Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Структурно-функциональные домены матриксного белка М1 вируса гриппа

Диссертация: Структурно-функциональные домены матриксного белка М1 вируса гриппа
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Актуальность проблемы. Вирусы вызывают около 80% инфекционных заболеваний человека, среди которых одно из ведущих мест занимают грипп и гриппоподобные заболевания. В связи с этим проблема гриппа является одной из актуальных медицинских проблем, в решении которой важное значение имеет разработка эффективных профилактических и лечебных средств. Вполне понятно, что успешное решение этой проблемы… Читать ещё >

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ м
  • ВВЕДЕНИЕ. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА СЕМЕЙСТВА ОРТОМИКСОВИРУСОВ
  • ГЛАВА 1. СТРУКТУРА ВИРУСА ГРИППА
    • 1. Геном вируса гриппа А
    • 2. Роль вирусных белков в структурной организации вириона гриппа А
    • 3. Матриксный белок вируса гриппа, А как элемент, обеспечивающий целостность вирусной частицы
      • 3. 1. Свойства матриксного белка вируса гриппа
      • 3. 2. Роль матриксного белка в организации вирусных частиц
      • 3. 3. Структура матриксного белка
      • 3. 4. Методы выделения матриксного белка Ml
    • 4. Особенности структуры вирусов гриппа А, В и С и их матриксных белков
  • ГЛАВА 2. РЕПЛИКАЦИЯ ВИРУСА ГРИППА
    • 1. Этапы репликации вируса гриппа
    • 2. Роль вирусных белков в процессе репликации вируса гриппа А
    • 3. Роль матриксного белка в процессе репликации вируса гриппа
    • 4. Участие протеаз в репликации вируса гриппа 51 4.1.Роль протеаз хозяйских клеток в репликации вируса гриппа
      • 4. 2. Ингибиторы протеаз в системе вирусного протеолиза
    • 5. Особенности репликации и свойств матриксного белка Ml у вирусов гриппа А,
  • ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
  • ГЛАВА 1. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 1. 1. Получение и очистка вируса гриппа
    • 1. 2. Выделение матриксного белка Ml из вирионов и его очистка
    • 1. 3. Расщепление матриксного белка посредством гидролиза муравьиной кислотой
    • 1. 4. Разделение гидролитических фрагментов матриксного белка
    • 1. 5. Электрофоретический анализ белков
    • 1. 6. Количественная оценка полипептидов в элюатах
    • 1. 7. Получение антител к N-концевой области белка Ml
    • 1. 8. Исследование протеаза-связывающей активности
    • 1. 9. Иммуноферментное картирование протеаза-связывающей области молекулы Ml
    • 1. 10. Конъюгация апротинина
    • 1. 11. Сорбция апротинина на синтетических мембранах
    • 1. 12. Окраска мембран коллоидным серебром
    • 1. 13. Иммунизация животных
    • 1. 14. Иммуноферментный анализ реактивности сывороток
    • 1. 15. Спот-иммуноанализ сывороток
    • 1. 16. Анализ трипсин-связывающей активности апротинина
    • 1. 17. Ингибирование трипсин-связывающей активности апротинина с помощью антител к нему
    • 1. 18. Приготовление малых лецитиновых липосом
    • 1. 19. Мечение вирусных препаратов атомарным тритием и их последующая характеристика
    • 1. 20. Анализ меченых тритием препаратов
      • 1. 20. 1. Анализ меченых тритием вирусных полипептидов
      • 1. 20. 2. Анализ меченых тритием липосомных липидов
      • 1. 20. 3. Анализ меченых тритием угдеводов
    • 1. 21. Расщепление и разделение Ml-белка на пептиды протеолитическим способом и анализ полученных пептидов
      • 1. 21. 1. Ферментативный гидролиз трипсином Ml-белка в водном растворе
      • 1. 21. 2. Высокоэффективная жидкостная хроматография в обращенной фазе (HPLC)
      • 1. 21. 3. Аминокислотный анализ пептидов Ml
      • 1. 21. 4. Ковалентное связывание Ml-белка с тиопропш-сефарозо й 6В
      • 1. 21. 5. Расщепление иммобилизованного матриксного белка и разделение его пептидов
  • РЕЗУЛЬТАТЫ
  • ГЛАВА 2. ПРОТЕАЗА-СВЯЗЫВАЮЩАЯ ОБЛАСТЬ МАТРИКСНОГО БЕЛКА Ml ВИРУСА ГРИППА А
    • 1. Гидролитическое расщепление белка Ml с помощью муравьиной кислоты
    • 2. Исследование взаимодействия с трипсином белка Ml и его гидролитических фрагментов
    • 3. Иммунологическое картирование протеаза-связывающей области молекулы Ml с помощью антител
    • 4. Сходство матриксного белка Ml вируса гриппа, А с апротинином
      • 4. 1. Сравнение структур белка Ml и апротинина
      • 4. 2. Сравнение трипсин-связывающей активности белка Ml и апротинина
    • 5. Изучение свойств апротинина
      • 5. 1. Конъюгирование апротинина
      • 5. 2. Адсорбция на синтетических мембранах апротинина и апротинина, конъюгированного глутаровым альдегидом
      • 5. 3. Иммуногенные свойства апротинина
  • ГЛАВА 3. ЛОКАЛИЗАЦИЯ МАТРИКСНОГО БЕЛКА Ml ВИРУСОВ ГРИППА В ВИРИОНЕ
    • 1. Поверхностное мечение вирусов гриппа атомами трития и распределение метки в поверхностно-локализованных полипептидах
    • 2. Триптическое расщепление матриксного белка вируса гриппа, А и интрамолекулярное распределение тритиевой метки в молекуле Ml
    • 3. Оценка глубины погружения матриксного белка Ml в липидную мембрану вириона

    ОБСУЖДЕНИЕ Характеристика методов фракционирования гидролитических фрагментов матриксного белка Ml с помощью хроматографии на гидрофобных носителях 115 Характеристика протеаза-связывающего домена матриксного белка Ml вируса гриппа А

    Структурная роль матриксного белка вируса гриппа в составе вириона

    ВЫВОДЫ

Структурно-функциональные домены матриксного белка М1 вируса гриппа (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Актуальность проблемы. Вирусы вызывают около 80% инфекционных заболеваний человека, среди которых одно из ведущих мест занимают грипп и гриппоподобные заболевания. В связи с этим проблема гриппа является одной из актуальных медицинских проблем, в решении которой важное значение имеет разработка эффективных профилактических и лечебных средств. Вполне понятно, что успешное решение этой проблемы определяется уровнем фундаментальных исследований по молекулярной биологии вирусов гриппа. Несмотря на то, что к концу 80-х годов при помощи новейших методов генетики, молекулярной биологии, генной инженерии накоплены обширные сведения, дающие представление о структуре вирионов гриппа, структуре их генетического аппарата, функциях отдельных белков и их взаимодействиях с клеточными компонентами, много проблем остается нерешенными. В связи с этим представляется важным дальнейшее изучение структурной организации белков в составе вируса гриппа, механизмов функционирования вируса в клетке-мишени с целью поиска новых оптимальных противовирусных средств и эффективных вакцин. Другой важный аспект проведения фундаментальных исследований структуры вирусов и механизмов их репликации заключается в том, что такие исследования имеют общебиологическое значение, поскольку расширяют наши познания в области молекулярной вирусологии и совершенствуют представление о молекулярных механизмах, лежащих в основе патогенеза вирусных заболеваний.

Объектом исследования диссертационной работы служил вирус гриппа. Вирус гриппа принадлежит к числу так называемых оболочечных вирусов. Липопротеидная оболочка окружает вирусный нуклеокапсид, в котором заключена геномная РНК. Вирусы гриппа обладают следующей принципиальной двухмодульной организацией структуры вирионов. У вируса гриппа, А геномная сегментированная РНК в комплексе с основным нуклеокапсидным белком (NP) и тремя белками полимеразного комплекса (РВ1, РВ2 и РА) формирует внутренний модуль — вирусный рибонуклеопротеид (РНП). Наружный модуль образован липидным бислоем, в который погружены вирусные белки М2 и выступающие наружу в виде шипов гемагглютинин (НА) и нейраминидаза (NA). В вирусной частице РНП и липопротеидная оболочка соединены между собой белковым матриксом, который сформирован вирусным белком Ml.

