Разработка эффективной системы генетической трансформации мягкой пшеницы: Triticum aestivum L

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Содержание

Глава 1. Обзор литературы
- 1. 1. История культуры
- 1. 2. Культура ткани пшеницы in vitro
  - 1. 2. 1. Использование культуры ткани пшеницы в традиционной селекции
  - 1. 2. 2. Регенерация растений пшеницы из соматических тканей
- 1. 3. Методы генетической трансформации пшеницы
  - 1. 3. 1. Баллистический метод переноса генов
  - 1. 3. 2. Агробактериальный метод переноса генов
  - 1. 3. 3. Другие методы переноса генов
  - 1. 3. 4. Особенности векторных конструкций, используемых для трансформации однодольных культур
- 1. 4. Основные генно-инженерные направления по улучшению сортов пшеницы
  - 1. 4. 1. Придание устойчивости к грибным заболеваниям
  - 1. 4. 2. Придание устойчивости к вирусным заболеваниям
  - 1. 4. 3. Придание устойчивости к вредителям
  - 1. 4. 4. Придание устойчивости к гербицидам
  - 1. 4. 5. Придание устойчивости к засухе
  - 1. 4. 6. Улучшение качества зерна
- 1. 5. Проблема наследования гетерологичных генов
  - 1. 5. 1. Транскрипционная инактивация генов
  - 1. 5. 2. Посттранскрипционная инактивация генов
  - 1. 5. 3. Пути решения проблем, связанных с нестабильным наследованием переносимых генов

Разработка эффективной системы генетической трансформации мягкой пшеницы: Triticum aestivum L (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Пшеница является одной из важнейших сельскохозяйственных культур в мире и представляет собой основной продукт питания в 43 странах мира.

Как пищевой продукт пшеница, подобно другим хлебным злакам, обладает многими природными преимуществами. Она питательна, калорийна, ее легко хранить, транспортировать и перерабатывать в высокоочищенное сырье. Среди большого разнообразия подвидов пшеницы (22 подвида), наибольшее распространение получили только два, а именно: пшеница мягкая (Triticum aestivum L.), площади посева которой составляют 95% от всей площади занятой пшеницей, и пшеница твердая {Т. durum), занимающая менее 5% площади (Patnaik и Khurana, 2001). Пшеница мягкая является основным ингредиентом при производстве различных видов хлеба, булочек, печенья, бисквитов и многих других продуктов питания. Твердая пшеница идет на производство высококачественных макаронных изделий. Зародыши, отруби и солод являются дополнительными формами пшеничных продуктов.

Помимо значительного пищевого значения, пшеница является важной кормовой культурой, особенно в птицеводстве, благодаря высокому содержанию белка (Табл. 1). Пшеничная солома используется в животноводстве в качестве компонента грубого корма, а также применяется в качестве подстилки.

Промышленное использование зерна пшеницы включает получение крахмала для изготовления клейстера, спирта, масла и клейковины. Солома может быть использована для получения газетной бумаги, картона, упаковочного материала и предметов искусства.

Таким образом, использование пшеницы чрезвычайно широко и разнообразно и перечислить все виды ее использования просто невозможно.

Таблица 1. Примерный химический состав пшеницы и трех продуктов ее помола, %*.

Компонент Пшеница Мука, извлечение.

Цельное зерно Только зародыш 72% 80%.

Сырой белок 13,3 26,6 11,8 12,0.

Жир 2,0 10,9 1,2 1,3.

Минеральные вещества 1,7 4,3 0,46 0,65.

Клетчатка 2,3 2,5 0,40 0,50.

Др. углеводы 68,7 44,2 74,1 73,6.

Вода 12,0 11,5 12,0 12,0.

— ШОА, 1965 г.

На земном шаре пшеницу ежегодно убирают примерно с 230 млн. га. При этом сбор зерна составляет свыше 500 млн. т. Благодаря достижениям науки и техники среднемировая урожайность пшеницы неуклонно растет из года в год. Однако скорость роста урожайности пшеницы и других продовольственных культур гораздо меньше скорости роста населения земли. По данным Б АО к 2030 году ожидается увеличение населения планеты до 8 миллиардов. В связи с этим уже в первой половине 21-го века человечество столкнется с рядом новых трудностей, для решения которых потребуются принципиально новые подходы. Основная проблема, ожидающая человечество в ближайшие десятилетия — продовольственная. Эффективность современного с/х производства не позволит удовлетворить постоянно растущие потребности человечества. Увеличение валового сбора с/х продукции, ранее достигавшееся за счет роста посевных площадей, на сегодняшний день невозможно из-за ограниченности площадей пахотных земель, а также вследствие активной деградации уже используемых земель. Поэтому для решения продовольственной проблемы необходимо в первую очередь повышение урожайности основных продовольственных культур, в числе которых — пшеница.

Пшеница относится к высокоурожайным культурам. Современные сорта пшеницы способны давать более ста центнеров с одного гектара при соблюдении всех необходимых агротехнических приемов. Так в США в 1964 году сорт озимой мягкой пшеницы Гейне при орошении дал 142 ц/га. Однако средняя урожайность пшеницы в мире не превышает 23 ц/га, что объясняется сильной подверженностью пшеницы различным неблагоприятным факторам биотического и абиотического происхождения. Из абиотических факторов следует выделить недостаток влаги и засоленность почв, а из биотическихнаибольший урон причиняют грибные болезни и вредители.

