Дипломы, курсовые, рефераты, контрольные...
Срочная помощь в учёбе

Получение стресс-толерантных растений кукурузы методом клеточной селекции

Диссертация: Получение стресс-толерантных растений кукурузы методом клеточной селекции
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Среди растений, регенерированных из устойчивых к манниту клеток, отобраны образцы с повышенной толерантностью к засолению и низким положительным и отрицательным температурам: R91m7, N31m4, A188xR91ml5, 19, 22, 29, 30. Таким образом показано, что путем селекции in vitro на средах с осмотиком маннитом можно получить растения, толерантные к нескольким абиотическим стрессорам, вызывающим… Читать ещё >

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Общая информация о кукурузе (Zea mays)
    • 1. 2. Физиологические реакции и адаптации растений в условиях водного стресса
      • 1. 2. 1. Влияние недостатка воды на физиологические процессы
      • 1. 2. 2. Способы адаптации растений к водному стрессу
      • 1. 2. 3. Общие механизмы устойчивости к неблагоприятным факторам окружающей среды
    • 1. 3. Ответные реакции растений на стрессоры
      • 1. 3. 1. Влияние засухи на кукурузу
      • 1. 3. 2. Влияние температуры на рост и развития кукурузы
      • 1. 3. 3. Влияние засоление на рост кукурузы
    • 1. 4. Применение методов биотехнологии в селекции растений
      • 1. 4. 1. Клеточная селекция
        • 1. 4. 1. 1. Тестирование устойчивости растений с помощью культивируемых клеток
        • 1. 4. 1. 2. Отбор растений, толерантных к экстремальным температурам
        • 1. 4. 1. 3. Получение растений, толерантных к засолению
        • 1. 4. 1. 4. Получение растений, толерантных к засухе
      • 1. 4. 2. Повышение устойчивости к абиотическим стрессам методом генетической инженерии
        • 1. 4. 2. 1. Гены биосинтеза осмолитов
        • 1. 4. 2. 2. Гены антиоксидантов
        • 1. 4. 2. 3. Гены протекторных белков
        • 1. 4. 2. 4. Гены мембранных белков
        • 1. 4. 2. 5. Гены регуляторных белков

Получение стресс-толерантных растений кукурузы методом клеточной селекции (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

На протяжении онтогенеза растение подвергается действию различных факторов окружающей среды, негативно влияющих на его рост, развитие и урожай. Низкая температура почвы весной задерживает прорастание семян, делая их в это время особенно уязвимыми для заражения почвенными патогенными микроорганизмами. Поздние заморозки повреждают и даже губят проростки. Основным негативным фактором, влияющим на взрослые растения, является засуха. Засушливые периоды характерны для климата 110 стран мира1. Засуха наносит больший урон растениеводству, чем все остальные стрессовые факторы вместе взятые (Шевелуха, 2003). Она влияет на все физиологические процессы и, в конечном счете, приводит к снижению продуктивности растений. Например, потери зерна кукурузы от засухи в период цветения составляют в среднем 17%, а в отдельные годы достигают 80% (Еётаескз et а1., 1992).

Засуха может провоцировать засоление почвы. Согласно сведениям РАО, изданным в 2000 г., площадь засоленных почв, включая щелочное л засоление, составила 831 миллион гектаров. Процесс накопления в почвах солей (чаще хлоридов и сульфатов натрия, кальция и магния, карбоната и нитрата калия), приводящий к образованию солонцеватых и солончаковых почв, может происходить в естественных условиях засушливых районов в результате капиллярного поднятия солоноватых и солёных вод, а также под влиянием техногенных факторов — вследствие излишнего поступления поливной воды и плохой работы водосборной и дренажной сетей в оросительных системах. В последнем случае происходит смыкание оросительных и грунтовых вод, что вызывает подъём солей по капиллярам к поверхности и засоление орошаемых земель.

1 http://faostat.fao.org.

2 п-илу. fao.org/.

Часто растения подвергаются действию одновременно нескольких стрессоров, при этом их негативное влияние усиливается.

Результатом действия различных природных факторов является возникновение у растений водного дефицита. Стресс, вызванный водным дефицитом, может быть первичным в случае засухи, а также вторичным при низкотемпературном, тепловом или солевом стрессах. Естественно предположить, что осмоустойчивые растения будут иметь повышенную толерантность и к засухе, и к засолению, и к неблагоприятным температурам. Для снижения потерь, вызванных неблагоприятными природными условиями, есть несколько способов. Одним из них является создание новых толерантных сортов. Для ускорения селекционного процесса применяют биотехнологические подходы, в частности, клеточная селекция in vitro. Многими авторами на различных видах растений показано, что культивирование изолированных тканей in vitro повышает уровень генетической изменчивости, создавая материал для отбора (Кагр, 1995). Эффективность использования культивируемых тканей в селекции значительно возрастает, если отбор желаемых вариантов проводить также в культуре in vitro. В настоящее время разработаны селективные системы для получения форм, толерантных к различным биотическим и абиотическим стрессорам (Van den Bulk, 1991; Pedrieri, 2001). При использовании селективных сред с полиэтиленгликолем (ПЭГ) и маннитом получены толерантные к засухе линии у нескольких видов растений (Mohamed, 2000; Vajrabhaya, 2001; Gatilestari, 2006). Существуют полученные методом клеточной селекции солеустойчивые и холодоустойчивые растения (Zair, 2003; Tantau et al, 2004).

Однако задача создания растений, толерантных одновременно к нескольким стрессам пока не решена.

Целью работы было получение новых линий важнейшей сельскохозяйственной культуры кукурузы, обладающих устойчивостью к нескольким стрессорам: засухе, засолению и низким температурам.

Для достижения поставленной цели предстояло решить следующие задачи:

• выбрать селективную систему и определить концентрации селективных факторов;

• получить засухоустойчивые растения кукурузы методом клеточной селекции;

• оценить устойчивость растений — регенерантов к засухе и к засолению;

• проверить наследуемость толерантности к засухе, засолению, и низким положительным и отрицательным температурам).

3.10. Выводы.

1. С целью отбора методом клеточной селекции толерантных к нескольким абиотическим стрессам растений кукурузы апробированы два селективных агента — ПЭГ и маннит. Показано, что селективная система с маннитом является более эффективной, так как обеспечивает более полную элиминацию чувствительных клеток и более высокую жизнеспособность растений-регенерантов.

2. Методом клеточной селекции получены растения кукурузы, которые по относительному и общему содержанию воды, интенсивности роста и семенной продуктивности имели более высокую устойчивость к засухе, чем исходные растения. Это свидетельствует о возможности использования селективной системы с маннитом для отбора толерантных к дефициту воды линий кукурузы.