В данной работе нами проводилось изучение структуры вируса гриппа и особое внимание в рамках этой проблемы уделено одному из основных структурных компонентов вириона гриппа — матриксному белку Ml. Изучение структурных и функциональных свойств этого белка важно, во-первых, для исследования структуры вируса гриппа и, во-вторых, для понимания молекулярных механизмов функционирования белка Ml и патогенеза гриппозной инфекции. Полученные нами результаты позволяют сделать новые предположения о локализации матриксного белка Ml в вирусных частицах и его роли в развитии патогенетического процесса гриппозной инфекции.

Белок Ml взаимодействует с внутренним рибонуклеопротеидом (РНП) и наружной липидной мембраной, обеспечивая тем самым целостность вирусной частицы. Для выполнения таких функций Ml содержит кластеры положительно заряженных аминокислотных остатков Lys и Arg и кластеры нейтральных аминокислот, формирующих гидрофобные участки молекулы. К настоящему моменту существует широкий спектр исследований, касающихся изучения структуры вириона гриппа и локализации в нем матриксного белка. В этих работах представлено несколько точек зрения относительно организации этого белка в составе вирусной частицы и, в частности, его топографии по отношению к вирусной мембране. Согласно одной из них, белок Ml формирует автономный слой непосредственно под липидным бислоем оболочки вириона и взаимодействует с мембраной преимущественно посредством ионных контактов. Согласно другой точке зрения матриксный белок расположен под липидной мембраной вириона не автономно, а в тесной связи с ней, причем его взаимодействие с мембраной носит, главным образом, гидрофобный характер. Таким образом, проблема локализации и топографии белка Ml в вирионе остается нерешенной.

Более того, относительно небольшой по молекулярной массе структурный матриксный белок Ml вируса гриппа является полифункциональным. В опытах на животных установлено, что матриксный белок играет важную роль в патогенезе гриппозной инфекции. С белком Ml связана способность вируса вовлекать в инфекционный процесс клетки мозга, а также усугублять тяжесть заболевания. Матриксный белок служит медиатором взаимодействия вирусного РНП с клеточным цитоплазматическим матриксом. У белка Ml вирусов гриппа, А обнаружена способность связывать протеазы. Матриксный белок Ml принимает участие в регуляции внутриядерного транспорта вирусного РНП в инфицированных клетках: мигрируя в ядро хозяйской клетки, он регулирует транспорт вирусного РНП из ядра в цитоплазму. Для выполнения такой функции белок Ml обладает сигналом ядерного транспорта. Столь широкий спектр функций белка Ml предполагает наличие в его структуре множества соответствующих этим функциям доменов. Однако на сегодняшний день объем информации о доменной структуре матриксного белка вируса гриппа весьма ограничен. Поэтому изучение структурных и функциональных доменов белка Ml представляется важным для понимания механизмов его функционирования в столь широком круге вирус специфических процессов.

Цель и задачи исследования

Целью настоящей работы являлось изучение структурных и функциональных свойств матриксного белка Ml вирусов гриппа, А и В. Исследование этой проблемы проводилось по следующим направлениям: 9.

• изучение функциональных свойств доменов матриксного белка Ml посредством его фрагментации, иммунологического картирования и функционального анализа полученных фрагментов;

• изучение структурного и функционального сходства матриксного белка вируса гриппа, А с ингибиторами протеолитических ферментов;

• изучение структурной роли матриксного белка во взаимодействии с липидной мембраной в составе вириона;

•разработка и усовершенствование методов фракционирования матриксного белка Ml вирусов гриппа, А и его гидролитических фрагментов с помощью хроматографии на гидрофобных носителях.

Полученные в ходе работы данные представлялись на X Международном конгрессе по вирусологии (Иерусалим, Израиль, 1996), на Международной конференции медицинского Института Говарда Хыоза (США, Вашингтон, 2000), а также опубликованы в журналах Journal of Chromatography В (1998), Биоорганическая химия, (1999), Молекулярная биология (1999), (2001).

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

В данном разделе работы представлены литературные сведения, касающиеся структуры вируса гриппа и механизмов его жизненного функционирования. Наиболее подробно рассмотрены структура и функции матриксного белка вируса гриппа. Особое внимание уделено роли протеаз, которые являются необходимыми факторами инфекционности вирусных частиц.

ВВЕДЕНИЕ

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА СЕМЕЙСТВА ОРТОМИКСОВИРУСОВ.

Вирусы гриппа принадлежат семейству Orthomyxoviridae [Dowdle et al., 1975]. Это семейство включает в себя четыре рода: род Influenzavirus, к которому относят вирус гриппа типа А, род Influenzavirus, к которому относят вирус гриппа типа В, род Influenzavirus, к которому относят вирус гриппа типа С, и род Thogotovirus. Такая классификация вирусов гриппа получила свое применение с 1990;х годов при участии Международного Комитета Таксономии Вирусов [Mayo, Pringle, 1998].

Вирионы ортомиксовирусов имеют липидосодержащие наружные оболочки, на которых расположены большие поверхностные выступы («шипы»). Вирусные оболочки окружают спиральный нуклеокапсид, имеющий диаметр от 9 до 15 нм. Характер укладки нуклеокапсида в вирионе неизвестен. Геном ортомиксовирусов состоит из восьми молекул одноцепочечной негативной РНК и имеет суммарную молекулярную массу 5 • Ю6 Да [Pons, 1976]. Все вирусы семейства имеют от семи до десяти главных полипептидов. Вирусы обладают гемагглютинирующей активностью, обусловленной наличием гликопротеинового комплекса поверхностных «шипов». Репродукция ортомиксовирусов происходит в ядре и в цитоплазме, а сборка включает этап отпочковывания от плазматической мембраны. При смешанном заражении вирусы этого семейства могут обмениваться сегментами генома. Это явление получило название реассортации сегментов или рекомбинации вирусов гриппа.

Вирус гриппа принадлежит к числу патогенных вирусов человека и животных. Грипп и гриппоподобные заболевания являются одними из самых массовых инфекционных болезней. Об их размерах говорит хотя бы тот факт, что по количеству поражаемых людей они превосходят все остальные инфекции вместе взятые [Слепушкин, 1998]. Эпидемические заболевания, вызванные этим вирусом, наносят огромный ущерб трудоспособности населения, вызывают высокую смертность среди детей и стариков. Например, в 1997 г. в РФ было зарегистрировано 33,1 млн. случаев гриппа и ОРЗ, которые в структуре инфекционных болезней составили 85,9% [Слепушкин, 1998]. Экономические потери на один случай заболевания составляли 85,5% экономического ущерба относительно всей суммы потерь от инфекционных заболеваний [Слепушкин, 1998].

Вирусы гриппа, А и В вызывают каждые 1−3 года эпидемии, а примерно раз в 10−30 лет резкая антигенная изменчивость (антигенный шифт) вируса гриппа, А обуславливает возникновение пандемий, во время которых поражается от одной трети до половины всего человечества [Potter, 1998]. Источником инфекции при гриппе является человек. Обычно происходит прямая воздушно-капельная передача инфекции от больного к здоровому человеку. Однако, возможно распространение гриппа и через инфицированный аэрозолями воздух помещений и предметы обихода, находившиеся в пользовании больного. Интенсивность эпидемического процесса при гриппе во многом зависит от иммунитета популяции к данной разновидности возбудителя. Ввиду высокой изменчивости вирусов гриппа инфицирование этими вирусами в целом не приводит к появлению стойкого иммунитета, а пожизненный иммунитет сохраняется лишь для каждого в отдельности вирусного штамма. Видоспецифический характер иммунитета при гриппе обусловлен значительными различиями в антигенной структуре возбудителей [Иванников, Исмагулов, 1983]. Вирусы типов А, В и С не стимулируют образования перекрестного иммунитета друг к другу. Вирусы A (H1N1), A (H2N2), A (H3N2) вызывают лишь частичный, слабо выраженный типоспецифический перекрестный иммунитет. После эпидемии гриппа значительная часть населения приобретает иммунитет, снижающий возможность повторения эпидемии, вызванной вирусом гомологичного серотипа. Однако, так как не все индивидуумы переболевают во время вспышки, циркуляция вируса продолжается. Кроме того, число восприимчивых людей непрерывно пополняется за счет рождающихся и подрастающих детей, а также лиц, постепенно утрачивающих иммунитет [Слепушкин, 1998].