Усилиями традиционной селекции получают сорта пшеницы с относительно высокой устойчивостью к тем или иным неблагоприятным факторам, однако в целом проблема повышения урожайности пшеницы и ее устойчивости, стоит по-прежнему остро. Некоторые проблемы решить с помощью классической селекции невозможно или очень сложно. Так на создание сорта пшеницы, используя обычные селекционные приемы, затрачивается 6−8 лет, что при быстрой смене расового состава возбудителей болезней резко снижает эффективность. В то же время, с помощью генно-инженерных методов можно придать растению устойчивость к целому ряду штаммов грибных патогенов, тем самым, повысив урожайность и долговечность уже существующих сортов. Поэтому, особые надежды возлагаются на генную инженерию, которая, по сути, продолжает направление традиционной селекции по улучшению генотипов полезных растений, но достигает тех же целей более эффективным и быстрым путем. Однако главным преимуществом генной инженерии растений является возможность привносить признаки, которые невозможно перенести с помощью обычной селекции.

В настоящее время получены различные трансгенные формы пшеницы с новыми хозяйственно-ценными признаками, однако в большинстве работ по переносу целевых генов в качестве объекта трансформации был использован американский модельный сорт ВоЬУЪке, утративший практическое значение. Лишь в некоторых исследованиях были получены трансгенные растения ограниченного числа коммерческих сортов пшеницы зарубежной селекции. Поскольку эффективность трансформации пшеницы в значительной степени определяется генотипом, необходима разработка эффективной генотип-независимой системы трансформации отечественных сортов пшеницы.

ВЫВОДЫ.

1. Разработана эффективная система трансформации отечественных сортов пшеницы.

2. Подобраны оптимальные условия регенерации растений нескольких сортов пшеницы из незрелых зародышей.

3. Разработана система двойной селекции трансгенных тканей, позволяющая значительно снизить долю нетрансгенных побегов среди первичных регенерантов.

4. Проанализирован характер расщепления репортерных генов gfp и gus в поколении Т) 28-ми независимых трансгенных линий и в поколении.

13-ти линий сортов Андрос и Норис, и установлено, что характер наследования большинства линий соответствует однолокусной генетической модели наследования признаков.

5. Получены трансгенные растения пшеницы сортов Андрос и Норис и проведена их оценка в полевых условиях, показавшая высокую устойчивость анализируемых линий к действию гербицида «Баста».