4. Подтверждено сохранение повышенной толерантности к засухе в потомстве большинства полученных после клеточной селекции линий, что указывает на мутационную природу толерантности.

5. Различия между исходными и отобранными растениями проявлялись сильнее в условиях более жестокого водного и температурного стресса.

6. Среди растений, регенерированных из устойчивых к манниту клеток, отобраны образцы с повышенной толерантностью к засолению и низким положительным и отрицательным температурам: R91m7, N31m4, A188xR91ml5, 19, 22, 29, 30. Таким образом показано, что путем селекции in vitro на средах с осмотиком маннитом можно получить растения, толерантные к нескольким абиотическим стрессорам, вызывающим обезвоживание тканей.

3.9.

Заключение

.

В основу работы легло предположение, что повышение осмоустойчивости на клеточном уровне может обеспечить толерантность растений одновременно к нескольким абиотическим стрессам, вызывающим обезвоживание клеток, в том числе к засухе, засолению и заморозкам. Для получения толерантных растений был использован хорошо зарекомендовавший себя метод клеточной селекции in vitro. С целью подбора конкретных условий проведения клеточной селекции были апробированы два осмотически активных вещества: высокомолекулярный не проникающий в клетку полиэтиленгликоль и низкомолекулярный проникающий маннит, который ранее не использовали в работе с кукурузой. Селективная система с маннитом обеспечила более полную элиминацию чувствительных клетоквыживаемость растений, регенерированных из резистентных к маниту клеток, была выше, чем в системе с ПЭГ. Негативное влияние ПЭГ на выживаемость регенератов уже отмечалась ранее другими авторами (Matheka et al, 2008). Предположительно это связывали с присутствием в ПЭГ токсичных примесей (Plaut and Federman, 1985).

Используя разработанную селективную систему, мы получили устойчивые к сублетальной дозе маннита каллусные клоны двух линий и гибрида кукурузы, из которых были регенерированы растения. Следует отметить, что одна из линий была коммерческой, представляющей большой практический интерес. Полученные регенеранты были тестированы в нормальных и стрессовых условиях. В первом случае они не отличались от исходных растений. В условиях засухи по таким показателям как относительное и общее содержание воды, динамика накопления пролина и семенная продуктивность большая часть регенератов была более устойчива, чем исходные формы. Проверка реакции на засуху семенного потомства регенерантов показала сохранение признака устойчивости, что указывает на мутационную природу признака.

Эти же регенераты и их потомство имели более высокую устойчивость к хлоридному засолению и низким температурам, проявившуюся в лучшей всхожести семян и большей выживаемости растений в условиях солевого и температурного стресса. Среди лучших форм можно назвать линии R91m7, ARml5, ARml9, ARm22, ARm29, ARm30 иШ1т4.

