.J. (2007) Escherichia coli PII signal transduction protein controlling nitrogen assimilation acts as a sensor of adenylate energy charge in vitro. Biochemistry. 46(45): 12 979−12 996.
Jiang P., Pioszak A.A., Ninfa A.J. (2007a) Structure-function analysis of glutamine synthetase adenylyltransferase (ATase, EC 2.7.7.49) of Escherichia coli. Biochemistry. 46(13):4117^1132.
Jitrapakdee S., Wallace J.C. (1999) Structure, function and regulation of pyruvate carboxylase. Biochem. J. 340:1−16.
Jones B.N., Gilligan J.P. (1983) o-Phthaldialdehyde precolumn derivatization and reversed-phase high-performance liquid chromatography of polypeptide hydrolysates and physiological fluids. J. Chromatog. 266:471−482.
Kai Y., Matsumura H., Izui K. (2003) Phosphoenolpyruvate carboxylase: three-dimensional structure and molecular mechanisms. Arch. Biochem. Biophys. 414(2): 170−179.
Katashkina J.I., Hara Y., Golubeva L.I., Andreeva I.G., Kuvaeva T.M., Mashko S.V. (2009) Use of the XRed-recombineering method for genetic engineering of Pantoea ananatis. BMC Mol. Biol. 10:34.
Katritzky A.R., Yao J., Qi M., Qiu G., Bao W., Yang B., Denisko O., Davis S., Zhang J. (2001) Preparation and physical properties of N-defunctionalized derivatives of poly (aspartic acid). J. App. Polym. Sci. 81(1):85−90.
Kawakami R., Sakuraba H., Ohshima T. (2007) Gene cloning and characterization of the very large NAD-dependent L-glutamate dehydrogenase from the psychrophile Janthinobacterium lividum, isolated from cold soil. J. Bacteriol. 189(15):5626−5633.
Khademi S., O’Connell J 3rd, Remis J., Robles-Colmenares Y., Miercke L.J., Stroud R.M. (2004) Mechanism of ammonia transport by Amt/MEP/Rh: structure of AmtB at 1.35 A. Science. 305(5690): 1587−1594.
Kiupakis AK, Reitzer L. (2002) ArgR-independent induction and ArgR-dependent superinduction of the astCADBE operon in Escherichia coli. J. Bacteriol. 184(11):2940−2950.
Kleiner D. (1981) The transport of NH3 and NH/ across biological membranes. Biochim. Biophys. Acta. 639(l):41−52.
Ko T.P., Wu S.P., Yang W.Z., Tsai H., Yuan H.S. (1999) Crystallization and preliminary crystallographic analysis of the Escherichia coli tyrosine aminotransferase. Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. 55(Pt 8): 1474−1477.
Korshunov S., Imlay J.A. (2010) Two sources of endogenous hydrogen peroxide in Escherichia coli. Mol. Microbiol. 75(6):1389—1401.
Kort R., Liebl W., Labedan B., Forterre P., Eggen R.I., de Vos W.M. (1997) Glutamate dehydrogenase from the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima: molecular characterization and phylogenetic implications. Extremophiles. l (l):52−60.
Kretovich W.L., Kariakina T.I., Weinova M.K., Sidelnikova L.I., Kazakova O.W. (1981) The synthesis of aspartic acid in Rhizobium lupini bacteroids. Plant Soil. 61(1−2): 145−156.
Krieger E., Koraimann G., Vriend G. (2002) Increasing the precision of comparative models with YASARA NOVA a self-parameterizing force field. Proteins. 47(3):393−402.
Kustu S., Hirschman J., Burton D., Jelesko J., Meeks J.C. (1984) Covalent modification of bacterial glutamine synthetase: physiological significance. Mol. Gen. Genet. 197(2):309−317.
Laane C., Krone W., Konings W.N., Haaker H., Veeger C. (1979) The involvement of the membrane potential in nitrogen fixation by bacteroids of Rhizobium leguminosarum. FEBS Lett. 103(2):328−332.
Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227(5259):680−685.
Li Y., Ogola H.J., Sawa Y. (2012) L-Aspartate dehydrogenase: features and applications. Appl. Microbiol. Biotechnol. 93(2):503−516.
Lin Y, Cao Z., Mo Y. (2009) Functional role of Aspl60 and the deprotonation mechanism of ammonium in the Escherichia coli ammonia channel protein AmtB. J. Phys. Chem. B. 113(14):4922⁹²⁹.
Lodwig E.M., Hosie A.H.F., Bourdes A., Findlay K., Allaway D., Karunakaran R., Downie J.A., Poole P. S. (2003) Amino-acid cycling drives nitrogen fixation in the egame-Rhizobium symbiosis. Nature. 422(6933):722−726.
Low K.C., Wheeler A.P., Koskan L.P. (1996) Commercial poly (aspartic acid) and its uses. In J. Glass (ed.), Hydrophilic Polymers. Advances in Chemistry. American Chemical Society, Washington, D.C., P.99−111.
Lu C.D., Abdelal A.T. (2001) The gdhB gene of Pseudomonas aeruginosa encodes an arginine-inducible NAD±dependent glutamate dehydrogenase which is subject to allosteric regulation. J. Bacteriol. 183(2):490−499.
Maklashina E., Berthold D.A., Cecchini G. (1998) Anaerobic expression of Escherichia coli succinate dehydrogenase: functional replacement of fumarate reductase in the respiratory chain during anaerobic growth. J. Bacteriol. 180:59 895 996.
Marcus M., Halpern Y.S. (1969) The metabolic pathway of glutamate in Escherichia coli K-12.Biochim. Biophys. Acta. 177:314−320.
Mattevi A., Tedeschi G., Bacchella L., Coda A., Negri A., Ronchi S. (1999) Structure of L-aspartate oxidase: implications for the succinate dehydrogenase/fumarate reductase oxidoreductase family. Structure. 7(7):745−756.
Merrick M.J., Edwards R.A. (1995) Nitrogen control in bacteria. Microbiol. Rev. 59(4):604−622.
Messner K.R., Imlay J. A. (2002) Mechanism of superoxide and hydrogen peroxide formation by fumarate reductase, succinate dehydrogenase, and aspartate oxidase. J. Biol. Chem. 277(45):42 563−42 571.
Miller J.H. (1972) Experiments in Molecular Genetics. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor.
Morikawa M., Izui K., Taguchi M., Katsuki H. (1980) Regulation of Escherichia coli phosphoenolpyruvate carboxylase by multiple effectors in vivo. Estimation of the activities in the cells grown on various compounds. J. Biochem. 87(2) :441−449.
Mutaguchi Y., Ohmori T., Sakuraba H., Yoneda K., Doi K., Ohshima T. (2011) Visible wavelength spectrophotometric assays of L-aspartate and D-aspartate using hyperthermophilic enzyme systems. Anal. Biochem. 409(l):l-6.
Nasu S., Wicks F.D., Gholson R.K. (1982) L-Aspartate oxidase, a newly discovered enzyme of Escherichia coli, is the B protein of quinolinate synthetase. J. Biol. Chem. 257(2):626−632.
Niggemann M., Ritter H. (1996) Polymerizable dendrimers, 2. mono-methacryl modified dendrimers containing up to 16 ester functions via stepwise condensations of L-aspartic acids. Acta Polymer. 47:351−357.
Ninfa A.J., Jiang P. (2005) PII signal transduction proteins: sensors of alpha-ketoglutarate that regulate nitrogen metabolism. Curr. Opin. Microbiol. 8(2): 168—173.
Park J.H., Lee S.Y. (2010) Metabolie pathways and fermentative production of L-aspartate family amino acids. Biotechnol. 5:560−577.
Park SJ, Tseng CP, Gunsalus RP. (1995) Regulation of succinate dehydrogenase (sdhCDAB) operon expression in Escherichia coli in response to carbon supply and anaerobiosis: role of ArcA and Fnr. Mol. Microbiol. 15(3):473−482.