Показать весь текст

Список литературы

Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 1999 — С. 84−85
Гуляев Г. В. Генетика. М.: «Колос», 1977. — С. 266−275
Пирузян Э.С., Андрианов В. М. Плазмиды агробактерий и генетическая инженерия. М.: Наука, 1985. — С. 79−96.
Ainsley P.J., Aryan A.P. Efficient plant regeneration system for immature embryos of triticale (x Triticosecale Wittmack) // Plant Growth Regulators 1998. — V.24. — P.23−30.
Altpeter F., Diaz I., McAuslane H., Gaddour K., Carbonero P., Vasil I.K. Increased insect resistance in transgenic wheat stably expressing trypsin inhibitor Сте II Molecular Breeding 1999. — V.5. — P.53−63.
Altpeter F., Vasil V., Srivastava V., Vasil I.K. Integration and expression of the high-molecular-weight glutenin subunit lAxl gene into wheat // Nature Biotechnol 1996. — V.14. — P. l 155 -1159.
Altpeter F., Vasil V., Srivastava V., Stoger E., Vasil I.K. Accelerated production of transgenic wheat (Triticum aestivum L.) plants // Plant Cell Reports 1996. -V.16. -P.12−17.
Alvarez M.L., Guelman S., Haiford N.G., Lustig S., Reggiardo M.I., Ryabushkina N., Shewry P., Stein J., Vallejos R.H. Silencing of HMW glutenins in transgenic wheat expressing extra HMW subunits // Theor Appl Genet 2000. — V.100. -P.319−327.
Barro F., Cannell M.E., Lazzeri P.A., Barcelo P. The influence of auxins on transformation of wheat and tritordeum and analysis of transgene integration patterns in transformants // Theor Appl Genet 1998. — V.97. — P.684−695.
Benkirane H., Sabounji K., Chlyah A., Chlyah H. Somatic embryogenesis and plant regeneration from fragments of immature inflorescences and coleoptiles of durum wheat // Plant Cell, Tissue and Organ Culture 2000. — V.61. — P. 107−113.
Bennett M.D., Leitch I.J. Nuclear DNA amounts in Angiosperms // Ann. Bot. -1995 V.76. — P. 113−176.
Bieri S., Potrykus I., Fiitterer J. Expression of active barley seed ribosome-inactivating protein in transgenic wheat // Theor Appl Genet 2000. — V.100. -P.755−763.
Borrelli G.M., Lupotto E., Locatelli F., Wittmer G. Long-term optimized embryogenic cultures in durum wheat (Triticum durum Desf.) // Plant cell reports 1991. — V. 10. — N.6−7. — P.296−299.
Bourdon V., Harvey A., Lonsdale D.M. Introns and their positions affect the translational activity of mRNA in plant cells // EMBO Rep. 2001. — V.2. — N.5. -P. 394−398.
Brinch-Pedersen H., Olesen A., Rasmussen S.K., Holm P.B. Generation of transgenic wheat (Triticum aestivum L.) for constitutive accumulation of an Aspergillus phytase // Molecular Breeding 2000. — V.6. — P. 195−206.
Brisibe E.A., Gajdosova A., Olesen A., Andersen S.B. Cytodifferentiation and transformation of embryogenic callus lines derived from anther culture of wheat // J Exp Bot. 2000. — V.51. — N.343. — P. 187−96.
Brown C., Brooks F. J., Pearson D., Mathias R.J. Control of embryogenesis and organogenesis in immature wheat embryo callus using increased medium osmolarity and abscisic acid // Journal of Plant Physiology 1989. — V.133. -P.727−733.
Callis J., Fromm M., Walbot V. Introns increase gene expression in cultured maize cells // Genes Dev. 1987. — V.l. — P. 1183−1200.
Campbell B.T., Baenziger P. S., Mitra A., Sato S., Clemente T. Inheritance of multiple transgenes in wheat // Crop Science 2000. — V.40. — P. 1133−1141.
Cannell M.E., Doherty A., Lazzeri P.A., Barcelo P. A population of wheat and tritordeum transformants showing a high degree of marker gene stability and heritability // Theor. Appl. Genet. 1999. — V.99. — P.772−784.
Carman J., Jefferson N., Campbell W. Induction of embryogenic Triticum aestivum L. calli. II Quantification of organic addenda and other culture variable effects I I Plant Cell, Tissue and Organ Culture 1989. — V.12. — P.97−110.
Caswell K. L., Leung N. L., Chibbar R. N. An efficient method for in vitro regeneration from immature inflorescence explants of Canadian wheat cultivars // Plant Cell, Tissue and Organ Culture 2000. — V.60. — P.69−73.
Chan M., Cheng H., Ho S., Tong W., Xu S. Agrobacterium-mediated production of transgenic rice plants expressing a chimeric a-amylase promoter/ /?-glucuronidase gene // Plant Molecular Biology -1993. V.22. — P.491−506.
Chareonpornwattana S., Thara K.V., Wang L., Datta S.K., Panbangred W., Muthukrishnan S. Inheritance, expression, and silencing of a chitinase transgene in rice // Theor Appl Genet 1999. — V.98. — P.371−378.
Chen D.F., Dale P.J. A comparison of methods for delivering DNA to wheat: the application of wheat dwarf virus DNA to seeds with exposed apical meristems // Transgenic Research 1992. — V.l. — P.93−100.
Cheng M., Fry J.E., Pang S., Zhou H., Hironaka C.M., Duncan D.R., Conner T.W., Wan Y. Genetic transformation of wheat mediated by Agrobacterium tumefaciens II Plant. Physiol. 1997. — V. l 15. — P.971−980.
Chibbar R.N., Kartha K.K., Leung N., Qureshi J., Caswell K. Transient expression of marker genes in immature zygotic embryos of spring wheat (Triticum aestivum L.) through microprojectile bombardment // Genome 1991. — V.34. — P.453−460.
Chiu W.L., Niwa Y., Zeng W., Hirano T., Kobayashi H., Sheen J. Engineered GFP as a vital reporter in plants // Curr. Biol. 1996. — V.6. — P.325−330.
Christensen A.H., Quail P.H. Ubiquitin promoter-based vectors for high-level expression of selectable and/or screenable marker genes in monocotyledonous plants // Transgenic Res 1996. — V.5. — P.213−218.