Показать весь текст

Список литературы

  1. С.С. (1969) Экологические особенности кукурузы. В кн. Физиология сельскохозяйственных растений, T. V Физиология кукурузы и риса (ред. Рубин Б.А.). МГУ, с.38−50
  2. Белянская C. JL, Шамина З. Б., Кучеренко Л.А.(1994) Морфогенез в резистентных клонах риса. Физиология растений, 41, 573−577.
  3. С.Л., Шамина З. Б. (1993) Получение и характеристика клонов риса, резистентных к стрессовым факторам. Физиология растений, 40, 681−685.
  4. А.Б., Бутенко Р. Г., Кауров Б. А., Иддагода Ниссанка (1996) Селекция картофеля In Vitro на устойчивость к хлористому натрию. Физиология растений, 43, 597−605.
  5. Е.А., Гладкова О. Н., Долгих Ю. И., Бирюков В. В. (2004) Получение газонных трав, толерантных к солям меди. Матер. В сб. Стратегия адаптивной селекции полевых культур в связи с глобальным изменением климата, Саратов, 310−314.
  6. Е.А., Долгих Ю. И., Бирюков В. В. (2003) Отбор солеусгойчивых газонных трав с помощью методов биотехнологии. Биотехнология, 5, 380−385.
  7. С.А., Долгих Ю. И. (2004) Стимуляция регенерации растений в культуре тканей кукурузы под действием антибиотика цефотаксима. Физиология растений, т. 51, с. 587−592.
  8. Ю.И., С.Н.Ларина, З. Б. Шамина, Т. Н. Пустовойтова, Н. Е. Жданова. (1994) Засухоустойчивость клеток кукурузы, полученных из устойчивых к осмотическому действию полиэтиленгликоля клеточных линий. Физиология растений, 41, 853 858.
  9. Ю. И, Ларина С.Н., Шамина З. Б. (1994а). Селекция на осмоустойчивость кукурузы in vitro и характеристика растений-регенерантов. Физиология растений, 41,1.
  10. Ю.Долгих Ю. И., С. Н. Ларина, З. Б. Шамина, Т. Н. Пустовойтова, Н. Е. Жданова (19 946). Засухоустойчивость клеток кукурузы, полученных из устойчивых к осмотическому действию полиэтиленгликоля клеточных линий. Физиология растений, 41, 6.
  11. П.Долгих Ю. И., Шамина З. Б. (1991). Современные представления о причинах и механизмах сомаклопальной изменчивости. В сб. Молекулярные механизмы генетических процессов, М: Наука
  12. И.Л., Хадеева Н. В., Майсурян А. Н. (1992) Характеристика регенерантов табака, устойчивых к воздействию стрессовых факторов. Физиология растений, 39, 1027−1033.
  13. В.Б., Плотников И. В., Живухина Е. А., Михалевская О. Б., Гуленкова М. А., Кириллова Г. А. и Жиленкова 0.г.(2004) Практикум по физиологии растений. Академия, 2004, 144.
  14. Я.С., Титов С. Е., Кочетов A.B., Комарова М. Л., Романова A.B., Коваль B.C., Шумный В. К. (2006) Оценка солеустойчивости растений табака Nicotiana tabacum, несущих антисмысловой супрессор гена пролиндегидрогеназы. Генетика, 42- 2,278−281
  15. Г. В. (1988) Интенсивные технологии возделывания сельскохозяйственных культур. М: Агропромиздат, 303 с.
  16. А.Н., Остаплюк А. Н., Левенко Б. А. (1994) Ответная реакция растений на солевой стресс. Физиология и биохимия культурных растений, 26, 525−544.
  17. Вл. В. и Дмитриева Г.А. (2005)Физиология растений. М.: Высшая школа, 736 с.
  18. Вл.В., Шевякова Н. И. (1999) Пролин при стрессе: биологическая роль, метаболизм, регуляция. Физиология растений, 46, 321−336.
  19. Кучеренко JI. A (1983) Индуцированный морфогенез в культуре тканей риса и его материала. В сб: IV Всесоюзной конференции. Краснодар: Штиница, с. 172.
  20. Кучеренко JI. A (1979) О возможностях использована метода культура тканей для получения генетически измененных форм риса. В сб: III всесоюзной конференции «Культура клеток растений «. Абован: с. 192.
  21. И.Д., Чернов В. А., Швидченко В. К., Бутенко Р. Г. (1988) Рост и морфогенез клеток яровых пшениц в стрессовых условиях и отбор устойчивых вариантов. Тезисы Междунар. конф. Биология культивируемых клеток и биотехнология. Новосибирск: с.178−179.
  22. О.В., Левенко Б. А. (1990) Получение клеточных линий люцерны, устойчивых к тиазолидинкарбоновой кислоте. Цитология и генетика, 24,28−31.
  23. A.B. Биотехнология в селекции льна. Тверь, 2000, 180 с.
  24. С. JI. (2007) Скрининг устойчивых к хлориду натрия тканевых малины. Arpo XXI, 4(6).
  25. А.Ю., Полякова Л. И., Долгих Ю. И., Вартапетян Б. Б. (2002) Реакция культивируемых клеток сахарного тростника на аноксию и отбор устойчивой клеточной линии. Физиология растений, 49, 315−323.
  26. .П., Кабанов В. В., Шевякова Н. И. и др. (1970) Структура и функция клеток растений при засолении. М.: Наука,, 318 с.
  27. .П. (1973) Метаболизм растений в условиях засоления. В сб: ХХХШ Тимирязевские чтения. М.: Наука, с.52
  28. Г. В. (1977) Солеустойчивость культурных растений. Л.: Колос, 215 с.
  29. Н.В., Дридзе И. Л., Майсурян А. Н. (2000) Выделение солеустойчивых форм риса путем прямой и непрямой селекции в культуре ткани. Биотехнология, 3, 27−37.
  30. Н.В., Майсурян А. Н., Дридзе И. Л. (1987). Физиология растений, 34, 157−162.
  31. JI.M. (1987) К вопросу о методологии клеточной селекции in vitro. В кн. Использование клеточных технологий в селекции картофеля. Научные труды НИИ картофельного хозяйства. Москва, с.40−46.
  32. Т.В. (2002) Физиологические основы устойчивости растений. С.-Петербург: С.-Петербугского университета, 244 с.
  33. З.Б. (1984) Методические указания по клеточной селекции. Москва, 36 с.
  34. В. С. (2003) Сельскохозяйственная биотехнология. Москва: Высшая школа, 469 с.
  35. Н.И., Ракитин В. Ю., Музычко Л. М., Кузнецов Вл.В. (1998) Стресс-индуцируемая аккумуляция пролина в связи с солеустойчивостью интактных растений и изолированных клеток. Прикладная биохимия и микробиология, 34, 320−325.
  36. Югенхеймер Р. У, (1979) кукуруза: улучшение сортов, производство семян, использование. Москва: Колос, 519 с.
  37. Abdel-Hady M.S. and El-Naggar Hoda M.H. (2007) Wheat Genotypic Variation and Protein Markers in Relation with in Vitro Selection for drought Tolerance. Journal of Applied Sciences Research, 3 (10), 926−934
  38. Т., Guenzi A.C., Martin В., Cushman J.C. (2003) Tolerance of mannitol-accumulating transgenic wheat to water stress and salinity. Plant Physiol., 131, 1748−1755
  39. , S. A., Kunanuvatchaidach R., Godwin I. D. (1995) Somaclonal variation in ricedroughttolerance and other agronomic characters. Austral. J. Bot., 43,201−209.
  40. Alia, Hayashi H., Chen THH, Murata N. (1998a) Transformation with a gene for choline oxidase enhances the cold tolerance of Arabidopsis during germination and early growth. Plant Cell Environ, 21,232−239.