выводы,.

1. Разработаны методы триптического и химического расщепления высоко гидрофобного матриксного белка Ml вирусов гриппа, А и последующего фракционирования полученных пептидов на гидрофобных носителях.

2. С помощью методов специфического комплексобразования на твердом носителе показано, что матриксный белок вирусов гриппа А, в отличие от вирусов гриппа В и С, обладает способностью связывать протеазы. При сравнительном анализе выявлено сходство в структуре и трипсин-связывающей активности матриксного белка Ml вирусов гриппа, А и природного ингибитора протеазапротинина.

3. Посредством картирования белка Ml с помощью моноклональных антител и анализа его гидролитических фрагментов показано, что протеаза-связывающий домен матриксного белка Ml вирусов гриппа, А локализован в его N-концевой области.

4. Бомбардировка целостных вирионов атомарным тритием приводит к мечению отдельных участков белка Ml в составе вируса, что позволяет сделать предположение о погружении нескольких доменов матриксного белка во внутренний листок липидного бислоя мембраны вириона.

5. Предложена методика межмолекулярного конъюгирования молекул апротинина (природного ингибитора сериновых протеаз) с помощью глутарового альдегида, увеличивающая его иммуногенность и сорбционные свойства на синтетических мембранах.

СПИСОК РАБОТ АВТОРА ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.

1. N.V.Fedorova, T.A.Timofeeva, A.L.Ksenofontov, О.Р.Zhirnov, L.A.Baratova. Influenza virus matrix Ml protein bound on thiopropyl-Sepharose acquires sensitivity to trypsinXth International Congress of Virology, Jerusalem, Israel, 11−16 August, 1996. PW 21−34.

2. N.V.Fedorova, A.L.Ksenofontov, M.B.Veryasov, L.A.Baratova, T.A.Timofeeva, O.P.Zhirnov, Covalent chromatography of influenza virus membrane Ml protein on activated thiopropyl-Sepharose 6B. Journal of Chromatography B, 706, 1998, 83−89.

3. Т. А. Тимофеева, П. Б. Голяидо, О. П. Жирнов. Адсорбция на синтетических мембранах и иммуногенные свойства апротинина, конъюгированного с помощью глутарового альдегида. Биоорганическая химия, 1999, том 25, № 4, с. 264−269.

4. А. Л. Ксенофонтов, Н. В. Федорова, Г. А. Бадун, Т. А. Тимофеева, В. Б. Григорьев, Л. А. Баратова, О. П. Жирнов. Локализация матриксного белка Ml вируса гриппа в вирионе. Молекулярная биология, 1999, том 33, № 5, с. 881−886.