Christou P. Strategies for variety-independent genetic transformation of important cereals, legumes and woody species utilizing particle bombardment // Euphytica -1995.-V.85.-P. 13−27.
Christou P., McCabe D.E., Swain W.F. Stable transformation of soybean callus by DNA coated particles // Plant Physiol. 1988. — V.87. — P.671−674.
Chu C.C., Wang C.C., Sun C.S., Hsu C., Yin K.C., Chu C.Y. Establishment of an efficient medium for anther culture of rice through comparative experiments on the nitrogen sources // Scientia Sinica 1975. — V. l8. — P.659−668.
Chugh A., Khurana P. Regeneration via somatic embryogenesis from leaf basal segments and genetic transformation of bread and emmer wheat by particle bombardment // Plant Cell, Tissue and Organ Culture 2003. — V.74. — P.151−161.
Close K. R, Ludeman L.A. The effect of auxin-like plant growth regulators and osmotic regulation on induction of somatic embryogenesis from elite maize inbreds // Plant Sci. 1987. — V.52. — P.81−89.
De Block M., Debrouwer D., Moens T. The development of a nuclear male sterility system in wheat. Expression of the barnasegene under the control of tapetum specific promoters // Theor Appl Genet 1997. — V.95. — P. 125−131.
Delporte F., Mostade 0., Jacquemin J.M. Plant regeneration through callus initiation from thin mature embryo fragments of wheat // Plant Cell Tiss. Org. Cult. 2001. — V.67. — P.73−80.
Demeke T., Hucl P., Baga M., Caswell K., Leung N., Chibbar R.N. Transgene inheritance and silencing in hexaploid spring wheat // Theor. Appl. Genet. 1999. — V.99.-P.947−953.
Dixon R.A., Harrison M. Activation, structure and organization of genes involved in microbial defence in plants // Adv Genet 1990. — V.28. — P. 165−234.
Donath M., Mendel R., Cerff R., Martin W. Intron-dependent transient expression of the maize GapAl gene // Plant Mol Biol. 1995. -V.28. — P.667−676.
Dunstan D.I., Short K.C., Thomas E. The anatomy of secondary morphogenesis in cultured scutellum tissue of Sorghum bicolor II Protoplasma 1978. — V.97. -P.251−260.
Elliot A.R., Campbell J.A., Brettell I.S., Grof P.L. Agrobacterium-mQdiated transformation of sugarcane using GFP as a screenable marker // Aust. J. Plant. Physiol. 1998. — V.25. — P.739−743.
Fennel S., Bohoroba N., Crossa J., Hoisington D., Van-Ginkel M. Plant regeneration from immature embryos of 48 elite CIMMYT bread wheats // Theor Appl Genet 1996. — V.92. — P. 163−169.
Fernandez S., Michaux-Ferrier N., Coumans M. The embryogenic response of immature embryo cultures of durum wheat (Triticum durum Desf.): histology and improvement by AgN03 // Plant Growth Regulation 1999. — V.28. — P. 147−155.
Finer J.J., Vain P., Jones M.W., McMullen M.D. Development of the particle inflow gun for DNA delivery to plant cells // Plant Cell Reports 1992. — V. 11. — P.232−238.
Fire A., Xu S., Montgomery M., Kostas S., Driver S. et al. Potent and specifi c genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans I I Nature 1998. — V.391. — P.806—811.
Folling L., Olesen A. Transformation of wheat (Triticum aestivum L.) microspore-derived callus and microspores by particle bombardment // Plant Cell Rep 2001. -V.20.-P.629−636.
Fu X., Kohli A., Twyman R.M., Christou P. Alternative silencing effects involve distinct types of non-spreading cytosine methylation at a three-gene, single-copy transgenic locus in rice // Mol Gen Genet 2000. — V.263. — P. 106−118. O Springer-Verlag.
Fueng C., Mumma R.O., Hamilton R.H. Metabolism of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid. VI. Biological properties of amino acid conjugates // J. Agr. Food Chem. 1974. — V.22. — P.307−309.
Galiba G., Erdei L. Dependence of wheat callus growth, differentiation and mineral content on carbohydrate supply // Plant Sci. 1986. — V.45. — P.65−70.
Ghorbel R., Juarez J., Navarro L., Pena L. Green fluorescent protein as a screenable marker to increase the efficiency of generating transgenic woody fruit plants // Theor. Appl. Genet. 1999. — V.99. — P.350−358.
Haccius B. Question of unicellular origin of nonzigotic embryos in callus culture // Phytomorphology 1978. — V.28. — P.74−81.
Hadi M. Z., McMullen M.D., Finner J.J. Transformation of 12 different plasmids into soybean via particle bombardment // Plant Cell Reports 1996. — V.15. -P.500−503.
Hammond J., McGarvey P., Yusibov V. Plant biotechnology: new products and applications Eds., New York, Springer, pp. 95−115 (2000)
Harper B.K., Mabon S.A., Leffel S.M., Halfhill M.D., Richards H.A., Moyer
K.A., Stewart C.N. Jr. Green fluorescent protein as a marker for expression of a second gene in transgenic plants // Nat. Biotechnol. 1999. — V.17. — P.1125−1129.
Hart J.H. Role of phytostilbenes in decay and disease resistance // Annu Rev Phytopathol 1981. — V.19. — P.437−458.
Haseloff J., Amos B. GFP in plants // Trends Genet. -1995 V. l 1. -P.328−329.
He D.G., Yang Y.M., Scott K.J. A comparison of scutellum callus and epiblast callus induction in wheat: the effect of genotype, embryo age and medium // Plant Sci. 1988. — V.57. — P.225−233.
He D.G., Mouradev A., Yang Y.M., Mouradeva E., Scott K.J. Transformation of wheat (Triticum aestivum L.) through electroporation of protoplasts // Plant Cell Reports 1994. — V. 14. — P. 192−196.
He G.Y., Lazzeri P.A. Analysis and optimization of DNA delivery into wheat scutellum and tritordeum inflorescence explants by tissue elctroporation // Plant Cell Reports 1998. — V. 18. — P.64−70.