  41. Alia,-Hayashi H., Sakamoto A., Murata N. (1998b) Enhancement of the tolerance of Arabidopsis to high temperatures by genetic engineering of the synthesis of glycinebetaine. Plant J., 16,155−161.
  42. Alia, Kondo Y., Sakamoto A., Nonaka H., Hayashi H., Saradhi P.P., Chen THH, Murata N. (1999) Enhanced tolerance to light stress of transgenic Arabidopsis plants that express the codA gene for a bacterial choline oxidase. Plant Mol Biol., 40, 279−288.
  43. Allard F., Houde M., Krol M., Ivanov A., Huner N. P., Sarhan I.(1998) Betaine improves freezing tolerance in wheat. Plant Cell Physiology, 39, 1194−1202.
  44. M. P., Aharon G. S., Snedden W. A., Blumwald E. (1999) Salt tolerance conferred by overexpression of a vacuolar Na+/H+ antiport in Arabidopsis. Science, 285, 1256−1258.
  45. T., Baum G., Snedden W. A., Shelp B. J., Fromm H. (1995) Molecular and biochemical analysis of calmodulin interactions with the calmodulin-binding domain of plant glutamate decarboxylase. Plant Physiology, 108, 551−561.
  46. Ashraf M., Harris P. J. C. (2004) Potential biochemical indicators of salinity tolerance in plants. Plant Science, 166, 3−16.
  47. M., Kinet J.M., Bouharmont J. (1995) Characterization of progenies issued from drought tolerant plants of durum wheat selected in vitro. Proc. Intern. Congr. Integrated Study on Drought Tolerance of Higher Plants. Montpellier. France. VII2.
  48. J.A., Bjorkman O. (1980) Photosynthetic response and adaptation to temperature in higher plants. Annu. Rev Plant Physiol., 31, 491−543
  49. J., Steele C., Dure L. (1988) Sequence and characterization of 6 Lea proteins and their genes from cotton. Plant Molecular Biology, 11, 277 291.
  50. S. S., Wilhelm K. S., Thomashow M. F. (1994) The 5'-region of Arabidopsis thaliana corl5a has cis-acting elements that confer cold-, drought- and ABA-regulated gene expression. Plant Mol. Biol., 24, 701 713.
  51. Barakat M.N., Abdel-Latif T.H. (1996) In vitro selection of wheat callus tolerant to high levels of salt and plant regeneration. Euphytica, 91 (127), 127−140.
  52. M., Potter I. C., Pirlich K. (1998) Categorization of the mitochondria-rich cells in the gill epithelium of the freshwater phases in the life cycle of lampreys. Cell Tissue Res., 291, 337 -349.
  53. S., Babu V., Bansal K.C. (2001) Over-expression of osmotin induces proline accumulation and confers tolerance to osmotic stress in transgenic tobacco. J. Plant Biochemistry and Biotechnology, 10, 31−37.
  54. L.S., Waldren R.P., Teare I.D. (1973) Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil, 39,205−207.
  55. P., Bouharmont J. (1997) Use of somaclonal variation and in vitro selection for chilling tolerance improvement. Euphytica, 96, 135−142.
  56. P., Bouharmont J., Kinet J.M. (1997) Somaclonal variation and improvement of chilling tolerance in rice — changes in chilling-induced chlorophyll fluorescence. Crop Science, 37, 1727−1735.
  57. P., Busogoro J.P., Tilquin J.P., Kinet J.M., Bouharmont J. (1996) Field-evaluation and selection of rice somaclonal variants at different altitudes. Plant Breeding, 115, 183−188.
  58. P., Kinet J.M., Bouharmont J. (1996) Heritable chilling tolerance improvement in rice through somaclonal variation and cell-line selection. Australian J. Bot., 44, 91−105.
  59. Bhatnagar-Mathur P., Vadez V., Sharma K.K. (2008) Transgenic approaches for abiotic stress tolerance in plants: retrospect and prospects. Plant Cell Rep., 27, 411−424.
  60. Biswas B., Chowdhurry, Bhattacharya A., Mandal B. (2002) In vitro screening for increases drought tolerance in rice. In Vitro Cell Development Biology of Plant, 38, 525−530.
  61. A. (1996) Crop responses to drought and the interpretation of adaptation. Plant Growth Regulation, 20, 135−148.
  62. H. J., Nelson D. E., Jensen R. G. (1995) Adaptations to environmental stresses. The Plant Cell, 7, 1099−1 111.
  63. J., Edmeades G.O., Martinez L. (1993) Eight cycles of selection for drought tolerance in tropical maize, in. Responses in drought-adaptive physiological and morphological traits. Field Crops Res., 31,269—286
  64. J., Edmeades G.O. (1993) Eight cycles of selection for drought tolerance in lowland tropical maize. II Responses in reproductive behaviour. Field Crop Res., 31,253−268.
  65. E. A. (1993) Molecular responses to water deficit. Plant Physiology, 103, 1035−1040.
  66. D. P. (1990) Ca.sub.2+.-translocating ATPase of the plant plasma membrane. Plant Physiology, 94,397−400.
  67. T., Bassie L., Christou P. (2004) Modulation of the polyamine biosynthetic pathway in transgenic rice confers tolerance to drought stress. Proceedings of National Academy of Sciences, USA. 101, 9909−9914.
  68. J. (1974) Water saturation deficit (relative water content). In: Slavik N., editor. Methods of Studying Plant Water Relations. New York: Springer Verlag, 136−154.
  69. S.F., Vasil J.H. (1984) Selection and characterization of NaCl tolerant cells from embryonic cultures of Pennisetum purpureum Schum. (Napier grass). Plant Sci. Lett., 37, 157−164.
  70. Chinnusamy V., Jagendorf A., Zhu J.K. (2005) Understanding and improving salt tolerance in plants. Crop Science, 45, 437−448.
  71. Crafts-Brandner, S.J., Salvucci, M.E. (2000) Rubisco activase constrains the photosynthetic potential of leaves at high temperature and C02. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97,13 430−13 435.
  72. Crafts-Brandner S.J., Salvucci M.E. (2002) Sensitivity of Photosynthesis in a C4 Plant, Maize, to Heat Stress. Plant Physiol., 129, 1773−1780.
  73. G.R., Alberico G.J., Schmidt C. (1994) Salt tolerance is not associated with the sodium accumulation of two maize hybrids. Australian Journal of Plant Physiology, 21(3), 675−692.
  74. Delauney A.J., Verma D.P.S. (1993) Proline biosynthesis and osmoregulation in plants. Plant Journal, 4, 215−223.
  75. Dix P. I., Street H. E., (1975) Sodium chloride resistant cultured cell lines form Nicotiana sylvestris and Capsicum annum. Plant Sci.lett., 5,231−237.
  76. Dix P.J. and Street H. E., (1976). Selection of plant cell lines with enhanced chilling resistance Ann. Bot., 40, 903−910.
  77. K., Dorffling H., Lesselich G., Luck E., Zimmermann C., Melz G., Jurgens H.U. (1997) Heritable improvement of frost tolerance in winter wheat by in vitro-selection of hydroxyproline-resistant proline overproducing mutants. Euphytica, 93,1−10.