5. Т. А. Тимофеева, Н. ДКленк, О. П. Жирнов. Индентификация протеаза-связывающего домена в N-концевой области матриксного белка Ml вируса гриппа А. Молекулярная биология, 2001, № 3.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Л.Д. Биологические мембраны. 1975, Москва: Наука.
  2. H.JI. Механизм синтеза РНК вируса гриппа. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология, 1989,4: 3−13.
  3. А.В., Гольданский В. И., Румянцев Ю. М., Унукович М. С. и Шишков А.В. Получение меченых полипептидов и белков с использованием термически активированных атомов трития. Радиохимия, 1984, 26: 485−494.
  4. А.М., Осипов А. П., Дзантиев Б. Б., Гаврилова Е. М. Теория и пракэшка иммуноферментного анализа. М.: Высшая школа, 1991. 286 с.
  5. О.П. Молекулярные механизмы протеолитического процессинга вирусных белков и проблема антивирусной химиотерапии и конструирования вакцин. Молекулярная биология, 1988, 22: 581−600.
  6. О.П. Белки вируса гриппа: получение растворимого полипептида Ml посредством поэтапной депротеинизации вирионов. Молекулярная биология, 1991, 25: 375−379.
  7. О.П. Аномальные изоэлектрические свойства матриксного белка Ml вирусов гриппа. Вопросы вирусологии, 1991,36(3): 191−194.
  8. О.П., Охучи М., Авакянц B.C., Овчаренко А. В. и Кленк Х.Д. Взаимодействие матриксного Ml белка вируса гриппа с гистонами. Молекулярная биология, 1997, 31: 137−143.
  9. О.П., Ксенофонтов A.JL, Кленк Н. Д. Матриксный белок Ml вируса гриппа, А имеет сходство с ингибиторами протеаз. Доклады Академии Наук, 1999, 367: 690−693.
  10. Ю.Г., Исмагулов А. Т. Эпидемиология гриппа. Алма-Ата, «Казахстан», 1983.
  11. В.Т., Закстельская Л. Я., Трушинская Г. Н., Шендерович С. Ф., Любовцева О. В. Использование агарозы для изоляции белков вируса гриппа, сохранивших высокую иммуногенность. Вопр. Вирусологии, 1983, 4: 32−34.
  12. Н.В., Варич Н. Л., Склянская Е. И. Молекулярные механизмы смешанной гетеротипической гриппозной инфекции. Сборник «Молекулярная биология вирусов», 1985, стр. 20−27.
  13. А.Л., Федорова Н. В., Глушакова С. Е. Препаративное выделение основных структурных белков вируса гриппа. Молекулярная генетика, микробиология, вирусология, 1992, Т. 3−4, С. 3−6.
  14. Н.И., Григорьев В. Б., Жирнов О. П. Биохимические особенности белкового матрикса Ml вируса гриппа С. Молекулярная биология, 1993, 27: 1113−1125.
  15. Пол У. Иммунология. М.: Мир, 1989. Т. 3. 360 с.
  16. А.Н. Эпидемиология, надзор и профилактика гриппа и гриппоподобных острых респираторных заболеваний. Актуальные вопросы современной медицинской вирусрлогии (курс лекций), Москва, 1998.
  17. А.В., Филатов Э. С., Симонов Е. Ф., Унуковия М. С., Гольданский В. И., Несмеянов А. Н. Получение меченых тритием биологических соединений. Докл. АН СССР, 1976, Т. 228, С. 1237−1238.
  18. А.В., Баратова JI.A. Тритиевая планиграфия биологических систем. Успехи химии, 1994, 63: 825−841.
  19. Akkina R.K., Chambers Т.М., Londo D.R., Nyak D.P. Intracellular localization of the viral polymerase proteins in cell infected with influenza virus and cell expressing PB1 protein from cloned cDNA. J. Virol., 1987,61:2217−2224.
  20. Allen H., McCauley J., Waterfield M., Gething M.J. Influenza virus RNA segment 7 has the coding capacity for two polypeptides. Virology, 1980, 107:548−551.
  21. Anderer F.A., Hornle S. The disulfide linkages in kallikrein inaktivator of bovine lung. J. Biol. Chem., 1966,241: 1568−1572.
  22. Avalos R.T., Yu Z., Nayak D.P. Association of influenza virus NP and Ml proteins with cellular cytoskeletal elements in influenza virus-infected cell. J. Virol, 1997, 71: 2947−2958.
  23. Barrnett R.J., Perney D.P., Hagstromm P.E. Additional new aldehyde fixatives for histochemistry and electron microscopy. J. Chistochem. Cytochem., 1964,12: 36−42.
  24. Baudin F., Bach C., Cusack S., Ruigrok R.W.H. Structure of influenza virus RNP. Influenza virus nucleoprotein melts secondary structure in panhandle RNA and exposes the bases to the solvent. EMBOJ., 1994, 13: 3158−3165.
  25. Beaton A.R., Krug R.M. Transcription antitermination during influenza viral template RNA synthesis requires the nucleocapsid protein and the absence of 5' capped end. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 1986, 83: 6282−6286.
  26. Berman H.M., Westbrook J., Feng Z., Gffliland G., Bhat T.N., Weissing H., Schindyalov I.N., Bourne P.E. The protein data bank. Nucleic Acidis Research. 2000. V. 28. P. 235−242.
  27. Berod A., Hartman B.K., Pujol J.F. Importance of fixation in immunohistochemistry: use of formaldehyde solutions at variable pH for the localization of Tyrosine hydroxylase. J. Histochem. Cytochem. 1981,29: 844−850.
  28. Blass J., Verriest C., Leau A., Weiss M. Monomeric glutaraldehyde as an effective crosslinking reagent for proteins. J. Am. Leather Chemists Assoc. 1976, 71: 121−134.
  29. Bonner W.M., Laskey R.A. A film detection method for tritium-labelled proteins and nucleic acids in polyacrylamide gels. Europ.J.BiochemA974.rA6.P.83−8 $
  30. Booy F.P., Ruigrok R.W.H., and Bruggen E.F.G. Electron microscopy of unfluenza virus. A comparison of negatively stained and ice-embedded particles. J.Mol.Biol., 1985, 184,667−676.
  31. Bouloy M., Plotch S.J., Krug R.M. Globin mRNAs are primers for the transcription of influenza viral RNA in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1978, 75: 4886−4890.
  32. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem., 1976, 72: 248.
  33. Breidis D. J., Lamb R.A., Choppin P.W. Influenza В virus RNA segment 8 codes for two nonstructural proteins. Virology, 1982, 116: 581−588.
  34. Brenner В., Hornee R.W. A negative staining method for high resolution of electron microscopy of viruses. Biochim. Biophys. Acta., 1959, 34: 103−110.
  35. Brown E.G. Increased virulence of a mouse-adapted variant of influenza A/FM/1/47 virus is controllrd by mutations in genome segments 4, 5, 7 and 8. J. of Virology, 1990, 64: 4523−4533.
  36. Bucher D.J., Kharitonenkov I.G., Zakomirdin J.A., Grigoriev V.B., Klimenko S.M. Incorporation of influenza virus M-protein into liposomes, J. Virology, 1980, 36: 586−590.
  37. Bucher D., Popple S., Baer M., Mithail A., Gong Y.-F., Whitakker C., Paoletti E., Judd A. V protein (Ml) of influenza virus: antigenic analysis and intracellular localization with monoclonal antibodies. J. Virol, 1989, 63: 3622−3633.
  38. Buckler-White, A.J. and Murphy, B.R. Nucleotide sequence analysis of the nucleoprotein gene of an avianand human influenza virus strain identifies two classes of nucleoproteins. Virology., 1986, 155 (2): 345−355.
  39. Bui M., Whittaker G., Helenius A. Effect of Ml protein and low pH on nuclear transport of influenza virus ribonucleoproteins. J. Virilogy, 1996,70: 8391−8401.
  40. Bui M., Wills E.G., Helenius A., Whittaker G.R. Role of the influenza virus Ml protein in nuclear export of viral ribonucleoproteins. J. of Virol, 2000, 74: 1781−1786.
  41. Bukrinskaja A.G., Vorkunova G.K., Vorkimova N.K. Cytoplasmic and nuclear input virus RNPs in influenza virus-infected cells. J. Gen. Virol, 1979, 45: 557−567.
  42. Burmeister W.P., Ruigrok R.W.H., Cusack S. The 2*2 A resolution crystal structure of influenza В neuraminidase and its complex with sialic acid. EMBOJ, 1992, 11: 49−56.
  43. Burnet F.M., Edney M. Recombinant viruses obtained from double infections with the influenza A viruses MEL and Neuro-WS. Aust. J. Exp. Biol Med. Sci. 1951, 39: 353−362.
  44. Clark M.F., Bar-Joseph M. Methods in Virology, Acad. Press, 1984, V.7: 70−75.
  45. Colman P.M., Varghese J.N., Laver W.G. Structure of the catalytic and antigenic sites in influenza virus neuraminidase. Nature, 1983, 303: 41−44.