Hiei Y., Ohta S., Komari T., Kumashiro T. Efficient transformation of rice (Oryza sativa L.) mediated by Agrobacterium and sequence analysis of the boundaries of the T-DNA // Plant Journal 1994. — V.6. — P.271−282.
Hu W., Cheng C-L. Expression of Aequorea green fluorescent protein in plant cells // FEBS Lett 1995. — V.369. — P.331−334.
Hu C.-Y., Chee P.P., Chesney R.H. et al. Intrinsic GUS-like activities in seed plants // Plant Cell Rep. 1990. — V.9. — P. 1−5.
Jones L., Ratcliff F., Baulcombe D.C. RNA-directed transcriptional gene silencing in plants can be inherited independently of the RNA trigger and requires Metl for maintenance // Curr. Biol. 2001. — V. 11. — P. 1−20.
Jordan M.C. Green fluorescent protein as a visual marker for wheat transformation // Plant Cell Reports 2000. — V.19. — P. 1069−1075.
Kass S.U., Pruss D., Wolffe A.P. How does DNA methylation repress transcription? // Trends Genet 1997. — V.13. — P.444−449.
Kavi Kishor P.B., Reddy G.M. Retention and revival of regenerating ability by osmotic adjustment in long-term cultures of four varieties of rice // Plant Physiol. -1986.-V.126.-P.49−54.
Khanna H.K., Daggard G.E. Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of wheat using a superbinary vector and a polyamine-supplemented regeneration medium // Plant Cell Rep 2003. -V.21. — P.429−436.
Khurana P., Sehgal A., Chugh A. Transgene interactions in transgenics // In: Srivastava, P. S., ed. Plant Tissue Culture and Molecular Biology-Applications and Prospects. Narosa Publishing House, New Delhi, India. 1998 — P.728−750.
Klein T.M., Jones T.J. Methods of genetic transformation: the gene gun // In: Vasil IK (ed) Molecular Improvement of Cereal Crop 1999. — P.21−42. Kluwer Academic, London
Klein T.M., Harper E.C., Svab Z., Sanford J.C., Fromm M.E., Maliga P. Stable genetic transformation of intact Nicotiana cell by the particle bombardment process // Proc Natl Acad Sci USA 1988. — V.85. — P.8502−8505.
Klein T.M., Wolf E.D., Wu R., Sanford J.C. High-velocity microprojectiles for delivering nucleic acids into living cells // Nature 1987. — V.327. — P.70−73.
Kloti A., Iglesias V.A., Wijnn J., Burkhardt P.K., Datta S.K., Potrykus I. Gene transfer by electroporation into intact scutellum cells of wheat embryos // Plant Cell Reports 1993. — V.12. — P.671−675.
Koltin Y. Viruses of fungi and simple eukariotes // Mycology Series 1988. -V.7. — (eds Koltin Y., and Leibowitz M J.) P.209−242 (Marsel Dekker, New York, NY, 1988).
Korber-Grohne U. (1988) Nutzpflanzen in Deutschland Kulturgeschichte und Biologie. Theiss Verlag, Stuttgart, Germany.
Koziel M.G., Carozzi N.B., Desai N. Optimizing expression of transgenes with an emphasis on post-transcriptional events // Plant Mol. Biol. 1996. — V.32. -P.393−405.
Krysiak C., Mazu’s B., Buchowicz J. Generation of DNA double-strand breaks and inhibition of somatic embryogenesis by tungsten microparticles in wheat // Plant Cell, Tissue and Organ Culture 1999. — V.58. — P.163−170.
Kumpatla S.P., Teng W., Bucholz W.G., Hall T.C. Epigenetic transcriptional silencing and 5-azacytidine mediated reactivation of a complex transgene in rice // Plant Physiol. -1997. V. l 15. — P.361−373.
Leckband G., Lorz H. Transformation and expression of a stilbene synthase gene of Vitis vinifera L. in barley and wheat for increased fungal resistance // Theoretical and Applied Genetics 1998. — V.96. — P.1004−1012.
Lee B., Murdoch K., Topping J., Kreis M., Jones M.G.K. Transient gene expression in aleurone protoplasts isolated from developing caryopses of barley and wheat // Plant Molecular Biology 1989. — V.13. — P.21−29.
Leffel S.M., Mabon S.A., Stewart C. N Jr. Applications of green fluorescent protein in plants // Biotechniques -1997. V.23. — P.912−918.
Li Z., Upadhyaya N.M., Meena S., Gibbs A J., Waterhouse P.M. Comparison of promoters and selectable marker genes for use in Indica rice transformation // Molecular Breeding 1997. — V.3. — P. 1−14.
Limanton-Grevet A., Jullien M. Agrobacterium-mQdmtQd transformation of Asparagus officinalis L.: molecular and genetic analysis of transgenic plants // Mol. Breed. 2001. — V.7. — P. 141−150.
Linacero R., Lopez-Bilbao M.G., Romero C., Laurie D.A., Vazquez A.M. Genotypic differences in polyembryo formation and somatic embryogenesis increment in wheat (Triticum aestivum L.), following 2,4-D treatment // Euphytica 1996. — V.89. — P.345−348.
Liu H.S., Jan M.S., Chou C.K., Chen P.H., Ke H.J. Is green fluorescent protein toxic to the living cells // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. — V.260. -P.712−717.
Loeb T.A., Reynolds T.L. Transient expression of the uidA gene in pollen embryoids of wheat following microprojectile bombardment // Plant Science -1994. V.104. -P.81−91.
Lonsdale D.M., Lindup S., Moisan J., Harvey A. Using firefly luciferase to identify the transition from transient to stable expression in bombarded wheat scutellar tissue // Physiologia Plantarum 1998. — V.102. — P.447−453.
Lorz H., Becker D., Liitticke S. Molecular wheat breeding by direct gene transfer // Euphytica 1998. — V.100. — P.219−223.
Lorz H., Backer B., and Schell J. Gene transfer to cereal cells mediated by protoplast transformation // Molecular and General Genetics 1985. — V.199. -P. 178−192.
Luhrs R., Lorz H. Plant regeneration in vitro from embryogenic cultures of spring- and winter-type barley {Hordeum vulgare L.) // Theor Appl Genet 1987. — V.82. — P.74−80.