  78. Dorffling K, Dorffling H, Lesselich G. (1993) In vitro-selection and regeneration of hydroxyproline-resistant lines of winter wheat with increased proline content and increased frost tolerance. J. Plant Physiol., 142, 222−225.
  79. R., Djilianov D., Denchev P., Atanassov A. (1996) In vitro selection for osmotic tolerance in alfalfa (Medicago sativa). Bulg. J. Plant Physiol., 22,30−39
  80. D.R., Waskot R.M., Nabors M.W. (1995) In vitro screening and field evaluation of tissue-culture-regenerated sorghum (Sorghum bicolor (L.) Moench) for soil stress tolerance. Euphytica, 85, 373−380.
  81. D.R., Widholm J.M. (1994) Approaches for the development of cold tolerance in maize through regenerable callus culture. In Biotechnology in Agriculture and Forestry. V.25 Maize 9Y.P.S. Bajaj ed.). Springer-Verlag, Berlin Heidelberg, 331−343.
  82. D.R., Widholm J.M. (1987) Proline accumulation and its implication in cold tolerance of regenerable maize callus. Plant Physiol., 83, 703−708.
  83. R. (1994) Studies on the mechanism of electrically induces growth and differentiation in plants in vitro: the cytomorphological profile. Abstr. VIII Intern. Congr. «Plant Tissue and Cell Culture», Florence, Italy, pp 49
  84. Edmeades G.O., Bolanosa and Lafitte H.R.progress (1992) in breeding for drought tolerance in maize. The 47th Annual Corn and Sorghum Industry Research Conference, Chicago, American Seed Trade Association, pp 6572.
  85. G.O. (2008) Drought tolerance in maize: an emerging reality. Companion Document to executive Summary ISAAA Briefs, 39.
  86. E.D., Kuehnle A.R. (1990) Somaclonal variation in maize. In: Biotechnology in Agriculture and Forestry, v. 11 Somaclonal Variation in Crop Improvement I (Y.P.S.Bajaj ed.), Springer-Verlag, Berlin Heidelberg., pp 326−351.
  87. G., Erdei L., Sarkadi L., Salgo A., Koscy G. (1990) Genotype dependent responses of wheat varieties to water and salt stresses in vitro. Abstr. VII Intern. Congr. Plant Tissue and Cell Culture, Amsterdam, pp 13.
  88. G., Sutka J. (1989) Frost resistance of somaclones derived from Triticum aestivum L. winter wheat calli. Plant Breed, 102, 101−104.
  89. G.B., Sangita G. (1997) In vitro selection and physiological characterization of NaCl and mannitol adapted callus lines in Brassica juncea. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 50, 161−168.
  90. Gemel J. Ciesla E. and Kaniuga Z. (1989)Different response of 2 Zea mays inbreds to chilling stress measured by chloroplast galactolipase activity and free fatty-acid levels. Acta Physiol, Plant 11, 3—11.
  91. Gao, Cervera M.T., Plomion C., Malpica C. (2000) Molecular markers and genome mapping in woody plants. In Molecular Biology of Woody Plants, vol 1, Jain SM, Minocha SC (eds). Kluwer Academic: Dordrecht- pp375−394.
  92. Garg A. K., Kim J. K., Owens T. G., Ranwala A. P., Choi Y. D., Kochian L.V., Wu R.J. (2002) Trehalose accumulation in rice plants confers high tolerance levels to different abiotic stresses. Proc. Natl. Acad. Sci., 99(25), 15 898−15 903.
  93. Gisbert C., Rus A.M., Bolarin M.C., Lopez-Coronado J.M., Arrillaga I., Montesinos C., Caro M., Serrano R., Moreno V. (2000) The yeast HAL1 gene improves salt tolerance of transgenic tomato. Plant Physiol., 123, 393 402.
  94. Gong, M., van der Luit A. H., Knight M. R., Trewavas A. J. (1998) Heat-shock-induced changes in intracellular Ca.sup.2+. level in tobacco seedlings in relation to thermotolerance. Plant Physiology, 116, 429−437.
  95. Gopal J, Iwama K. (2007) In vitro screening of potato against water-stress mediated through sorbitol and polyethylene glycol. Plant cell reports, 26, 693−700.
  96. , A., Sahi C., Sanan N., Grover A. (1999) Taming abiotic stresses in plants through genetic engineering: current strategies and perspective. Plant Science, 143, 101−111.
  97. Gusta, L. V., Wilen R. W., Fu P. (1996) Low-temperature stress tolerance: the role of abscisic acid, sugars, and heat-stable proteins. HortScience, 31, 39−46.
  98. A.J., Lemcoff J.H., Trapani N. (1981) Water stress before and during flowering in maize and its effects on yield, its components, and their determinants. Maydica, 26,19−38.
  99. Handa S. A, Handa K., Hasegawa P. M., Bressan R. A. (1986) Proline accumulation and the adaptation of cultured plant cells to water stress. Plant Physiology, 80, 938−945
  100. A.K., Bressan R.A., Handa S., Hasegawa P.M. (1983) Clonal variation for tolerance to polyethylene glycol-induced water stress in cultured tomato cells. Plant Physiol., 72, 645−653.
  101. Hanny T., Balko C., Brettschneider B., Melz G. and Dorffling K. (2004) Improved frost tolerance and winter survival in winter barley (Hardeum vulgare L.) by in vitro selection of proline overaccumulating lines. Euphytica, 139 (1), 19−32
  102. M., Terashima S., Fukaya T., Kuboi T. (2003) Enhancement of cold tolerance and inhibition of lipid peroxidation by citrus dehydrin in transgenic tobacco. Planta, 217, 290−298.
  103. Hasaegawa PM, Bressan RA, Zhu JK, Bohnert HJ. (2000) Plant cellular and molecular responses to high salinity. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 51,463−499
  104. P. M., Bressan R. A., Handa A. K. (1986) Cellular mechanisms of salinity tolerance// Horticultural Science, 21, 1317−1324.
  105. , M. (1993a) Characterization of the heat damage to the photosynthetic electron transport system in potato leaves. Plant Science, 94,19−33.
  106. K.O., Somersalo S., Mandal A., Palva E.T., Welin B. (2000) Improved tolerance to salinity and low temperature in transgenic tobacco producing glycine betaine. J Exp Bot., 51,177−185
  107. Z., Kalam A., Mandal A., Shukla R., Datta S.K. (2004) NaCl stress its chromotoxic effects and antioxidant behavior in roots of Chrysanthemum morifolium Ramat. Plant Sci., 166, 215−220.
  108. , C. J., Ougham H. J. (1993) Gene expression under temperature stress. New Phytologist, 125, 1−26.
  109. Hsieh T. H., Lee J. T., Charng Y. Y., Chan M. T. (2002) Tomato plants ectopically expressing Arabidopsis CBF1 show enhanced resistance to water deficit stress. Plant Physiol., 130, 618−626.
  110. J., Hiiji R., Adam L., Rozwadowski K. L., Hammerlindl J. K., Keller W. A., Selvaraj G., (2000) Genetic engineering of glycinebetaine production toward enhancing stress tolerance in plants: metabolic limitations. Plant Physiol., 122,747−756.