Perrenoud A., Sauer U. (2005) Impact of global transcriptional regulation by ArcA, ArcB, Cra, Crp, Cya, Fnr, and Mlc on glucose catabolism in Escherichia coli. J. Bacteriol. 187(9):3171−3179.
Plumbridge J. (2002) Regulation of gene expression in the PTS in Escherichia coli: the role and interactions of Mlc. Curr. Opin. Microbiol. 5(2): 187 193.
Powell J.T., Morrison J.F. (1978) The purification and properties of the aspartate aminotransferase and aromatic-amino-acid aminotransferase from Escherichia coli. Eur. J. Biochem. 87(2):391⁴⁰⁰.
Prell J., Pool P. (2006) Metabolic changes in rhizobia in legume nodules. Trends Microbiol. 14(4): 161−168.
Radchenko M.V., Thornton J., Merrick M. (2010) Control of AmtB-GlnK complex formation by intracellular levels of ATP, ADP, and 2-oxoglutarate. J. Biol. Chem. 285(40):31 037−31 045.
Rastogi V.K., Watson R.J. (1991) Aspartate aminotransferase activity is required for aspartate catabolism and symbiotic nitrogen fixation in Rhizobium meliloti. J. Bacteriol. 173(9):2879−2887.
Reisch M.S. (2002) Butting heads in polyaspartic acid. Chemical and Engineering News. 80(8):23−24.
Reitzer L. (2003) Nitrogen assimilation and global regulation in Escherichia coli. Annu. Rev. Microbiol. 57:155−176.
Reitzer L. (2004) Biosynthesis of glutamate, aspartate, asparagine, 1-alanine, and d-alanine. EcoSal 3.6.1.3 doi: 10.1128/ecosal.3.6.1.3.
Reitzer L. (2005) Catabolism of Amino Acids and Related Compounds. EcoSal 3.4.7 doi: 10.1128/ecosal.3.4.7.
Roa Engel C., Straathof A., Zijlmans T., van Gulik W., van der Wielen L. (2008) Fumaric acid production by fermentation. Appl. Microbiol. Biotechnol. 78:379−389.
Rolin D.B., Boswell R.T., Sloger C., Tu S.-I, Pfeffer P.E. (1989) In31
Vivo P NMR spectroscopic studies of soybean Bradyrhizobium symbiosis: I. Optimization of parameters plant physiol. 89(4): 1238−1246.
Roweton S., Huang S.J., Swift G. (1997) Poly(aspartic acid): Synthesis, biodegradation, and current applications. J. Environmental polymer degradation. 5(3): 175—181.
Ruiz J.L., Ferrer J., Pire C., Llorca F.I., Bonete M.J. (2003) Denaturation studies by fluorescence and quenching of thermophilic protein NAD±glutamate dehydrogenase from Thermus thermophilics HB8. J. Prot. Chem. 22(3):295−301.
Sakamoto N., Kotre A.M., Savageau M.A. (1975) Glutamate dehydrogenase from Escherichia coli: purification and properties. J. Bacteriol. 124(2):775−783.
Sambrook J., Fitsch E.F., Maniatis T. (1989) Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harbor Press, Cold Spring Harbor.
Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. (1977) DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 74:5463−5467.
Sato T., Mori T., Tosa T., Chibata I., Furui M. (1975) Engineering analysis of continuous production of L-aspartic acid by immobilized Escherichia coli cells in fixed beds. Biotechnol. Bioeng. 17(12): 1797−1804.
Sauer U., Canonaco F., Heri S., Perrenoud A., Fischer E. (2004) The soluble and membrane bound transhydrogenases UdhA and PntAB have divergent functions in NADPH metabolism of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 279:66 136 619.
Schneider B.L., Kiupakis A.K., Reitzer L.J. (1998) Arginine catabolism and the arginine succinyltransferase pathway in Escherichia coli. J. Bacteriol. 180(16):4278−4286.