Mahalakshmi A., Chugh A., Khurana P. Exogenous DNA uptake via cellular perneabilization and expression of foreign gene in wheat zygotic embryos // Plant Biotechnogy 2000. — V.17. — P.235−240.
Mahalakshmi A., Maheshwari S.C., Khurana P. High frequency divisions in leaf base protoplasts of wheat (Triticum aestivum L.) // Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology 1993. — V.2. — P.61−65.
Mathias R.T., Boyd L.A. Cefotaxime stimulates callus growth embryogenesis and regeneration in hexaploid bread wheat (Triticum aestivum L) // Plant Sci -1986. V.46. — P.217−223.
Matzke M.A., Matzke A.J.M., Eggleston W.B. Paramutation and transgene silensing: a common response to invasive DNA // Trends Plant Sci 1996. — V.l. -P.382−388.
Matzke M.A., Matzke A.J.M. How and why do plants inactivate homologous (trans)genes? // Plant Physiol. 1995. — V.107. — P.679−685.
McElroy D., Zhang W., Ca J., Wu R. Isolation of and efficient Actin promoter for use in rice transformation // Plant Cell 1990. — V.2. — P. 163−171.
Mentewab A., Letellier V., Marque C., Sarrafi A. Use of anthocyanin biosynthesis stimulatory genes as marker for the genetic transformation of haploid embryos and isolated microspores in wheat // Cereal Res Commun 1999. -V.27. -P.l-2.
Meyer P. Variation of transgene expression in plants // Euphytica 1995. -V.85. -P.359−366.
Mlynarova L., Keizer L.C.P., Stiekema W.J., Nap J.P. Approaching the lower limits of transgene variability // Plant Cell 1996. — V.8. — P.1589−1599.
Mohanty A., Sarma N.P., Tyagi A.K. Agrobacterium-mQdiatQd high frequency transformation of an elite indica rice varity Pusa Basmati 1 and transmission of the transgenes to R2 progeny // Plant Sci. 1999. — V.147. — P.127−137.
Molinier J., Himber C., Hahne G. Use of green fluorescent protein for detection of transformed shoots and homozygous offspring // Plant Cell Rep 2000. — V.19. -P.219−223.
Mooney P.A., Goodwin P.B. Adherence of Agrobacterium tumefaciens to the cells of immature wheat embryos // Plant Cell Tissue Organ Culture 1991. -V.25.-P.199−208.
Moore T.C. Biochemistry and physiology of plant hormones // Springer, Berlin Heidelberg New York, 1989.- P.330.
Muller E., Lorz H., Liitticke S. Variability of transgene expression in clonal cell lines of wheat // Plant Sci. 1996. — V. l 14. — P.71−82.
Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant 1962. — V.15. — P.473−497.
Murray F., Brettell R., Matthews P., Bishop D., Jacobsen J. Comparison of Agrobacterium-mediatQd transformation of four barley cultivars using the GFP and GUS reporter genes // Plant Cell Rep 2004. — V.22. — P.397−402.
Nehlin L., Moller C., Bergman P., Glimelius K. Transient ?-gus and gfp gene expression and viability analysis of microprojectile bombarded microspores of Brassica napus L. I IJ Plant Physiol 2000. — V. 156. — P. 175−183.
Niedz R.P., Sussman M.R., Satterlee J.S. Green fluorescent protein: an in vivo reporter of plant gene expression // Plant Cell Reports 1995. — V.14. — P.403−406.
Nissen P. Stimulation of somatic embryogemesis by ethylene: Effects of modulators of ethylene biosynthesis and action // Physiol Plant 1994. — V.92. -P.397−403.
Oard J.H., Paige D., Dvorak J. Chimeric gene expression using maize intron in cultured cells of bread wheat // Plant Cell Reports 1989. — V.8. — P.156−160.
O’Kennedy M.M., Burger J.T., Botha F.C. Pearl millet transformation system using the positive selectable marker gene phosphomannose isomerase // Plant Cell Rep 2004. — V.22. — P.684−690.
Orshinsky B.R., Sadasivaiah R.S. Effect of plant growth conditions, plating density, and genotype on the anther culture response of soft white spring wheat hybrids // Plant Cell Reports 1997. — V.16. — P.758−762.
Ozias-Akins P., Vasil I.K. Plant regeneration from cultured embryos and inflorescence of Triticum aestivum (wheat): Evidence for somatic embryogenesis // Protoplasma 1982. — V. l 10. — P.95−105.
Palauqui J., Elmayan T., Pollien J., Vaucheret H. Systemic acquired silencing: Transgene specific post-transcriptional silencing is transmitted by grafting from silenced stocks to non-silenced scions // EMBO J -1997. V.16. — P.4738−4745.
Papenfus J.M., Carman J.G. Enhanced regeneration from wheat callus cultures using dicamba and kinetin // Crop Sci. 1987. — V.27. — P.588−593.
Pastori G.M., Wilkinson M.D., Steele S.H., Sparks C.A., Jones H.D., Parry M.A.J. Age-dependent transformation frequency in elite wheat varieties // J. of Experimental Botany 2001. -V.52. -N.357. — P.857−863.
Patnaik D., Khurana P. Wheat biotechnology: A minireview // Electronic J of Biotechnology 2001. — V.4. — N.2. — P. 1−29.
Pawlowski W.P., Somers D.A. Transgene inheritance in plants genetically engineered by microprojectile bombardment // Mol. Biotechnol. 1996. — V.6. -P.17−30.
Pawlowski W.P., Torbert K.A., Rines H.W., Somers D.A. Irregular patterns of transgene silencing in allohexaploid oat // Plant Mol Biol 1998. — V.38. -P.597−607.
Punja Z.K. Genetic engineering of plants to enhance resistance to fungal pathogens-a review of progress and future prospects // Can. J. Plant Pathol. -2001. V.23. -P.216−235.
Rasco-Gaunt S., Riley A., Barcelo P., Lazzeri P.A. Analysis of particle bombardment parameters to optimise DNA delivery into wheat tissues // Plant Cell Reports 1999a. — V.19. — P. 118−127.
Razin A. CpG methylation, chromatin structure and gene silencing- the three way interaction // EMBO Journal 1998. — V.7. — P.4905−4908.