  111. Jagendorf, A.T. Takabe, T. (2001) Inducers of glycinebetaine synthesis in barley. Plant Physiol. 127,1927−1835.
  112. Jan V.V., Demacedo C.C., Kinet J.M., Bouhannont J. (1997) Selection of Al-resistant plants from a sensitive rice cultivar using somaclonal variation, in-vitro and hydroponic cultures. Euphytica, 97, 303 310.
  113. F., Dorffling K. (1996) Chilling tolerance of 10 maize genotypes as related to chilling-induced changes in ACC and MAAS contents. J. Agronomy and Crop Science, 177, 175−184.
  114. E.J. Dmitrieva A.K., Nikiforova I.D. (1993) Cellular Approches to stress tolerance in wheat. Plant Biotechnology and molecular biology, Second Symposium «Trend in Plant Biotechnology, Russia.
  115. Ibarra-Caballero J., Villanueva-Verduzco C., Molina-Galan J., Sanchezde-Jimenez E. (1988) Proline accumulaton as a symptom of drought stress in maize: a tissue differentiation requirement. J. Exper. Bot., 39, 889−897
  116. , J., Bartels D. (1996) The molecular basis of dehydration tolerance in plants. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 47, 377 403.
  117. Kakkar RK, Sawhney VK (2002) Polyamine research in plants—a changing perspective. Physiol Plant, 116, 281−292
  118. , M. H., Pietkiewicz S. (1993) Salinity effects on plant growth and other physiological processes. Physiologia Plantarum, 15, 89−124.
  119. K.K., Becwar M.R., Hodges T.K. (1985) Regeneration oiZea mays L. from embryogenic callus. Bot. Gaz., 146, 327−334.
  120. S., Santha S., Kovoor A. (1991) An in vitro assay for drought-tolerant coconut germplasm. Euphytica, 53, 25−30.
  121. ICarp. A. (1995) Somaclonal variation as a tool for crop improvement. Euphytica, 85, 295−302.
  122. Kaplan, F., Kopka J., Haskell D. W., Zhao W., Cameron-Schiller K., Gatzke N., Yul-Sung D., Guy C. L. (2004) Exploring the temperature-stress metabolome of Arabidopsis. Plant Physiology, 136,4159−4168.
  123. Kasuga M., Liu Q., Miura S., Yamaguchi-Shinozaki K., Shinozaki K. (1999) Improving plant drought, salt, and freezing tolerance by gene transfer of a single stress-inducible transcription factor. Nat. Biotechnol., 17,287−291.
  124. Kavi Kishor P. B., Hong Z., Miao G. H., Hu, C. A. A. Verma, D. P. S. (1995) Over-expression of A -pyrroline-5-carboxylate synthetase increases proline production and confers osmotolerance in transgenic plants. Plant Physiol., 108, 1387−1394.
  125. J.T., Jones P.W. (2001) Isolation of wheat mutants with increased resistance to powdery mildew from small induced variant populations. Euphytica, 117, 251−260.
  126. , S., Watanabe K., Yasuda S., Arakawa K., Takabe T. (1994) Accumulation of glycinebetaine during cold acclimation and freezing tolerance in leaves of winter and spring barley plants. Plant, Cell and Environment, 17, 89−95.
  127. M. R., Campbell A. K., Smith S. M., Trewavas A. J. (1991) Transgenic plantaequorin reports the effects of touch and cold-shock and elicitors on cytoplasmic calcium. Nature, 352, 524−526.
  128. , H., Trewavas A. J., Knight M. R. (1997) Calcium signaling in Arabidopsis thaliana responding to drought and salinity. The Plant Journal, 12, 1067−1078.
  129. , H., Brandt S., Knight M. R. (1998) A history of stress alters drought calcium signaling pathways in Arabidopsis. The Plant Journal, 16, 681−687.
  130. R., Bhagwat K.A. (1989) Polyamines as modulator of salt tolerance in rice cultivars. Plant Physiol., 91, 500−504
  131. V., Sharma D.R. (1989) Selection and characterization of an L-thiazolidine-4-carboxylic acid resistant callus culture of Vigna radiata (L.) Wilczek var. radiate. Plant Cell Rep., 7, 648−651.
  132. Larkin PJ, Scowcroft WR. (1983) Somaclonal variation and crop improvement. In: Kosuge T, et al. Genetic engineering of plants. An agricultural perspective. New York, NY: Plenum, pp 289−314.
  133. LaRosa PC, Hasegawa PM, Rhodes D, Clithero JM, Watad A-EA, Bressan RA (1987) Abseisic acid stimulated osmotic adjustment and its involvement in adaptation of tobacco cells to NaCl. Plant Physiol., 85, 174 181
  134. Law R.D., Crafts-Brandner S.J. (1999) Inhibition and acclimation of photosynthesis to heat stress is closely correlated with activation of ribulose-l, 5-bisphosphate carboxylase/oxygenase. Plant Physiology, 120, 173 181.
  135. , E.G. (2006) R E VI E W: In Vitro Selection and Somaclonal Variation for Biotic and Abiotic Stress Tolerance. Biodiversitas, 7 (3), 297−301
  136. , E.G. (2005) no ijht. Lestari, E.G. (2006) R E V I E W: In Vitro Selection and Somaclonal Variation for Biotic and Abiotic Stress Tolerance. Biodiversitas, 7(3), 297−301
  137. B.A., Pasternak E.Yu., Sidorova N.V. (1990) Selection for resistance to water and salt stress in wheat. Abstr. VII Intern. Congr. Plant Tissue and Cell Culture, Amsterdam, pp37.
  138. Lilius G, Holmberg N, Biilow L. (1996) Enhanced NaCl stress tolerance in transgenic tobacco expressing bacterial choline dehydrogenase. Biotechnology, 14, 177−180.
  139. Loescher WH, Tyson RH, Everard JD, Redgwell RJ, Bieleski RL (1992) Mannitol synthesis in higher plants. Evidence for the role and characterization of a NADPH-dependent mannose-6-phosphate reductase. Plant Physiol., 98, 1396−1402
  140. Lutts S.- Kinet J.M. and Bouharmont J. (1999) Improvement of rice callus regeneration in the presence of NaCl. Plant, Cell, Tissue and Organ Culture, 57(1), 3−11.
  141. Lutts S., Kinet, J.M. and Bouharmont, J. (2001) Somaclonal variation in rice after two successive cycles of mature embryo derived callus culture in the presence of NaCl. Biol. Plant, 44,489−495.
  142. J.M., Magiri E., Rasha A.O., Machuka J. (2008) In vitro Selection and Characterization of Drought Tolerant Somaclones of Tropical Maize (Zea mays L.). Biotechnology, 7, 641−650.
  143. , H., Yamaya T., Tanigawa M. (1984) Activation of ATPase activity in thechromatin fraction of pea nuclei by calcium and calmodulin. Plant Cell Physiology, 25, 191−195.
  144. , R. R., Cherry J. H., Rhodes D. (1990) Effects of heat shock on amino acid metabolism in cowpea cells. Plant Physiology, 94,796−810.
  145. V. V. Agafadorova M. N., Ermakova E.C., Irashuta S.I. (1994) Solodkoja I.A. Biotechnology and gene engineering achievements in fodler crops yield increases. Inter. Symp. Plant Biotechnology and genetic engineering, Kiev, pp 28.