  46. Colman P.M., Laver W.G., Varghese J.N., Baker A.T., Tulloch P.A., Air G.M., Webster R.G. Three-dimensional structure of a complex of antibody with influenza virus neuraminidase. Nature, 1987, 326: 358−363.
  47. Colman P.M. Neuraminidase: Enzyme and Antigen. In: Krug R.M., ed. The influenza viruses. New York: Plenum Press, 1989,1−87.
  48. Compans R.W., Dimmock N.T., Meier-Ewert H. An electron microscopic study of the influenza virus-infected cell. In: The Biology of Large RNA Viruses. Ed. By R. D. Barry and B.W.J. Mahy, pp. 87−108, Academic Press, London, 1970.
  49. Compans R.W., Choppin P.W. Reproductionof myxoviruses. In: Fraenkel-Conrat, Comprehensive Virology 4, 1975, pp. 179−252, Plenum Press, New York & London.
  50. Conte M.R., Matthews S. Retroviral matrix proteins: A structural perspective. Virology, 1998, 246: 191−198.
  51. Deisenhofer J., Steigemann W. The model of the basic trypsin inhibitor refined at 1,5 A resolution. In: Proteinase Inhibitors Bayer Simposium V, 1974, pp.- 484−496, Springer-Verlag, Berlin.
  52. Detjen B.M., Angelo C., Katze M.G., Krug R.M. The three influenza virus polymerase (P) proteins not associated with viral nucleocapsids in the infected cell are in the form of a complex. J. Virol, 1987,61: 16−22.
  53. Dowdle W.R., Davenport F.M., Fukumi H., Schild G.C., Tumova В., Webster R.G., Zakstelskaja S. Orthomyxoviridae, Intervirilogy, 1975, 5:245−251.
  54. Duff K.S., Ashley R.H. The transmembrane domein of influenza A M2 protein forms amantadinesensitive proton channels in planar lipid bilayers. Virology, 1992,190: 485−489.
  55. Egorov T.A., Svenson A., Ryden L. and Carlson J. A rapid and specific method for isolation of thiol-containing peptides from large proteins by thiol- disulfide exchange on a solid support. Proc.Nat.Acad.Sci. USA, 1975, 72:3029−3033.
  56. Egorov T.A. In «Methods in protein sequence analysis."Eds. H. Jornvall, J.-O. Hoog. A.-M. Gustavsson, Basel: Birkhauser Verlag. l991.P.177−185. J. Protein. Chem., 1990, 9: 281.
  57. Elster C., Fourest E., Baudin F., Larsen K., Cusack S., Ruigrok R.W.H. A small percentage of influenza virus Ml protein contains zinc but zinc does not influence in vitro Ml-RNA interaction. J. Virology, 1994, 75: 37−42.
  58. Elster C., Larsen K., Gagnon J., Ruigrok R.W.H., Baudin F. Influenza virus Ml protein binds to RNA through its nuclear localisation signal. J Gen. Virol, 1997,78: 1589−1596.
  59. Emani K., Sato T.A., Nakada S., Emani M. Influenza virus NS-protein stimulates the translation of the Ml protein. J. Virol, 1994,68: 1432−1437.
  60. Emani M., Emani K. Influenza virus hemmaglutinin and neuraminidase glycoproteins stimulate the membrane association of the matrix protein. J. Virology, 1996, 70: 6653−6657.
  61. Fazekas de St., Groth S. Viropexis: The mechanism of influenza virus infection. Nature, 1948, 162: 294−296.
  62. Folch J., Lees M., Sloam-Stanley G.H. A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissue. J.Biol.Chem., 1957, 226: 497−509.
  63. Fritz H., Wunderer G. Biochemistry and applications of aprotinin, the kallikrein inhibitor from bovine organs. Drug. Res., 1983, 33: 479−494.
  64. Fujiyoshi, Y., Uyeda, N., Yamagishi, H., Morikawa, K., Mizusaki, Т., Aoki, Y., Kihara, H., and Harana, Y. Proceeding of the Xlth International Congress on Electron Microscopy, 1986, pp. 18 291 832).
  65. Fujiyoshi, Y., Kume, N.P., Sakata, K., and Sato, S.B. Fine structure of influenza A virus observed by electron cryo-microscopy. EMBOJ., 1994, 13,318−326.
  66. Gammelin M., Mandler J., Scholtissek C. Two subtypes of nucleoproteins (NP) of influenza viruses. Virology., 1989, 170:71−80.
  67. Garcia M., Suarez D.L., Crawford J.M., Latimer J.W., Slemons R.D., Swayne D.E., Perdue M.L. Evolution of H5 subtype avain influenza A viruses in North America. Virus Res., 1997, 51: 115−124.
  68. Garcia-Sastre A., Egorov A., Matassov D., Brandi S., Levy D.E., Durbin J.E., Palese P., Mustern T. Influenza A virus lacking the NS1 gene replicates in interferon-deficient systems. Virology., 1998, 252: 324−330.
  69. Gething M.J., White M., Waterfield M.D. Purification of the fusion protein of Sendai virus: analysis of the NH2-terminal sequence generated during precursor activation. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 1978, 75: 2737−2740.
  70. Greenspan D., RrystalM., Nakada S., AmheiterH., Lyles D.S., Palese P. Expression of influenza virus NS2 nonstructural proteinin bacteria and localisation of NS2 in infected eucariotic cells. J. Virol, 1985, 54:833−843.
  71. Greenspan D., Palese P., Krystal M. Two nuclear location signals in the influenza virus NS1 nonstructural protein. J. Virol, 1988,62:3020−3026.
  72. Gregoriades A. The membrane protein of influenza virus: extraction from virus and infected cell with acidic chloroform-methanol. Virology, 1973, 54: 369−383.
  73. Gregoriades A. J. Virology, Interaction of influenza M protein with viral lipid and phospatidylcholine vesicles. 1980, 36: 470−479.
  74. Gregoriades A., Frangione B. Insertion of influenza M protein into the viral lipid bilayr and localization of site insertion. J. Virilogy, 1981, 40: 323−328.
  75. Gregoriades, A., Christie, Т., and Markarion, K. The membrane (Ml) protein of influenza virus occurs in two forms and is a phosphoprotein. J. Gen. Virol., 1984,49: 229−235.
  76. Gregoriades A., Guzman G.G., Paoletti E. The phosphorylation of the integral membrane (Ml) protein of influenza virus. Virus Res., 1990,16: 27−42.
  77. Hankins R.W., Nagata K., Ducher D.J., Popple S.S., Ishihama A. Monoclonal antibody analysis of influenza virus matrix protein epitopes involved in transcription inhibition. Virus Genes, 1989, 3: 111 126.
  78. Hankins R.W., Nagata K., Kato A., Ishihama A. Mechanism of influenza virus transcription inhibition by matrix (Ml) protein. Res. Virol, 1990, 141:305−314.
  79. Harlow E., Lane D. Immunobloting: A Laboratory Manual. Lab. Press, 1988, P. 506−510.
  80. Hay A. The virus genome and its replication. Textbook of influenza, 1998, p. 43−64.
  81. Hayashi Т., Hotta H., Itoh M., Homma M. Protection of mice by a protease inhibitor, aprotinin, against lethal Sendai virus pneumonia. J. Gen. Virol, 1991, 72: 979−982.
  82. Hechtfischer A., Marschall A., Helten A., Boswald C., Meier-Ewert H. A highly cytopathogenic influenza С variant induced apoptosis in cell culture. J. Gen. Virology, 1997,78: 1327−1330.
  83. Helenius A. Unpacking the incoming influenza virus. Cell, 1992, 69: 577−578.
  84. Hewat E.A., Cusack S., Ruigrok R.W.H., Yerwey C. Low resolution structure of the influenza С glycoprotein determined by electron microscopy. J. Mol. Biol, 1984, 175: 185−193.
  85. Hinshaw V.G., Olsen C.W., Dybdahi-Sissoko N., Evans D. Apoptosis: a mechanism of cell killing by influenza A and В viruses. J. Virology, 1994, 68: 3667−3673.
  86. Hirst G.K. Agglutination of red cells by allantoic fluid of chick embryous infected with influenza virus. Science, 1941, 94: 22−23.
  87. Hirst G.K. Genetic recombination with Newcastle disease virus, polio virus and influenza. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol, 1962, 27: 303−308.
  88. Horisberger M.A. The large P proteins in influenza A viruses are composed of the acidic and two basis polypeptides. Virology, 1980, 107: 302−305.
  89. Huang R.T.C., Rott R., Wahn K., Klenk H.-D., Kohama T. The function of the neuraminidase in membrane fusion induced by myxoviruses. Virology, 1980, 107:313−319.
  90. Huang T.S., Palese P., Krystal M. Determination of Influenza virus proteins required for genome replication. J. Virol.,. 1990, 64: 5669−5673.
  91. Ito Т., Gorman O.T., Kawaoka Y., Bean W.J., Webster R.G. Evolutionary analysis of the influenza A virus M gene with comprasion of the Ml and M2 proteins. J. of Virology, 1991, 65: 5491−5498.