Schneider B.L., Ruback S., Kiupakis A.K., Kasbarian H., Pybus C., Reitzer L. (2002) The Escherichia coli gabDTPC operon: specific gamma-aminobutyrate catabolism and nonspecific induction. J. Bacteriol. 184(24):6976−6986.
Schutt H., Holzer H. (1972) biological function of the ammonia-induced inactivation of glutamine synthetase in Escherichia coli. Eur. J. Biochem. 26(l):68−72.
Shi W., Dunbar J., Jayasekera M.M., Viola R.E., Farber G.K. (1997) The structure of L-aspartate ammonia-lyase from Escherichia coli. Biochemistry. 36(30):9136−9144.
Shiio I., Ozaki H., Ujigawa-Takeda K. (1982) Production of aspartic acid and lysine by citrate synthase mutants of Brevibacterium flavum. Agric. Biol. Chem. 46:101−107.
Shiio I., Ujigawa K. (1978) Enzymes of the glutamate and aspartate synthetic pathways in a glutamate-producing bacterium, Brevibacterium flavum. J. Biochem. 84(3):647−657.
Silverman D.C., Kalota D.J., Stover F.S. (1995) Effect of pH on corrosion inhibition of steel in polyaspartic acid. Corrosion. 51(11):818−825.
Soupene E., He L., Yan D., Kustu S. (1998) Ammonia acquisition in enteric bacteria: physiological role of the ammonium/methylammonium transport B (AmtB) protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95(12):7030−7034.
Soupene E., Lee H., Kustu S. (2002) Ammonium/methylammonium transport (Amt) proteins facilitate diffusion of NH3 bidirectionally. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99:3926−3931.
Stadtman E.R. (1990) Discovery of glutamine synthetase cascade. Methods Enzymol. 182:793−809.
Stadtman E.R. (2004) Regulation of glutamine synthetase activity. EcoSal 3.6.1.6 doi: 10.1128/ecosal.3.6.1.6.
Streeter J.G. (1989) Estimation of ammonium concentration in the cytosol of soybean nodules. Plant Physiol. 90(3):779−782.
Studier F.W., Rosenberg A.H., Dunn J.J., Dubendorff J.W. (1990) Use of T7 RNA polymerase to direct expression of cloned genes. Methods Enzymol. 185:60−89.
Szymanska G., Sobierajski B., Chmiel A. (2011) Immobilized cells of recombinant Escherichia coli strain for continuous production of L-aspartic acid. Pol. J. Microbiol. 60(2): 105−112.
Tajima S., Kouzai K., Kimura I. (1988) NAD(P)/NAD (P)H ratios and energy charge in succinate degrading soybean nodule bacteroids. In H. Bothe, F.J. de Bruijn, W.E. Newton (ed.), Nitrogen Fixation: Hundred Years After. Gustav Fischer, New York. P.564.
Theodore T.S., Englesberg E. (1964) Mutant of salmonella typhimurium deficient in the carbon dioxide-fixing enzyme phosphoenolpyruvic carboxylase. J Bacteriol. 88:946−955.
Thombre S.M., Sarwade B.D. (2005) Synthesis and biodegradability of polyaspartic acid: a critical review. J. Macromol. Sci., Part A: Pure and Appl. Chem. 42(9): 1299−1315.
Tosa T., Sato T., Mori T., Matuo Y., Chibata I. (1973) Continious production of L-aspartic acid by immobilized aspartase. Biotechnol. Bioeng. 15:69−84.
Vanoni M.A., Curti B. (2008) Structure-function studies of glutamate synthase: a class of self-regulated iron-sulfur flavozenzymes essential for nitrogen assimilation. IUBMB Life. 60(5):287−300.
Viola R.E. (2000) L-aspartase: new tricks from an old enzyme. Adv. Enzymol. Relat. Areas. Mol. Biol. 74:295−341.
Walsh K, Koshland DE Jr. (1985) Characterization of rate-controlling steps in vivo by use of an adjustable expression vector. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 82(11):3577—3581.