  146. McCoy T.J. (1987) Characterization of alfalfa (Medicago sativa L.) plants regenerated from selected NaCl tolerant cell lines. Plant Cell Rep., 6, 417−422.
  147. Y., Katoh M., Hisajima S. (2001) Salt Tolerance of in vitro established salt- tolerance rice plants during growth in soil. Biologia Plantarum, 44(3), 463−466.
  148. Minocha, S.C. and Sun, D.-Y. (1997) Stress tolerance in plants through transgenic manipulation of polyamine biosynthesis. Plant Physiol. Supp., 114, 297
  149. Mohamed M.A.-H, Harris P.J.C., Henderson J. (2000) In vitro selection and characterization of a drought tolerance clone of Tagetes minuta. Plant Science, 159, 213−222.
  150. , J. E., Whitsitt M. S. (1996) Plant cellular responses to water deficit. Plant Growth Regulation, 20, 119−124.
  151. T., Skoog F. (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plantarum, 15,473−497.
  152. Murata, N., Los D. A. (1997) Membrane fluidity and temperature perception//Plant Physiology, 115, 875−879.
  153. M.W., Daniels A., Nadolny L., Brown C. (1975) Sodium chloride tolerant lines of tobacco cells. Plant Sci.Lett., 4, 155−159
  154. Nanjo, F.- Mori, M.- Goto, K.- Hara, Y. (1999) Radical scavenging activity of tea catechins and their related compounds. Biosci. Biotechnol. Biochem., 63, 1621−1623.
  155. Nanjo T, Kobayashi M, Yoshiba Y, Kakubari Y, Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K. (1999a) Antisense suppression of proline degradation improves tolerance to freezing and salinity in Arabidopsis thaliana. FEBS Letters, 461, 205−210.
  156. F.J., Hermelin T., Daskalov S., Nesticky M. (1986) In vitro mutagenesis in vaize. In: Genetic Manipulation in Plant Breeding (Horn W.,
  157. Jensen C.J., Odenbach W., Schieder O. eds.), DeGruyter, Berlin, New York, pp 563−576.
  158. Omae H., Kumar, A., Egawa, Y., Kashiwaba, K., Shono, M. (2005) Midday drop of leaf water content related to drought tolerance in snap bean (Phaseolus vulgaris L.). Plant Prod. Sci., 8, 465−467.
  159. T.J. (1980) Comparision of salt tolerance between Hordeum vulgare and H. jubatum in whole plants and callus cultures. Z. Pflanzenphysiol., 98, 105−118.
  160. W.A., Bouton J.H. (1990) Aluminum tolerance in alfalfa as expressed in tissue culture. Crop Sci., 30, 387−389.
  161. Pasternak GW, Kolesnikov YA, Babey AM. (1995) Perspectives on the N-methyl-D-aspartate/nitric oxide cascade and opioid tolerance. Neuropsychopharmacology, 13,309−313.
  162. , A.H., Vajranabhaiah S.N., Chandrashekhara R. (1994) Changing patterns in water relation and solukte contens during callus development under stress in sunflower (Helianthus annum L.). Advanced in Plant Science, 7, 223−225.
  163. Parvanova, D. et al (2004). Transgenic Tobacco Plants Accumulating Osmolytes Show Reduced Oxidative Damage under Freezing Stress. Plant Physiology and Biochemistry 42, 57−63.
  164. , S. (2003). Building stress tolerance through over-producing trehalose in ransgenic plants. Trends Plant Sci, 8 (8), 355—357.
  165. Plaut Z, Federman E (1985) A simple procedure to overcome polyethylene glycol toxicity on whole plants. Plant Physiol, 79,559−561
  166. Prasad A, Narayanan S, Husain S, PadderF, Waclawiw M, Epstein N, Quyyumi AA (2000) Insertion-deletion polymorphism of the ACE gene modulates reversibility of endothelial dysfunction with ACE inhibition. Circulation, 102(1), 35−41.
  167. M.M., Kaul K. (1989) Differentiation of sodium chloride tolerant cell lines of tomato (Lycopersicon esculentum Mill.): cv. Jet Star. J. Plant Physiol., 133,710−712.
  168. Rhodes D, Hanson AD. (1993) Quaternary ammonium and tertiary sulfonium compounds in higher plants. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol. 44, 357−384.
  169. , D., Handa S., Bressan R. A. (1986) Metabolic changes associated with adaptations of plant cells to water stress. Plant Physiology, 82, 890−903.
  170. , D. M., Harmon A. C. (1992) Calcium-modulated proteins targets of intracellular calcium signals in higher plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 43, 375−414.
  171. Romeis, T., Piedras P., Jones J. D. G. (2000) Resistance gene-dependent activation of a calcium-dependent protein kinase in the plant defense response. The Plant Cell, 12, 803−815.
  172. Roy, M. and Wu, R. (2001) Arginine decarboxylase transgene expression and analysis of environmental stress tolerance in transgenic rice. Plant Sci., 160, 869−875.
  173. , A., Weiss D., Lurie S. (1998) Heat-shock proteins and cross-tolerance in plants. Hysiologia Plantarum, 103, 437−441.
  174. Safarnejad A- Collin H.A., Bruce K.D., McNeilly T. (1996) Characterization of alfalfa (Medicago sativa L.) following in vitro selection for salt tolerance. Euphytica, 92, 55−61.
  175. Sakamoto A., Alia, Murata N. (1998) Metabolic engineering of rice leading to biosynthesis of glycinebetaine and tolerance to salt and cold. Plant Mol Biol 38, p. 1011−1019.
  176. Sakamoto A., Valverde R., Alia, Chen THH, Murata N. (2000) Transformation of Arabidopsis with the codA gene for choline oxidase enhances freezing tolerance of plants. Plant J 22, p. 449−453.
  177. Samuel, R.A., W.O. Scott and R.G. Hoft. (1986) Modern Corn Production. 3rd ed. A&L Publish. Inc., Station A, Box F, Champaign, Illinois, USA.
  178. Saneoka H., Nagasaka C., Hahn D.T., Yang W.-J., Premachandra G.S., Joly R.J., Rhodes D. (1995) Salt tolerance of glycine-betaine-deficient and containing maize lines. Plant Physiol., 107, 631−638.
  179. Sawahel, W.A., and Hassan A.H. (2002) Generation of transgenic wheat plants producing high levels of the osmoprotectant proline. Biotech. Lett. 24, p, 721−725.
  180. M.P., Richard J.C., Carver B.F., Mornhi N.W. (1988) Water relations in winter wheat as drought resistance indicators. Crop Sci., 28, 526−531.
  181. Sergio J. O. and Power J. B. (1988) Selection for salt and drought tolerance in protoplast- and explast-drived tissue cultures of Colt cherry (Prunus avium x pseudocerasus). Tree Physiology, 5, 259−266.
  182. Shabala S, Newman I, Whittington J, Juswono U. (1998) Protoplast ion fluxes: their measurement and variation with time, position and osmoticum. Planta, 204, 146−152.
  183. Sinclair T.R., Ludlow M.M. Who taught plant thermodynamics? (1985) The unfulfilled potential of plant water potential. Aust.J.Plant Physiol., 12, 213−217.