  92. Jin H., Leser G.P., Zhang J., Lamb R.A. Influenza virus hemagglutinin and neuraminidase cytoplasmic tails control particle share. EMBO J., 1997, 16: 1236−1247.
  93. Joassin L., Vincenzotto C., Cloes J.M., Bouchet M., Reginster M. Monoclonal antibodies detect M-protein epitopes on the surfase of influenza virions. Arch. Virol, 1987, 95: 183−195.
  94. Jones I.M., Reay P.A., Philpott K.L. Nuclear location of all three influenza polymerase proteins and a nuclear signal in polymerase PB2. EMBO J., 1986, 5: 2371−2376.
  95. Kassell В., Laskowski M. The basic inhibitor of bovine pancreas. V. The disulfide linkages. Boichem. Biophys. Res. Commun., 1965, 20: 463−468.
  96. Kassell B. Bovine trypsin-kallikrein inhibitor (Kunitz inhibitor, basic pancreatic trypsin inhibitor, polyvalent inhibitorfrom bovinr organs). Meth. Enzym., 1970,19: 844−852.
  97. Kendal A.P. A comparison of influenza С with prototype myxovirus receptor-destroying activity (neuraminidase) and structuralpolypeptides. Virology. 1975,65:87−89.
  98. Kistner 0., Miller K., Scholtissek C. Differential phospphorilation of thennucleoprotein of influenza A viruses. J. gen. Virol., 1989, 70: 2421−2431.
  99. Klenk H.-D., Rott R., Orlich M., Blodorn J. Activation of influenza A virus es by tripsin treatment. Virology., 1975, 68: 426−439.
  100. Korn A.H., Feairheller S.H., Filachione E.M. Glutaraldehyde: Nature of the reagent. J. Mol. Biol, 1972, 65: 525−537.
  101. Kretzschmar E., Bui M., Rose J.K. Membrane association of influenza virus matrix protein does not require specific hydrofobic domains or the viral glycoproteins. Virology, 1996, 220: 37−45.
  102. Krug R.M., Etkind P.R. Cytoplasmic and nuclear virus-specific proteins in influenza virus-infected MDCK cells. Virology, 1973, 56: 334−348.
  103. Krug R.M., Soeiro R. Studies on the intranuclear localization virus-specific proteins. Virology, 1975, 64:378−387.
  104. Krug R.M. Priming of influenza viral RNA transcription by capped heterologous RNAs. Curr. Top. Microbiol Immunol, 1981, 93: 125−149.
  105. Kunitz M., Northrop J.H. Isolation from beef pancreas of crystalline trypsinogen, trypsin, trypsin inhibitor, and an inhibitor trypsin compound. J. Gen. Psysiol, 1936, 19: 991−1007.
  106. Kyta J., Doolittle R.F. A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. J. Mol Biol, 1982, 157: 105−132.
  107. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature (London), 1970, 227: 680−685.
  108. Lafont F., Burkhard J.K., Simons K. Involvement of microtubule motors in basolateral and apical transports kidney cells. Nature, 1995, 372: 801−803.
  109. Lamb R.A., Lai C.J., Choppin P.W. Sequences of RNAs derived from genome RNA segment 7 of influenza virus: Colinear and interrupted mRNAs code for overlapping proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1981, 78: 4170−4174.
  110. Lamb R.A., Choppin P.W. The gene structure and replication of influenza virus. Ann. Rev. Biochem., 1983, 52: 467−506.
  111. Lamb R.A. The influenza virus RNA segments and their encoded proteins. In: Genetic of Influenza Viruses, ed. By P. Palese and D.W. Kingsbury, Springer-Yerlag, Vienna, 1983, pp. 21−69.
  112. Lamb R.A., Zebedee S.L., Richardson C.D. Influenza virus M2 protein is an integral membrane protein expressed on the infected-cell surface. Cell, 1985, 40: 627−633.
  113. Lamb R.A. Genes and proteins of the influenza viruses. In: Krug R.M., ed. The influenza viruses. New York: Plenum Press, 1989, 1−87.
  114. Lamb R.A., Horvath C.M. Diversity of codind strategies in influenza viruses. Treds Genet., 1991, 7(8): 261−266.
  115. Lamb R. A., Holsinger L. J., Pinto L.H. The influenza A virus M2 ion channel protein and its rolein in the influenza virus life cycle. Cellular Receptors of Animal Viruses, Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1994,. P. 303−321.
  116. Lamb R.A., Krug R.M. Orthomyxoviridae: the viruses and their replication. Fields virology, Thrid eddition, 1996, 1353−1393.
  117. Laver W.G., Valentine R.C. Morphology of the isolated hemagglutinin and neuraminidase subunits of influenza virus. Virology, 1969,38: 105−119.
  118. Laver W.G. Purification of influenza virus. In: «Fundamental Techniques in Virology», Ed. by K. Habel, N.V.SalzmanAcad. press., NewYourk, 1969, P.82−86
  119. Laver, W.G. The polypeptides of influenza viruses. Adv. Virus Res., 1973: 18, 57−104.
  120. Laver W.G., Webster R.G. Preparation and immunogenicity of an influenza virus hemagglutinin and neuraminidase subunit vaccine. Virology, 1976, 69: 511−515.
  121. Lazarowitz S.G., Compans R.W., Choppin P.W. Influenza virus structural and nonstructural proteins in infected cells and their plasma membranes. Virology, 1971, 46:830−843.
  122. Lazarowitz S.G., Choppin P.W. Enhancement of the infectivity of influenza A and В viruses by proteolytic cleavage of the hemagglutinin polypeptide. Virology, 1975, 68: 440−454.
  123. Leavitt J.C., Phelan M.A., Leavitt A.H., Mayner R.E., Ennis F.A. Human influenza a virus: comparative analysis of the structure polypeptides by two-dimensional polyacrylamide gel electrophoresis. Virology, 1979, 99- 340−348.
  124. Lenard J. Negative strand virus M and retrovirus MA proteins: All in Family? Virology, 1996, 216: 289−298.
  125. Li S., Xu M., Coelingh K. Electroporation of influenza virus ribonucleoprotein complexes for rescue of the nucleoprotein and matrix genes. Virus Res., 1995, 37: 153−161.
  126. Lu Y., Qian X.Y., Krug R.M. The influenza virus NS1 protein: a novel inhibitor of pre-mRNA splicing. Genes Dev., 1994, 8: 1817−1828.
  127. Lu Y., Wambach M., Katze M.G., Krug R.M. Binding of the influenza virus NS1 protein to double-stranded RNA inhibits the activation of the protein kinase that phosphorylates the elF-2 translation initiation factor. Virology, 1995, 214: 222−228.
  128. Lui C., Air G.M. Selection and characterization of neuraminidase-mirius mutant of influenza virus and its rescue by cloned neuraminidase genes. Virology., 1993, 194:403−407.
  129. Lui C., Eichelberger M.C., Compans R.W., Air G.M. Influenza type A virus neuraminidase does not play a role in viral entry, replication, assembly, or binding. J. Virol., 1995, 69: 1099−1106.
  130. Luther P., Cushley W., Holzer C., Desselberger U., Oxford J.S. Acetylated galactosamineis a receptor for the influenza С virus glycoprotein. Arch. Virol, 1988, 101:247−254.
  131. Macosko, J.C., Kim, Ch-H., and Shin, Y-K. The membrane topology of the fusion peptide region of influenza hemagglutini determined by spin-labeling EPR. J.Mol. Biol., 1997, 267: 1139−1148.
  132. Marion R.M., Zurcher Т., de la Luna S., Ortin J. Influenza virus NS1 protein interacts with viral transcription-replication complexes in vivo. J Gen. Virol, 1997,78:2447−2451.
  133. Markley J.L. Hydrogen bonds in serine proteinases and their complexes with protein proteinase inhibitors. Proton nuclear magnetic resonance studies. Biochemistry, 1978, 17: 4648−4656.
  134. Martin K., Helenius A. Nuclear transport of influenza virus ribonucleoproteins: the viral matrix protein (Ml) promotes export and inhibits import. Cell, 1991, 67:117−130.
  135. Matthay M.A., Berhiaume Y., Stoub N.C. Long-term clearance of liquid and protein from the lung of unanesthetized sheep. J. Appl. Physiol, 1985, 59: 928−934.
  136. M.A., Pringle C.R. «Virus taxonomy 1997». J. of General Virology, 1998, 79: 649−657.
  137. Melnikov, S.Y., Mikheeva, A.V., Leneva, I.A., and Ghendon, Y.Z. Interaction of M protein and RNP of fowl plague virus in vitro. Virus Res., 1985, 3: 353−365
  138. Moeremans M., Daneels G., De Mey J. Sensitive colloidal metal (gold or silver) staining of protein blots on nitrocellulose membranes. Anal. Biochemistry, 1985,145: 315−321.