Redway F.A., Vasil V., Lu D., Vasil I.K. Identification of callus types for long-term maintenance and regeneration from commercial cultivars of wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. 1990. — V.79. — P.609−617.
Rethmeier N., Seurinck J., Van Montagu M., Cornelissen M. Intron-mediated enhancement of transgene expression in maize is a nuclear, gene-dependent process // Plant J. 1997. — V.12. — P.895−899.
Rhodes C., Pierce D., Mettler I., et.al. Genetically transformed maize plants from protoplasts // Sci. 1988. — V.240. — P.204−207.
Rogers S., Bendich A. Extraction of total cellular DNA from plants, algae and fungi // Gelvin S., Schiperoort R. Plant Molecular Biology Manual. A Kluwer Academic Publishers. Dordrecht, Boston, London. — 1995. — Section 7−1.
Rooke L., Bekes F., Fido R., Barro F., Gras P., Tatham A. S., Barcelo P., Lazzeri P., Shewry P. R. Overexpression of a gluten protein in pransgenic wheat results in greatly increased dough strength // Journal of Cereal Science 1999. -V.30.-P.115−120.
Rose A.B., Beliakoff J.A. Intron-mediated enhancement of gene expression independent of unique intron sequences and splicing // Plant Physiology. 2000. -V.122. -P.535−542.
Russell D.A., Fromm M.E. Tissue-specific expression in transgenic maize of four endosperm promoters from maize and rice // Transgenic Res 1997. — V.6. -P.157−168.
Russell J.A., Roy M.K., Sanford J.C. Physical trauma and tungsten toxicity reduce the efficiency of biolistic transformation // Plant Physiol. 1992. — V.98. -P.1050—1056.
Sanford J.C. The biolistic process // Trends Biotechnol. 1988. — V.6. — P.299−302.
Schoffl F., Schroder G., Kliem M., Rieping M. An SAR sequence containing 395 bp DNA fragment mediates enhanced, gene-dosage-correlated expression of a chimaeric heat shock gene in transgenic tobacco plants // Transgenic Res 1993.- V.2. -P.93−100.
Scott A., Woodfield D., White D.W.R. Allelic composition and genetic background effects on transgene expression and inheritance in white clover // Mol Breed 1998. — V.4. — P.479⁹⁰.
Sears R.G., Deckard E.L. Tissue culture variability in wheat: callus induction and plant regeneration // Crop Sci 1982. — V.22. — P.546−550.
Sela-Buurlage M.B.B., Ponstein A.S., Bres-Vloemans S.A., Melchers L.S., van den Elzen P.J.M., Cornelissen B.J.C. Only specific tobacco (Nico tabacum) chitinases and b-l, 3-glucanases exhibit antifungal activity // Plant Physiol 1993.- V.101.-P.857−863.
Sheen J., Hwang S.B., Niwa Y., Kobayashi H., Galbraith D.W. Green fluorescent protein as a new vital marker in plant cells // Plant J 1995. — V.8. -P.777−784.
Shewry P.R., Lazzery P. Molecular approaches to wheat quality improvement // Chemistry and Industry 1997. — V.21. — P.559−562.
Shirsat A.H., Wilford N., Cray R.R.D. Gene copy number and levels of expression in transgenic plants of a seed-specific gene // Plant Sei 1989. — V.61.- P.75−80.
Simpson G.G., Filipowicz W. Splicing of precursors to mRNA in higher plants: mechanism, regulation and subnuclear organization of the spliceosomal machinery // Plant Mol. Biol. 1996. — V.32. — P. l^l.
Sitte P., Ziegler H., Ehrendorfer F., Bresinsky A. Lehrbuch der Botanik fur Hochschulen // Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, Jena, New York, 33. Auflage, -1991. -P.514−115.
Sivamani E., Brey Ch.W., Talbert L.E., Young M.A., Dyer W.E., Kaniewski W.K., Qu R. Resistance to wheat streak mosaic virus in transgenic wheat engineered with the viral coat protein gene // Transgenic Research 2002. — V. l 1. -P.31−41.
Sivamani E., Brey Ch.W., Talbert L.E., Dyer W.E., Qu R. Resistance to wheat streak mosaic virus in transgenic wheat expressing the viral replicase (Nib) gene // Molecular Breeding 2000. — V.6. — P.469−477.
Smith H.A., Swaney S.L., Parks T.D., Wernsmann E.A., Dougherty W.G. Transgenic plant virus resistance mediated by un- translatable sense RNAs: expression, regulation, and fate of nonessential RNAs // Plant Cell 1994. — V.6.1. P.1441—1453.
Sorokin A.P., Ke X.Y., Chen D.F., Elliott M.C. Production of fertile transgenic wheat plants via tissue electroporation // Plant Science 2000. — V. l56. — P.227−233.
Srivastava V., Anderson O.D., Ow D.W. Singlecopy transgenic wheat generated through the resolution of complex integration patterns // Proceedings in National Academy of Science of the United States of America 1999. — V.96. — P. lll 17— 11 121.
Srivastava V., Vasil V., Vasil I.K. Molecular characterization of the fate of transgenes in transformed wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet.1996.-V.92.-P.1031−1037.
Stark-Lorenzen P., Nelke B., Ha" nler G., Mu" hlbach H.P., Thomzik J.E. Transfer of a stilbene synthase gene to rice (Oryza sativa L.) // Plant Cell Rep1997. V.16. -P.668−673.
Stewart C. N Jr. The utility of green fluorescent protein in transgenic plants // Plant Cell Rep. 2001. — V.20. — P.376−382.
Stewart C.N. Jr. Monitoring transgenic plants using in vivo markers // Nat Biotechnol 1996. -V.14. — P.682 Cell Rep — V.14. — P.403¹⁰⁶.
Stoger E., Williams S., Keen D., Christou P. Molecular characteristics of transgenic wheat and the effect on transgene expression // Transgenic Research1998.- V.7. P.463−471.
Takano M., Egawa H., Ikeda J-E., Wakasa K. The structures of integration sites in transgenic rice // Plant J. 1997. — V. 11. — P.353−361.
Takumi S., Murai K., Mori N., Nakamura C. Trans-activation of a maize Ds transposable element in transgenic wheat plants expressing the Ac transposase gene // Theoretical and Applied Genetics 1999. — V.98. — P.947−953.