Wang L., Lai L., Ouyang Q., Tang C. (2011) Flux balance analysis of ammonia assimilation network in E. coli predicts preferred regulation point. PLoS One. 6(l):el6362.
Warnecke T., Gill R.T. (2005) Organic acid toxicity, tolerance, and production in Escherichia coli biorefining applications. Microb. Cell. Fact. 4:25.
Werpy T., Petersen G. (2004) Top value-added chemicals from biomass. Volume I results of screening for potential candidates from sugars and synthesis gas. US Department of Energy, Oak Ridge. P. 1−76. http://www.nrel.gov/docs/fy04osti/35 523.pdf.
Wilks J.C. Slonczewski J.L. (2007) pH of the cytoplasm and periplasm of Escherichia coli: rapid measurement by green fluorescent protein fluorimetry. J. Bacteriol. 189(15):5601—5607.
Willetts M., Clarkson P., Cooke M. (1996) The use of capillary electrophoresis to determine lactate, pyruvate and other organic acids in neonatal urine. Chromatographia. 43(11/12):671—674.
Winkler F.K. (2006) Amt/MEP/Rh proteins conduct ammonia. Pflugers Arch. 451(6):701—707.
Wolfe A.J. (2005) The acetate switch. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 69(1): 12−50.
Won C.Y., Chu C.C., Lee J.D. (1998) Synthesis and characterization of biodegradable poly (L-aspartic acid-co-PEG). J. Polym. Sci. Part A, Polym. Chem. 36:2949.
Yagasaki M., Hashimoto S. (2008) Synthesis and application of dipeptides- current status and perspectives. Appl. Microbiol. Biotechnol. 81(1):13−22.
Yan D. (2007) Protection of the glutamate pool concentration in enteric bacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104(22):9475−9480.
Yan D., Ikeda T.P., Shauger A.E., Kustu S. (1996) Glutamate is required to maintain the steady-state potassium pool in Salmonella typhimurium. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93(13):6527−6531.
Yang Z., Savchenko A., Yakunin A., Zhang R., Edwards A., Arrowsmith C., Tong L. (2003a) Aspartate dehydrogenase, a novel enzyme identified from structural and functional studies of TM1643 J. Biol. Chem. 278(10):8804−8808.
Yano M., Izui K. (1997) The replacement of Lys620 by serine desensitizes Escherichia coli phosphoenolpyruvate carboxylase to the effects of the feedback inhibitors L-aspartate and L-malate. Eur. J. Biochem. 247(1):74−81.
Yoneda K., Sakuraba H., Tsuge H., Katunuma N., Ohshima T. (2007) Crystal structure of archaeal highly thermostable L-aspartate dehydrogenase/NAD/citrate ternary complex. FEBS J. 274(16):4315−4325.
Yu C., Cao Y., Zou H., Xian M. (2011) Metabolic engineering of Escherichia coli for biotechnological production of high-value organic acids and alcohols. Appl. Microbiol. Biotechnol. 89(3):573−583.
Yuan J., Bennett B.D., Rabinowitz J.D. (2008) Kinetic flux profiling for quantitation of cellular metabolic fluxes. Nat. Protoc. 3(8): 1328−1340.
Yuan J., Doucette C.D., Fowler W.U., Feng X.J., Piazza M., Rabitz H.A., Wingreen N.S., Rabinowitz J.D. (2009) Metabolomics-driven quantitative analysis of ammonia assimilation in E. coli. Mol. Syst. Biol. 5:302.
Yukawa H., Ookino S., Inui M. (2010) L-aspartic acid, production processes. In M.C. Flickinger (ed.), Encyclopedia of Industrial Biotechnology: Bioprocess, Bioseparation, and Cell Technology. John Wiley & Sons, Inc., Hoboken. P. 1−3.
Zheng L., Kostrewa D., Beraeche S., Winkler F.K., Li X.D. (2004) The mechanism of ammonia transport based on the crystal structure of AmtB of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 101(49):17 090−17 095.

Заполнить форму текущей работой