  139. Murti K.G., Bean W.G., Webster R.G. Helical ribonucleoprotein of influenza virus: An electron microscopic analysis. Virology, 1980, 104:224−229.
  140. Nagai Y., Hamagushi M., Toyoda Т., Yoshida T. The uncoating of paramyxoviruses may not require a lowpH mediated step. Virology, 1983, 130: 263−268.
  141. Nakada S., Creager R. S., Krystal m., Palese M. Complete nucleotide sequenceof the influenza C/California/78 virus nucleoprotein gene. Virus Res., 1984, 1: 433−441.
  142. Nakagawa Y., Oda K., Nakagada S. The PB1 subunit alone can catalyse cRNA synthesis, and the PA subunit in addition to the PB1 subunit is required for viral RNA synthesis in replication of the influenza virus genome. J. Virol, 1996, 70: 6390- 6394.
  143. Nasser E.H., Judd A.K., Sanchel A., Anastasiou D., Bucher D.J. Antiviral activity of influenza virus Ml zinc finger peptides. J. of Virology, 1996, 70: 8639−8644.
  144. Nayak D.P. A look at assembly and morphogenesis of orthomyxo- and paramyxoviruses. ASM News, 1996, 62:411−414.
  145. Nicholson D.W. Caspase structure, proteolytic substrates, and function during apoptotic cell death. Cell Death Differ., 1999,6: 1028−1042.
  146. O’Brien V. Viruses and apoptosis. J. of Gen. Virology, 1998, 79: 1833−1845.
  147. O' Neil R.E., Jaskunas S.R., Biobel., Palese P., Moroianu J. Nuclear inport of influenza virus RNA can be medianed by viral nucleoprotein and transport factors required for protein import. J. Biol. Chem., 1995, 270: 22 701−22 704.
  148. O’Neill R.E., Talon J., Palese P. The influenza virus NEP (NS2 protein) mediates the nuclear export of viral ribonucleoproteins. EMBOJ., 1998,17:288−296.
  149. Oxford J.S., Schild G.C. Immunological and physicochemical studies of influenza matrix (M) polypeptides. Virology, 1976,74:394−402.
  150. Palese P., Tobita K., Ueda M. Characterization of temperature sensitive influenza virus mutants defective in neuraminidase. Virology, 1974,61:397−410.
  151. Patterson S., Gross J., Oxford J.S. The intracellular distribution of influenza virus matrix protein and nucleoprotein in infected cells and their relationship to gemagglutinin in the plasma membrane. J. Gen. Virol, 1988, 69: 1859−1872.
  152. Pattnaik A.K., Brown D.J., Nayak D.P. Formation of influenza virus particles lacking hemagglutinin on the viral envelope. J. Virol., 1986,60:994−1001.
  153. Pekosz A., Lamb R.A. The CM2 Protein of Influenza С Virus is an Oligomeric Integral Membrane Glycoprotein Structurally Analogous to Influenza A Virus M2 and Influenza В Virus NB Proteins. Virology, 1997,237:439−451.
  154. Perez, D.R., and Donis, R.O. The matrix Ml protein of influenza A virus inhibits the transcriptase activity of a model influenza reporter genome in vitro. Virol., 1998, 249, 52−61.
  155. Perotti M.-E., Tan X., Philips D.M. Directional budding of the human immunodeficiency virus. J. Virol., 1996, 70: 5916−5921.
  156. Pinto L.H., Holsigner L, J., Lamb R.A. Influenza virus M2 protein has ion channel activity. Cell., 1992,69:517−528.
  157. Plotch S.J., Bouley M., Krug R.M. Transfer of 5'-terminal cap of globin mRNA to influenza viral complementary RNA during transcription in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979, 76:1618−1622.
  158. Plotch S.J., Bouloy M., Ulmanen I., Krug R.M. A unique cap (m7GpppXm)-dependent influenza virion endonuclease cleaves capped RNAs to generate the primers that initiate viral RNA transcription. Cell, 1981, 23: 847−858.
  159. M.N., Schulze I.T., Hirst G.K. & Hauser R. Solvation and characterization of the ribonucleoprotein of influenza virus. Virology, 1969, 39: 250−259.
  160. Pons M.N. A reexamination of influenza single- and double-stranded RNAs by gel electrophoresis. Virology, 1976, 69: 789−792.
  161. Potter C.W. Chronicle of influenza pandemics. Textbook of influenza, 1998, p. 3−18.
  162. Privalsky M.L., Penhoet E.E. Phosphorylation protein component present in influenza virions. J. Virol., 1977, 24: 401−405.
  163. Privalsky M.L., Penhoet E.E. Structure and synthesis of the influenza virus phosphoprotein. J. Biol. Chem., 1981,256: 5368−5376.
  164. Rao Z., Belyaev A.S., Fry E., Roy P., Jones J.M., Stuart D.I. Crystal structure of SIV matrix antigen and implications for virus assembly. Nature, 1995, 378: 743−747.
  165. Rey O., Nayak D.P. Nuclear retention of Ml protein via temperature-sensitive mutant of influenza virus (A/WSN/33) does not affect nuclear export of viral ribonucleoproteins. J.Virol., 1992, 66: 5815−5824.
  166. Richardson C.D., Choppin P.W. Oligopeptides that specifically inhibit membrane fusion by paramyxoviruses: studies on the site of action. Virology, 1983, 131: 518−532.
  167. Rindler M.J., Ivanov I.E., Sabatini D.D. Microtubule-acting drugs lead to the nonpolarized delivery of the influenza hemagglutinin to the cell surface of polarized Madin-Darby canine kidney cells. J. Cell Biol, 1987,104: 231−241.
  168. Robertson J.S., Schubert M., Lazzarini R.A. Polyadenylation sites for influenza mRNA. J. Virol, 1981,38: 157−163.
  169. RobertsonB.H., Bennet C.J., Compans R.W. Selective dansylation of the M protein within intact influenza virions. J. Virol, 1982, 44: 871−876.
  170. Ruigrok R.W.H., Baudin F. Structure of influenza virus RNP. II. Purified, RNA-free influenza ribonucleoprotein forms structures that are indistinguishable from the intact viral ribonucleoprotein particles. J. Gen. Virol, 1995, 76: 1009−1014.
  171. Ruigrok R.W.H., Calder L.J., Wharton S.A. Electron microscopy of the influenza virus susmembranal structure. Virology, 1989, 173:311−316.
  172. Ruigrok R. W.H. Structure of influenza А, В and С viruses. Textbook of influenza, 1998,29−42.
  173. Ruigrok R.W.H., Barge A., Durrer P., Brunner J., Ma K., Whittaker G.R. Membrane interaction of influenza virus Ml protein. Virology., 2000,267: 289−298.
  174. Sabatini D.D., Miller F., Barrnett R.J. Aldehyde fixation for morphological and enzyme histochemical studies with the electron microscope. J. Histochem. Cytochem., 1964, 12:57−68.
  175. Scehel J J., Hay A, J. Nucleotide sequences at the 5'-termini of influenza virus RNAs and their transcripts. Nucl. Acids. Res., 1978, 5: 1207−1219.
  176. Schlesinger R.W., Bradshaw G.L., Barbone F. Reinacher M., Rott R., Husak P. Role of hemagglutinin cleavage and expression of Ml protein in replication of A/WS/33, A/PR/8/34 and WSN influenza viruses in mouse brain. J. Virol., 1989,63: 1695−1703.
  177. Schultz F. Kristallisation des ICallikrein-Trypsin- Inhibitors als freies basisches Polypeptid. Naturwiss., 1967, 13: 338−339.
  178. Schulze I.T. The structure of influenza virus. I. The polypeptides of the virion. Virology, 1970, 42: 890−904.
  179. Schultze I.T. The structure of influenza virus.II. A model based on the morphology and composition of subviral particles. Virology, 1972,49:181−196.
  180. Schulze, I.T. Structure of influenza virion. Adv. Virus Res., 1973, 18:1−56.
  181. Sha В., Luo M. Structure of a bifimctional membrane-RNA binding protein, influenza virus matrix protein Ml. Nature Structural Biology, 1997,4, № 3,239−244.
  182. Shapiro G.I., Krug R.M. Influenza virus RNA replication in vitro: synthesis of viral template RNAs and virion RNAs in the absense of added primer. J. Virol., 1988, 62: 2285−2290.
  183. Shikimi Т., Kobayasm T. Production of antibody to aprotinin and location of this compound in bovine tissue. J. Pharm. Dyn., 1980, 3: 400−406.
  184. Shimizu Y.K., Shimizu K., Ishida N., Homma M. On the study of Sendai virus hemolysis. II. Morphological study of envelope fusion and hemolysis. Virilogy, 1976, 71: 48−60.
  185. Shimizu K., Handa H., Nakada S., Nagata K. Regulation of influenza virus RNA polymerase activity by cellular and viral factors. Nucleic Acids Res., 1994, 22- 5047−5053.