  184. Smirnoff N, Cumbes QJ (1989) Hydroxyl radical scavenging activity of compatible solutes. Phytochemistry, 28, 1057−1060.
  185. R.H., Bhashkaran S., Miller F.R. (1985) Screening for drought tolerance in sorghum using cell culture. In Vitro Cell and Dev. Biol., 21, 541−543.
  186. Smith M.K., McComb J.A. (1983) Selection for NaCl-tolerance in cell cultures of Medicago sativa and recovery of plants from a NaCl-tolerant cell line. Plant Cell Rep., 2, 126−128.
  187. D.D., Duncan D.R., Widholm J.M. (1990) Proline and polyamine involvement in chilling tolerance of maize suspension cultures. J. Exper. Bot., 41, 289−294.
  188. Srivastava, P.K., Udono, H., Blachere, N.E., Li, Z. (1994) Heat shock proteins transfer peptides during antigen processing and CTL priming. Immunogenetics, 39, 93−98.
  189. D.K., Gupta V.K., Sharma D.R. (1994) Regeneration in water stress tolerant callus cultures of tomato (Lycopersicon esculentum L. cv. Solan Gold). Abstr. VIII Intern. Congr. «Plant Tissue and Cell Culture», Florence, Italy, pp. 124.
  190. Steponkus PL, Uemura M, Joseph RA, Gilmour SJ, Thomashow MF (1998) Mode of action of the COR15a gene on the freezing tolerance of Arabidopsis thaliana. Proc Natl Acad Sci USA 95, 14 570−14 575.
  191. , L., Zeiger E. (1998) Plant Physiology 3rd Edition. Sinauer Associates, Sunderland, Massachusetts, USA.
  192. , K., Isobe M., Muto S. (1997) An increase in cytosolic calcium ion concentration precedes hypoosmotic shock-induced activation of protein kinases in tobacco suspension culture cells. FEBS Letters, 401, 202−206.
  193. , H., Dorffling K. (1991) Effect of chilling on physiological responces and changes inhormone level in two Euphorbia polcherinia varieties with different chilling tolerance. J. Plant Physiol., 13a, 934−940
  194. , H., Balko C., Brettschneider B., Melz G., Dorffling K. (2004) Improved frost tolerance and winter survival in winter barley (Hordeum vulgare L.) by in vitro selection of proline overaccumulating lines. Euphytica, 139, 19−32.
  195. Tarczynski MC, Jensen RG, Bohnert HJ (1993) Stress protection of transgenic tobacco by production of the osmolyte mannitol. Science, 259, 508−510
  196. Thomas, R., Thieffry, D., Kaufrnan, M. (1995) Dynamical behavior of biological regulatory networks-1. Biological role of feedback loops andpractical use of the concept of the loop-characteristic state. Bull. Math. Biol., 57(2), 247−276.
  197. , A. J., Malho R. (1998) Ca.sup.2+. signaling in plant cells: the big network. Current Opinion in Plant Biology, 1, 428−433.
  198. Van der Bulk R.W. (1991) Application of cell and tissue culture and in vitro selection for disease resistance breeding — a review. Euphytica, 56, 269−285.
  199. Vannini A., Volpari C., Filocamo G., et al (2004) Crystal structure of a eukaryotic zinc-dependent histone deacetylase, human HDAC8, complexed with a hydroxamic acid inhibitor. Proc Natl Acad Sci USA 101, 15 064−15 069
  200. Vanjildoq E, Bae TW, Riu KZ, Kim SY, Lee HY.(2005) Overexpression of Arabidopsis ABF3 gene enhances tolerance to drought and cold transgenic lettuce (Lactuca sativa). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 83,41−50.
  201. Webb, A. A. R., Mcanish M. R., Taylor J. E., Hetherington A. M. (1996) Calcium ions as intracellular second messengers in higher plants. Advances in Botanical Research, 22, 45−96.
  202. Wang, h., hAo, J., CheN, X., hAo, z., wANG, X., lou, y., PeNG, y., and Guo, z. (2007) Overexpression of rice WrKy89 enhances ultraviolet B tolerance and disease resistance in rice plants. Plant Molecular Biology, 65, 799−815.
  203. Wesley B. Brace, Gregory O. Edmeades and Thomas C. Barker (2002) Molecular and physiological approaches to maize improvement for drought tolerance, Journal of Experimental Botany, 53(366), 13−25.
  204. Wettstein, J. and Nelson J. (2003) Global warming threatens food shortages in developing countries. in the website http://www.futureharvest.org/news/climate.shtn as surfed on May 12,2003, e-mail: [email protected]
  205. Widoretno, W., Megia R., dan Sudarsono. (2003) Reaksi embrio somatic kedelai terhadap poliethilene glicol dan penggunaannya untuk seleksi in vitro terhadap cekaman kekeringan. Hayati, 10(4), 134−139.
  206. I. (1991) Characterization of salt tolerant alfalfa (Medicago sativa L.) plants regenerated from salt tolerant cell lines. Plant Cell Rep., 10, 561−564.
  207. I. (1996) Characterization of rice (Oryza sativa L.) plants regenerated from salt tolerant cell lines. Plant Science, 113, 105−111.
  208. Xu Y, Ashley T, Brainerd EE, Bronson RT, Meyn MS and Baltimore D (1996) Targeted disruption of ATM leads to growth retardation, chromosomal fragmentation during meiosis, immune defects, and thymic lymphoma. Genes Dev., 10,2411−2422.
  209. Ye J.M., Kao K.N., Harvey B.L., Rossnagel B.G. (1987) Screening salt-tolerant barley genotypes via Fl-anther culture in salt stress media. Theor. Appl. Genet., 74, 426−429.
  210. Yeo A. (1998) Molecular biology of salt tolerance in the context of whole-plant physiology. J. Exper. Bot., 49, 915−929.
  211. Yeo H-J, Sawides SN, Iierr AB, Lanka E and Waksman G (2000) Crystal structure of the hexameric traffic ATPase of the Helicobacter pylori type IV secretion system. Mol Cell, 6,1461−1471.
  212. Zair I., A. Chlyah K. Sabounji M. Tittahsen and H. Chlyah, (2003) Salt tolerance improvement in some wheat cultivars after application ofin vitro selection pressure. Plant Cell Tissue Organ Cult., 73,237−244.
  213. I., Chlyah A., Safounji K., Tuttahsen M., Chlyah H. (2003) Salt tolerance improvement in some wheat cultivars after application of in vitro selection pressure. Plant Cell Tissue Organ Culture, 73, 237−244.
  214. , H. -X. and Blumwald, E. (2001) Transgenic salt-tolerant tomato plants accumulate salt in foliage but not in fruit. Nature Biotechnol. 19, 765−768.
  215. Zhao C, Johnson b, Kositsup B, Beers E. (2000) Exploiting secondary growth in Arabidopsis. Construction of xylem and bark cDNA libraries and cloning of three xylem endopeptidases. Plant Physiology, 123, 1185−1196.
  216. Zhu, B. C., Su, J., Chan, M. C., Verma, D. P. S., Fan, Y. L. and Wu, R. (1998) Over-expression of a A -pyrroline-5-carboxylate synthetase gene and analysis of tolerance to water-stress and salt-stress in transgenic rice. Plant Sci., 139,41−48.
Заполнить форму текущей работой

Заказал и сдал!