Takumi S., Shimada T. Variation in transformation frequencies among six common wheat cultivate through particle bombardment of scutellar tissues // Genes Genet Syst- 1997. V.72. — P.63−69.
Thomas M.R., Scott KJ. Plant regeneration by somatic embryogenesis from callus initiated from immature embryos and immature inflorescences of Hordeum vulgarQ //J. Plant Physiol. 1985. — V. 121. — P. 159−169.
Topfer R., Gronenborn B., Schell J., Steinbiss H.H. Uptake and transient expression of chimeric genes in seed-derived embryos // Plant Cell. 1989. — V.l. -N.1.-P.133−139.
Uze M., Potrykus I., Sautter C. Single-stranded DNA in the genetic transformation of wheat (Triticum aestivum L.): transformation frequency and integration pattern // Theor Appl Genet 1999. — V.99. — P .487−495.
Vain P., Flament P., Soudain P. Role of ethylene in embryogenic callus initiation and regeneration in Zea mays L. // J Plant Physiol 1989. — P.537−540. N?
Vasil I.K., Anderson O.D. Genetic engineering of wheat glutein // Journal? -1997. V.2. — N.8. — P.292−297.
Vasil V., Castillo A.M., Fromm M.E., Vasil I.K. Herbicide resistant fertile transgenic wheat plants obtained by microprojectile bombardment of regenerable embryogenic callus // Biotechnology 1992. — V.10. — P.667−674.
Vasil V., Brown S.M., Re D., Fromm M.E., Vasil I.K. Stably transformed callus lines from microprojectile bombardment of cell suspension cultures of wheat // Biotechnology 1991. — V.9. — P.743−747.
Vasil V., Srivastava V., Castillo A.M., Fromm M.E., Vasil, I.K. Rapid production of transgenic wheat plants by direct bombardment of cultured immature embryos // Biotechnology 1993. — V. 11. — P. 1553−1558.
Voinnet O. RNA silencing as a plant immune system against viruses // Trends in Genetics 2001 — V. l7. — N.8. — P.449−459.
Walters D.A., Vetsch C.S., Potts D.E., Lundquist R.C. Transformation and inheritance of a hygromycin phosphotransferase gene in maize plants // Plant Mol. Biol. 1992. — V.18. — P. 189−200.
Wang Y.C., Klein T.M., Fromm M., Cao J., Sanford J.C., Wu R. Transient expression of foreign genes in rice, wheat and soybean cells following particle bombardment // Plant Molecular Biology 1988. — V. 11. — P .433¹³⁹.
Watanabe Y., Ogawa T., Takahashi H., Ishida I., Takeuchi Y., Yamamoto M., Okada Y. Resistance against multiple viruses in plant mediated by a double stranded-RNA specific ribonuclease // FEBS Letters 1995. — V.372. — P. 165 168.
Webb K.J., Morris P. Methodologies of plant transformation. In: Plant genetic manipulations for crop protection // Biotechnology in Agricultural series 1992 -N.7. — Gatehouse (Ed.). — CAB International-P.7−43.
Weeks J.T., Anderson O.D., BlechI A.E. Rapid production of multiple independent lines of fertile transgenic wheat (Triticum aestivum) II Plant Physiol -1993. V.102. -P.1077−1084.
Wernicke W., Brettel. R., Wakizuka T., Potrycus I. Adventitious embryoid and root formation from rice leaves // Z. Pfllazenphysiol. 1981. — V.103. — P.361−365.
Werr W., Lorz H. Transient gene expression in a Gramineae cell line // Molecular and General Genetics 1986. — V.202. — P.471¹⁷⁵.
Wheeller A.W. Changes in growth-substances contents during growth of wheat grains // Ann Appl Biol -1972. V.72. — P.327−334.
Wilmink A., Dons J. Selective agents and marker genes for use in transformation of monocotyledonous plants // Plant Mol Biol Rep 1993. — V. l 1. -P.165−185.
Witrzens B., Brettell R.I.S., Murray F.R., McElroy D., Li Z., Dennis E.S. Comparison of three selectable marker genes for transformation of wheat bymicroprojectile bombardment // Australian J. Plant Physiol. 1998. — V.25. -P.39—44.
Woolston C.J., Barker R., Gunn H., Boulton M.I., Mullineaux P.M. Agroinfection and nucleotide sequence of cloned wheat dwarf virus DNA // Plant Molecular Biology 1988. — V. l 1. — P.35−43.
Xu Y., Yu H., Hall T.C. Rice triosephosphate isomerase gene 59 sequence directs b-glucuronidase activity in transgenic tobacco but requires an intron for expression in rice // Plant Physiol. 1994. — V.106. — P.459−467.
Yang S.F., Hoffman N.E. Ethylene biosynthesis and its regulation in higher plants //Ann. Rev. Plant Physiol. 1984. -V.35. — P. 155−189.
Yu H., Kumar P. P. Post-transcriptional gene silencing in plants by RNA // Plant Cell Rep 2003. — V.22. — P. 167−174.
Zaghmout O.M.F. Transformation of protoplasts and intact cells from slowly growing embryogenic callus of wheat (Triticum aestivum L.) // Theoretical and Applied Genetics 1994. — V.89. — P.577−582.
Zeller F., Friebe B. Evolution und zuchtung des saatweizens (Triticum aestivum L.) // Biologie in unserer Zeit 1991. — V.5. — P.248−254.
Zhang L., French R., Langenberg W.G.,. Mitra A. Accumulation of barley stripe mosaic virus is significantly reduced in transgenic wheat plants expressing a bacterial ribonuclease // Transgenic Research 2001. — V. 10. — P. 13−19.
Zhang S-H., Lawton M.A., Hunter T., Lamb C.J. Atpkl, a novel ribosomal protein kinase gene from Arabidopsis: I. Isolation, characterization, and expression // J. Biol. Chem. 1994. — V.269. — P.17 586−17 592.
Zhou H., Stiff C.M., KonzakC.F. Stably transformed callus of wheat by electroporation- induced direct gene transfer // Plant Cell Reports 1993. — V.12. -P.612−616.
Zhu Z., Sun B., Liu C., Xiao G., Li X. Transformation of wheat protoplasts mediated by cationic liposome and regeneration of transgenic plantlets // Chinese Journal of Biotechnology 1993.-V.9.-P.257−261.

Заполнить форму текущей работой