  186. Sillero A., Rubeiro J.M. Isoelectric points of proteins: theoretical determination. Analytic Biochem., 1989, 179: 319−325.
  187. Skehel J.J., Waterfield M.D. Studies on the primary structure of the influenza virus haemagglutinin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1975, 72: 93−97.
  188. Skehel J J. Influenza virus. Amantadine blocks the channel. Nature, 1992, 358: 110.
  189. Smeenk S., Wright K.E., Burns B.F., Thaker A.J., Brown E.G. Mutations in the gemagglutinin and matrix genes of a virulent influenza virus variant, A/FM/1/47-MA, control different stages in pathogenesis. Virus Res., 1996,44:79−95.
  190. Smirnov Yu. A., Kuznetsova M.A., Kaverin N.V. The genetic aspect of influenza virus filamentous particle formation. Arch. Virol, 1991, 118 (3−4) — 279−284.
  191. Sugrue R.J., Hay A J. Structural characteristics of the M2 Protein of Influenza A Viruses: Evidence that It Forma Tetrameric Channal. Virology, 1991, 180: 617−624.
  192. Tsugita A., Scheffler J.-J. A rapid method for acid hydrolysis of protein with a mixture of trifluoroacetic acid and hydrocloric acid. Eur. J. Biochem., 1982, 124: 585−588.
  193. Ulmanenl., Broni B.A., Krug R.M. The role of two of the influenza virus core P proteins in recognizing cap 1 structures (m7GpppNm) on RNAs and in initiating viral RNA transcription. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1981, 78: 7355−7359.
  194. Van Ewijk W., van Soets P.L., Verker K.A., Jongking J.F. Loss of antibody binding to prefixed cells: fixation parameters for immunocytochemistry. Histochemical J., 1984,16: 179−193.
  195. Varghenese J.N., Laver W.G., Colman P.M. Structure of the influenza virus glycoprotein antigen neuraminidase at 2.9 A resolution. Nature, 1983, 303: 35−40.
  196. Varghenese J.N., Colman P.M., donkelaar A., Blick T.J., Sahasrabundh A., McKimm-Breschkin J.L. Structural evidence for the a second sialic acid binding site in avian influenza virus neuraminidases. Biochemistry, 1997,94:11 808−11 812.
  197. Varsanyi T.M., Jomvall H., Norrby E. Isolation and characterization of the measles virus F1 polypeptide: comparisons with other paramixovirus fusion proteins. Virology, 1985, 147: 110−117.
  198. Vlasak R., Krystal M., Nacht M., Palese P. The influenza С virus glycoprotein (HE) exhibits receptor-binding (hemagglutinin) and receptor-destroyng (esterase) activites. Virology., 1987, 160: 419−425.
  199. Wakefield L., Brownlee G.G. RNA-binding properties of influenza A matrix protein Ml. Nucleic Acids Res., 1989, 17: 8569−8580.
  200. Wang P., Palese P., O’Neil R., E. The NPI-l/NPI-3 (Karyopherin) binding site on the influenza A virus nucleoprotein NP is a Noncoventional nuclear localisation signal. J. Virol., 1997, 71. 18 501 856.
  201. Watanabe, K., Handa, H., Mizumoto, K., and Nagata, K. Mechanism for inhibition of influenza virus RNA polymerase activity by matrix proteins. J. Virol., 1996, 70: 241−247.
  202. Whittaker G., Bui M., Helenius A. The role of matrix protein (Ml) in the nuclear trafficking of influenza vRNPs. Els. Sci., 1996, 361−372.
  203. Winter G., Fields S., Cloning of influenza cDNA into M13: the sequence of the RNA segment encoding the A/PR/8/34 matrix protein. Nucleic Acids Res., 1980, 8: 1965−1974.
  204. Wilson I.A., Skehel J.J., Wiley D.C. Structure of he heamagglutinin membrane glycoprotein of influenza virus at 3 A resolution. Nature, 1981, 289: 366−373.
  205. Wyke K.L., Yewdell J.W., Reck L.J., Murphy B.R. Antigenic characterization of influenza A virus matrix protein with monoclonal antibodies. J. Virol, 1984, 49: 248−252.
  206. Yamashita M., Krystal M., Palese P. Evidence that the matrix protein of influenza С virus is coded for by a spliced mRNA. J. Virol, 1988, 62: 3348−3355.
  207. Yamashita M., Kiystal M., Palese P. Comprasion of the three large polymerase proteins of influenza А, В and С viruses. Virology., 1989, 171: 458−466.
  208. Yasuda J., Nakada S., Kato A., Toyoda Т., Ishihama A. Molecular assemblyof influenza virus: association oftheNS2 protein with virion matrix. Virology., 1993,196: 249−255.
  209. Yasuda J., Bucher D.J., Ishihama A. Growth control of influenza A virus by Ml protein: analysis of transfectant viruses carrying the chimeric M gene. J. Virol, 1994, 68: 8141−8146.
  210. Ye Z., Pal R., Fox J.W., Wagner R. Functional and antigenic domains of matrix (Ml) protein of influenza A virus. J. Virol, 1987, 61:239−246.
  211. Ye Z., Baylor N.W., Wagner R.R. Transcription-inhibition and RNA-binding domains of influenza A virus matrix protein mapped with anti-idiotypic antibodies and synthetic peptides. J. Virol. 1989. V. 63. P. 3586−3594.
  212. Ye Z., Robinson D., Wagner R.R. Nucleus-targeting domain of the matrix protein (Ml) of influenzavirus. J. Virol, 1995,69: 1964−1970.
  213. Zhang J., Lamb R.A. Characterization of the membrane association of the influenza virus matrix protein in living cells. Virilogy, 1996, 225: 255−266.
  214. Zhang J., Leser G.P., Pekosz A., Lamb R.A. The cytoplasmic tails of the influenza virus spike glycoproteins are required for normal genome packaging. Virilogy, 2000, 269: 325−334.
  215. Zhirnov O.P., Bukrinskaya A.G. Two forms of Influenza virus nucleoprotein in infected cells and virions. Virology, 1981, 109: 174−179.
  216. Zhirnov O.P., Ovcharenko A.V., Bukrinskaya A.G. Suppression of influenza virus replication in infected mice by protease inhibitors. J. Gen. Virol., 1984,65: 191−196.
  217. Zhirnov O.P., Bukrinskaya A.G. Nucleoproteins of animal influenza viruses, in contrast to those of human strains, are not cleaved in infected cells. J. gen. Virol., 1984, 65: 1127−1134.
  218. Zhirnov O.P., Ovcharenko A.V., Bukrinskaya A.G. Myxovirus replication in chicken embryos can be suppressed by aprotinin due to the blockage of viral glycoprotein cleavage. J, Gen. Virol, 1985, 66: 1633−1638.
  219. Zhirnov O.P. High protection of animals lethally infected with influenza virus by aprotinin-rimantadine combination. J. Med. Virol, 1987, 21: 161−167.
  220. Zhirnov O.P. The most origin of Influenza A viruses can be assessed by the intracellular cleavage of the viral NP protein. Archives of Virology, 1988, 99: 277−284.
  221. Zhirnov O.P. Solubilization of matrix protein Ml/M from virions occurs at different pH for orthomyxo-and paramyxoviruses. Virology, 1990, 176: 274−279.
  222. Zhirnov O.P., Ovcharenko A.V. Treatment of mici infected with influenza and parainfluenza viruses by aerosolized aprotinin. Jn/7'vz>a/ Res. Suppl., 1991,1: 142.
  223. Zhirnov O.P. Isolation of matrix protein Ml from influenza viruses by acid-dependent extraction with nonionic detergent. Virology, 1992, 186: 324−330.
  224. Zhirnov, O.P., Grigoriev, V.B. Disassemly of influenza С viruses, distinct from that of influenza A and В viruses required neutral-alkaline pH. Virology, 1994, 200:284−291.
  225. Zhirnov O.P., Klenk H.-D. Histones is a target for influenza virus matrix protein. Virology, 1997, 235:2, 302−310.
  226. Zhirnov O.P., Konakova Т.Е., Garten W., Klenk H.-D. Caspase-dependent T-terminal cleavage of Influenza virus nucleocapsid protein in infected cells. J. Virol, 1999, 73: 10 158−10 163.
  227. Zhirnov O.P., Konakova Т.Е., Krichevets S.G., Iordansky S.N., Klenk H.D. Antiapoptotic activity of influenza virus matrix Ml protein. 11-th international conference Negative Strand Viruses. 2000. Quebec, Canada. Abstract book. P. 91. Abstract № 102.
  228. Zvonaijev A.Y., Ghendon Y.Z. Influence of membrane (M) protein on influenza virion transcription activity in vitro and its susceptibility to rimantadine. J. Virol, 1980,33:583−586.1571. БЛАГОДАРНОСТИ.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!